Artigo de método

A pele completa Defeito Modelo Estudar a vascularização de Biomateriais In Vivo

DOI:

10.3791/51428

⸱

28 de agosto de 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital rechts der Isar, Technische Universität München, 2Institute for Signal Processing, University of Lübeck, 3Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zürich, 4FONDAP Center for Genome Regulation, Facultad de Ciencias, Universidad de Chile

Neste artigo

Resumo

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A vascularização é essencial para abordagens de engenharia de tecidos bem sucedida. Portanto, tecnologias confiáveis ​​são necessários para avaliar o desenvolvimento de redes vasculares em tecido construções. Aqui apresentamos um método simples e de baixo custo para visualizar e quantificar a vascularização in vivo.

Resumo

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Vascularização insuficiente é considerada um dos principais fatores que limitam o sucesso clínico de construções de engenharia de tecidos. A fim de avaliar novas estratégias que visam melhorar a vascularização, métodos confiáveis ​​são necessários para fazer o em-crescimento de novos vasos sanguíneos em andaimes bio-artificial visíveis e quantificar os resultados. Ao longo dos últimos dois anos, nosso grupo apresentou um modelo de defeito pele completa que permite a visualização direta dos vasos sanguíneos por transiluminação e oferece a possibilidade de quantificação através da segmentação digital. Neste modelo, uma cria cirurgicamente defeitos da pele cheio nas costas de camundongos e substitui-los com o material testado. Moléculas ou células de interesse, também pode ser incorporado em tais materiais para estudar o seu efeito potencial. Depois de um tempo de observação de uma de própria escolha, os materiais são explantada para avaliação. Feridas bilaterais oferecem a possibilidade de fazer comparações internas ªa minimizar artefactos entre indivíduos, bem como de diminuir o número de animais necessários para este estudo. Em comparação com outras abordagens, o nosso método oferece uma análise simples e eficaz, confiável e de custo. Nós implementamos este modelo como uma ferramenta de rotina para realizar a triagem de alta resolução ao testar a vascularização de diferentes biomateriais e abordagens bio-ativação.

Introdução

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Em décadas recentes, a engenharia de tecidos, abriu uma nova opção terapêutica para substituir defeitos de tecidos com células do próprio corpo um. A fim de apoiar o processo fisiológico da regeneração de tecidos, andaimes são concebidos como uma estrutura biodegradável, que proporciona um cenário em que as células do leito da ferida pode crescer e restaurar o defeito de 2,3.

Vascularização insuficiente é considerada o principal obstáculo que impede o avanço clínico de andaimes Bioartificiais 4. Com o crescimento de células, a procura de nutrientes e de oxigénio e aumento da vascularização do material torna-se essencial. Vascularização insuficiente ou atrasada pode, portanto, levar à necrose central de produtos da engenharia de tecidos 5. Além disso, os vasos sanguíneos fornecem células imunocompetentes e remover os resíduos metabólicos na zona de regeneração. Altas taxas de infecção e baixa regeneração são apenasalgumas das consequências de perfusão sanguínea insuficiente observados na engenharia de tecidos, que são destinadas a ser evitada pelo aumento da vascularização dos andaimes 6,7.

Várias estratégias que visam melhorar a vascularização foco no papel fundamental da própria biomaterial ea microestrutura do andaime. Há esforços de pesquisa intensiva para desenvolver novas abordagens em mudar o processo de cicatrização de reparação para a regeneração, assim, (re) produzir um tecido com propriedades fisiológicas mais próximos o único a ser restaurados 8,9. Biomateriais que foram estudados e avaliados no que diz respeito ao seu potencial regenerativo incluído colágeno, fibrina, quitosana e alginato 10,11. Estes biomateriais podem ser usados ​​e combinados como uma espinha dorsal para a construção de novos scaffolds utilizando diferentes estratégias como descelulação tecido, auto-montagem, prototipagem rápida e eletrofiação 12. A fim de ENHance própria capacidade regenerativa do corpo, andaimes podem ser bioactivado. A incorporação de crescimento angiogénico recombinante factores 13 ou genes vectores que codificam para factores tais 14 demonstrou melhorar a vascularização do andaime. A utilização de células estaminais tem sido amplamente demonstrado ser uma estratégia promissora para melhorar a vascularização, em que as células estromais mesenquimatosas e células progenitoras endoteliais ganharam mais atenção 15,16. Outras abordagens tentam construir estruturas que contêm redes de vasos pré-fabricadas antes do transplante 17. Apesar dos esforços intensivos em design de andaime e sua bio-ativação, nenhuma estratégia melhorou a vascularização em um nível clinicamente significativo e, com exceção de substituições dérmicas em queimaduras maciças, a tradução de materiais de bioengenharia na rotina clínica é só ocorrendo hesitante 18 .

Uma das razões pelas quais a vascularizaçãode construções de tecidos artificiais é ainda um problema não resolvido, é a dificuldade de avaliar o sucesso das novas tecnologias em abordagens in vivo. Embora experiências in vitro pode fornecer informações importantes sobre o potencial de vascularização de andaimes, modelos animais apropriados são necessários para estudar os parâmetros-chave, tais como a biocompatibilidade do material, a segurança ea eficácia do tratamento e, de particular importância, a vascularização do tecido construir. Portanto, ferramentas confiáveis ​​para visualizar e quantificar redes de vasos sanguíneos in vivo são essenciais.

Neste estudo apresentamos um método simples e confiável que permite a visualização e quantificação da rede vascular no interior andaimes explante. Este método baseia-se no tecido de transiluminação e segmentação digital. Uma vez que este método é não-invasivo, que permite novas análises moleculares e histológicos do material alvo.

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Protocolo

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1 Preparação de andaimes

  1. Gerar amostras dos scaffolds usando 12 milímetros punções.
  2. Para introduzir moléculas bioativas ou células para o cadafalso, drenar os andaimes delicadamente apertando-os com uma gaze estéril. Em seguida, re-hidratar os andaimes por adição de 160 ul de uma solução contendo as moléculas bioactivas ou células de interesse. Confira o sucesso de bioactivação com células através de ensaios metabólicos, como MTT Ensaios.
  3. Se necessário, corrigir os compostos ou as células a serem testadas dentro do andaime, fornecendo-lhes, por exemplo, em uma solução de fibrina-trombina ou um hidrogel, de novo por meio de re-hidratação, conforme descrito no passo 1.2.
    NOTA: Este passo pode ser útil quando os compostos ou as células não dão mecanicamente com o material. Pode-se também controlar a dinâmica de libertação dos compostos ..
  4. Prepare as malhas titanizada, que serão colocados sob cada andaime em cada grupo experimental e controle, por cortandog pedaços em forma redonda, de aproximadamente 14 mm de diâmetro.
    NOTA: A malha titanizada funciona como uma fronteira física necessária para delimitar o tecido regenerado a partir do leito da ferida.

2. Animais

  1. Antes da implementação do modelo apresentado, consultar as leis de proteção aos animais correspondentes e obter a permissão das autoridades locais. Neste trabalho, todos os experimentos foram realizados com camundongos, de acordo com a atual lei de protecção dos animais alemão e aprovado pelo Governo do Distrito da Alta Baviera (Regierung von Oberbayern).
  2. Escolha cuidadosamente o animal e tensão. Apesar de se ter estabelecido o modelo de ratos, que podem ser convertidos para outros animais comuns, tais como ratos, coelhos ou porcos.
  3. No caso de você estiver trabalhando com animais de pêlo, raspar a parte de trás dos animais antes da implantação dos andaimes.
    NOTA: Este trabalho utiliza ratos de 6 a 8 semanas de idade, com peso corporal entre 20 ge 25 g, no entanto diferentes idades e bpesos ody também pode ser usado.

3 Anestesia

  1. Conduzir a operação em condições estéreis. A fim de manter a temperatura normal do corpo do animal, utilizar um tapete de aquecimento.
  2. Antes da anestesia por inalação os animais recebem buprenorfina a uma dose de 0,05-0,1 mg / kg de peso corporal, por via subcutânea a cada 8 horas.
  3. Colocar o animal sob anestesia inalação (isoflurano) ou aplicar procedimentos padrões equivalentes. Confirme anestesia ou apertando suavemente os dedos do animal ou através de uma pitada de pele.
  4. Para evitar exsiccosis, injectar 0,5 ml de solução salina fisiológica por via subcutânea, no início da operação.

4. Excisão da Pele

  1. Colocar o animal em posição prona e marcar a linha média das costas do rato com uma ponta fina caneta permanente (Figura 1A).
  2. Definir a área da excisão. Coloque os defeitos na área mostrada na Figure 1C. Note-se que se os defeitos são colocados muito caudal, os animais são mais propensas a remover os curativos e os andaimes.
  3. Criar rodada defeitos bilaterais através de um 10 milímetros biópsia (Figura 1B). O perfurador deve ser cuidadosamente forçado contra a pele e não deve ser usada para cortar completamente através da pele, mas para delinear a área de excisão (Figuras 1C e 1E).
  4. Delicadamente levante a pele marcada com uma pinça e inciso ao longo do círculo marcado com tesouras cirúrgicas finas (Figura 1F). Em caso de hemorragia, comprimir cuidadosamente com gaze estéril. Uma descrição passo a passo da excisão é mostrado na Figura 1.
    NOTA: O defeito é criado com um perfurador menor do que aquele para gerar os andaimes, para compensar o alargamento do defeito devido à elasticidade da pele.

5. andaime Implantação

  1. A fim de abrir espaço para a titazado malha, estender a separação da pele e do tecido subjacente nas fronteiras da ferida para 2-4 mm (Figura 2A).
  2. Coloque a titanizada engrenar no defeito directamente no leito da ferida e sob as bordas da ferida (Figuras 2A e B).
  3. Coloque andaimes diretamente sobre a malha.
  4. Suturar os andaimes para as bordas da ferida adjacente por 4 a 6 nós individuais, deixando os bordos ligeiramente ao longo do esqueleto (Figura 2C).
    NOTA: Evite o uso de suturas biodegradáveis.
  5. Suturar uma ferida curativo transparente acima dos defeitos para proteger a armação, enquanto que permite um controlo da área da ferida (Figura 2D).

6 Cuidados Pós-Operatórios

  1. Mantenha um rato por gaiola para evitar manipulação mútua do curativo e andaimes.
  2. Avaliar o estado geral do animal diariamente pela atividade observando motor, peso do corpo, sinais de dor, tolerânciaao molho e auto-mutilação. Também monitorizar a área da ferida para o sangramento, local e sintomas sistémicos de infecção e a posição do penso.
  3. A fim de minimizar a dor do animal, injecta-buprenorfina por dia numa dose de 0.05-0.1 mg / kg de peso corporal ou analgésicos equivalente.
  4. Se o rato elimina ou danifica o curativo, substituir ou recolocá-la sob anestesia.

7 Eutanásia e explantes do andaime

  1. Em intervalos de tempo desejados, sacrificar os animais por overdose de pentobarbital (150 mg / kg).
  2. Marque o local da excisão de pele com um marcador permanente, que deve incluir os andaimes e tanto o mouse de volta pele possível (Figura 3A).
  3. Faça uma incisão na pele ao longo das linhas marcadas com uma tesoura ou um bisturi. Retire toda a pele, incluindo os andaimes e malha titanizada, do tecido subjacente através de uma preparação sem corte (Fifigura 3B).
  4. Colocar o tecido explantado estendido sobre uma placa de Petri (Figura 3C e D)

8 visualização e quantificação da Rede Vascular

  1. Transiluminação:
    1. Configurar um dispositivo transillumination, com a montagem de uma placa de Petri sobre uma forte fonte de luz branca (100 Watt lâmpada padrão).
    2. Corrigir uma câmera digital acima da transilluminator obter fotos digitais.
    3. Colocar as amostras de cabeça para baixo na placa de Petri sobre o dispositivo transillumination.
    4. Tirar fotos dos andaimes completos em modo macro, bem como de áreas de igual tamanho de pele normal. Armazenar as imagens em um formato TIFF, para posterior análise digital.
    5. Salve o tecido para posterior análise bioquímica ou histológica.
  2. Segmentação Digital e quantificação:
    1. Baixe e instale o software VesSeg-Tool, que pode ser obtido free de carga em: http://www.isip.uni-luebeck.de/index.php?id=150&L=2%255 .
    2. Abra a imagem com o software VesSeg-Tool.
    3. Selecione a área da imagem coberta pelo andaime para análise digital (Imagem → Select).
    4. Para aumentar o contraste dos vasos use a opção "thresholding histerese" (Imagem → melhoria navio filtro → histerese limiar → Top-Hat transformação → melhoria navio Calcular).
    5. Prossiga com a segmentação do mapa navio (fronteiras Imagem → melhoria navio filtro → histerese limiar → limiar). Selecione o primeiro limiar ("cobertura de navio"), de modo que cada pixel, o que é mesmo remotamente navio-like, serão rotulados como vaso. Selecione o segundo limiar ("cobertura de Fundo"), para que apenas os pixels que são particularmente navio-como vai ser rotulado como vasos.
    6. Confira a proposta de segmentação automática manualmente para adicionar navios não capturados e eliminar estruturas falso-positivos comuns, que geralmente são estruturas longas e finas de navios-like, como cabelos ou suturas.
    7. Calcule o comprimento dos vasos e a área total coberta por navios (estatísticas Imagem → Imagem → estatísticas imagem binária).
      NOTA: Para o cálculo dos comprimentos de navios, navios no mapa navio resultando sejam reduzidas a linhas com uma largura de um pixel 20.
  3. Analisar a área da pele nativa sob os mesmos parâmetros que os andaimes, a atribuição de um valor de 100% para o tecido nativo e relacionar o andaime para esse valor. Por exemplo, se a percentagem de pixels brancos é de 60% no tecido normal e de 30% no andaime, que representaria uma vascularização 50% do andaime. Nota: A cobertura branca vasos é atribuída à área de um quadrado em torno do andaime. Ajuste o número de pixels brancos consi coberturadering que a área do círculo é significativamente menor (π x R 2) do que o quadrado (4 x R 2).

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Resultados

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Um defeito da pele completa bilateral de confiança podem ser criados no ratinho (Figura 1), em que a pele pode ser substituído por um biomaterial sob estudo (Figura 2). Aqui, sem grandes complicações são observadas durante ou após o procedimento operatório, nem sinais macroscópicos de infecção ou reação de corpo estranho. Em casos raros, um andaime se perde quando um rato remove-lo. Contracção da ferida não foi observado (Figura 3). Transiluminação tecido permitiu melho...

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Discussão

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Há uma necessidade de se estabelecer abordagens bem sucedidas na melhoria da perfusão sanguínea em engenharia de tecidos construções, o que exige o desenvolvimento de novos métodos confiáveis ​​para estudar os processos de vascularização dentro dos biomateriais. Os métodos mais comuns para fazer andaime vascularização ex vivo disponíveis incluem a utilização de microscopia, que proporciona uma ferramenta de alta-resolução. Na maioria dos casos, no entanto, este método é limitado à análise de pequenas áreas de t...

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Divulgações

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Declaração de conflito de interesse:

Todos os autores: Nenhum

Divulgações financeiras:

Nenhum dos autores tem interesse financeiro em qualquer um dos produtos, dispositivos ou drogas mencionadas neste artigo.

Agradecimentos

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Integra modelo regeneração dérmica foi gentilmente cedido pela Integra Life Sciences Corporation. Fontes de fundos de apoio à obra: Este trabalho foi parcialmente financiado pela CIRM-BMBF precoce Translational II Prêmio e do Centro FONDAP para a regulação do genoma, tanto para JTE (Nr 15090007.).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Ethilon P-3 13 mm 3/8 círculo 5-0Ethicon, Norderstedt, Alemanha698GEthilon poliamida-6 precisão ponto-reverso sutura
Punções de biópsia (10 mm)Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, EUAP1050
Punções de biópsia (12 mm)Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, EUAP1250
Câmera digital Ricoh, Hannover, AlemanhaCx1
Gazin Mullkompresse Lohmann und Rauscher, Neuwied, Alemanha13622Gaze estéril (10 cm x 10 cm)
Andaime à base de colágeno de camada dupla (8' x 10')Integra Life Science Corporation, Plainsboro, NJ, EUA88101
Isoflurano, gás líquido para anestesia inalatória Baxter, Unterschleissheim, Alemanha100196040
Pentobarbital, 16 g / 100 mlFa. Merial, Hallbergmoos
Nuri Nu/Nu Camundongos nus, CrLNU-Foxn1nuCharles River, Sulzfeld, AlemanhaCódigo da cepa 088Camundongos nus atímicos, 6 a 8 semanas de idade e com peso corporal entre 20 e 25 g 
Buprenorfina (0,3 mg/ml)Essex Pharma GmbH, Munique, Alemanha
Malha titanizada (15 cm x 15 cm), extralevePFM Medical AG, Kö ln, Alemanha6000029
Tissucol Duo S Immuno 2 mlBaxter Germany GmbH, Unterschleiß heim, AlemanhaB1332020110614Solução de fibrina-trombina 
Campo adesivo transparente (30,5 cm x 26 cm)KCI Medical Products, Wimborne Dorset, Reino UnidoM6275009/10

Referências

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  1. Rahaman, M. N., Mao, J. J. Stem cell-based composite tissue constructs for regenerative medicine. Biotechnology and Bioengineering. 91 (3), 261-284 (2005).
  2. Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering. Nature Biotechnology. 23, 47-55 (2005).
  3. Machens, H. G., Berger, A. C., Mailaender, P. Bioartificial skin. Cells Tissues Organs. 167, 88-94 (2000).
  4. Priya, S. G., Jungvid, H., Kumar, A. Skin tissue engineering for tissue repair and regeneration. Tissue Engineering Part B: Reviews. 14, 105-118 (2008).
  5. Papavasiliou, G., Cheng, M. H., Brey, E. M. Strategies for vascularization of polymer scaffolds. Journal of Investigative Medicine. 58 (7), 838-844 (2010).
  6. Laschke, M. W., et al. Angiogenesis in tissue engineering: breathing life into constructed tissue substitutes. Tissue Engineering. 12, 2093-2104 (2006).
  7. Zhong, S. P., Zhang, Y. Z., Lim, C. T. Tissue scaffolds for skin wound healing and dermal reconstruction. Wiley Interdisciplinary Reviews Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 510-525 (2010).
  8. Liu, G., Zhang, Y., Liu, B., Sun, J., Li, W., Cui, L. Bone regeneration in a canine cranial model using allogeneic adipose derived stem cells and coral scaffold. Biomaterials. 34 (11), 2655-2664 (2013).
  9. Hansson, A., Di Francesco, T., Falson, F., Rousselle, P., Jordan, O., Borchard, G. Preparation and evaluation of nanoparticles for directed tissue engineering. International Journal of Pharmaceutics. 439 (1-2), 73-80 (2012).
  10. Sarkar, S. D., Farrugia, B. L., Dargaville, T. R., Dhara, S. Chitosan-collagen scaffolds with nano/microfibrous architecture for skin tissue engineering. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 18, (2013).
  11. Wang, X., et al. The roles of knitted mesh-reinforced collagen-chitosan hybrid scaffold in the one-step repair of full-thickness skin defects in rats. Acta Biomaterials. 9 (8), 7822-7832 (2013).
  12. Rizzi, S. C., Upton, Z., Bott, K., Dargaville, T. R. Recent advances in dermal wound healing: biomedical device approaches. Expert Review of Medical Devices. 1, 143-154 (2010).
  13. des Rieux, A., et al. 3D systems delivering VEGF to promote angiogenesis for tissue engineering. Journal of Controlled Release. 150, 272-278 (2011).
  14. Reckhenrich, A. K., et al. Bioactivation of dermal scaffolds with a non-viral copolymer-protected gene vector. Biomaterials. 32, 1996-2003 (2011).
  15. Chen, J., et al. The Key Regulatory Roles of the PI3K/Akt Signaling Pathway in the Functionalities of Mesenchymal Stem Cells and Applications in Tissue Regeneration. Tissue Engineering Part B Rev. 19, 516-528 (2013).
  16. Fedorovich, N. E., et al. The role of endothelial progenitor cells in prevascularized bone tissue engineering: development of heterogenous constructs. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2355-2367 (2010).
  17. Wang, L., et al. Osteogenesis and angiogenesis of tissue-engineered bone constructed by prevascularized β-tricalcium phosphate scaffold and mesenchymal stem cells. Biomaterials. 36, 9452-9461 (2010).
  18. Cuadra, A., et al. Functional results of burned hands treated with Integra. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 65 (2), 228-234 (2012).
  19. Wilcke, I., et al. VEGF(165) and bFGF protein-based therapy in a slow release system to improve angiogenesis in a bioartificial dermal substitute in vitro and in vivo. Langenbecks Arch Surg. 392 (3), 305-314 (2007).
  20. Condurache, A., Aach, T., Grzybowsky, S., Machens, H. G. Vessel segmentation and analysis in laboratory skin transplant micro-angiograms. Proceedings of the Eighteenth IEEE Symposium on Computer-Based Medical Systems. , 21-26 (2005).
  21. Danner, S., et al. The use of human sweat gland-derived stem cells for enhancing vascularization during dermal regeneration. Journal of Investigative Dermatology. 132 (6), 1707-1716 (2012).
  22. Shaterian, A., et al. Real Time Analysis of the Kinetics of Angiogenesis and Vascular Permeability in an Animal Model of Wound Healing. Burns. 35 (6), 811-817 (2009).
  23. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nature Medicine. 9 (6), 713-725 (2003).
  24. Bergeron, L., Tang, M., Morris, S. F. A review of vascular injection techniques for the study of perforator flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 117, 2050-2057 (2006).
  25. Schlatter, P., König, M. F., Karlsson, L. M., Burri, P. H. Quantitative study of intussusceptive capillary growth in the chorioallantoic membrane (CAM) of the chicken embryo. Microvascular Research. 54 (1), 65-73 (1997).
  26. Lehr, H. A., Leunig, M., Menger, M. D., Nolte, D., Messmer, K. Dorsal skinfold chamber technique for intravital microscopy in nude mice. American Journal of Pathology. 143 (4), 1055-1062 (1993).
  27. Menger, M. D., Jäger, S., Walter, P., Hammersen, F., Messmer, K. A novel technique for studies on the microvasculature of transplanted islets of Langerhans in vivo. International journal of microcirculation, clinical and experimental. 9 (1), 103-117 (1990).
  28. Laschke, M. W., et al. Three-dimensional spheroids of adipose-derived mesenchymal stem cells are potent initiators of blood vessel formation in porous polyurethane scaffolds. Acta Biomaterials. 9 (6), 6876-6884 (2013).
  29. Egaña, J. T., et al. Use of human mesenchymal cells to improve vascularization in a mouse model for scaffold-based dermal regeneration. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1191-1200 (2009).
  30. Condurache, A., Aach, T. Vessel segmentation in angiograms using hysteresis thresholding. Proceedings of the Ninth IAPR Conference on Machine Vision Applications. , 269-272 (2005).
  31. Egaña, J. T., et al. Ex vivo method to visualize and quantify vascular networks in native and tissue engineered skin. Langenbecks Archives of Surgery. 394, 349-356 (2009).

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