Artigo de método

Técnicas de coleta de sangue não terminal em cobaias

DOI:

10.3791/51982

11 de outubro de 2014

Neste artigo

Resumo

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Apesar de ser um modelo conhecido, a cobaia representa atualmente um nicho em ciências experimentais em animais e dados limitada disponível sobre a execução da maioria dos procedimentos. Apresentamos aqui quatro abordagens diferentes para não-terminal em técnicas de amostragem de sangue vivo em qualquer cobaias conscientes ou anestesiados.

Resumo

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As cobaias possuem várias semelhanças biológicas para os seres humanos e são validados modelos animais experimentais 1-3. No entanto, o uso de cobaias representa atualmente uma área relativamente estreita de dados de pesquisa e descritivos sobre metodologia específica é correspondentemente escasso. As características anatômicas de cobaias são um pouco diferentes de outros modelos de roedores, daí modulação de técnicas de amostragem para acomodar as diferenças espécie-específicos, por exemplo., Em comparação com camundongos e ratos, são necessários para obter amostras suficientes e de alta qualidade. Como tanto a longo e curto prazo em estudos in vivo, muitas vezes requerem repetidas sangue amostragem a escolha da técnica deve ser bem considerado, a fim de reduzir o estresse e desconforto nos animais, mas também para garantir a sobrevivência, bem como o cumprimento dos requisitos de tamanho da amostra e acessibilidade. Amostras de sangue venoso pode ser obtido em uma série de sites em cobaias por exemplo., A safena e jugularveias, cada uma das técnicas que contém tanto vantagens como desvantagens 4,5. Aqui, apresentamos quatro técnicas de amostragem de sangue diferentes para ambos cobaias conscientes ou anestesiados. Os procedimentos são todos os procedimentos não-terminal na condição de os volumes de amostra e número de amostras não exceder as diretrizes para coleta de sangue em animais de laboratório 6. Todos os métodos descritos têm sido exaustivamente testado e aplicado para repetido em amostras de sangue vivo em estudos dentro do nosso centro de pesquisa.

Introdução

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A cobaia um modelo experimental animal valioso e validado devido a um número de semelhanças biológicos para os seres humanos, tais como a exigência de uma fonte dietética de vitamina C, a lipoproteína plasmática comparável enzimas que metabolizam e perfis de lipoproteína, bem como semelhanças compartilhadas com placentação humana e desenvolvimento pré-natal 1-3,7,8. Isso faz com que a cobaia um modelo atraente e adequado para estudar os efeitos de doenças associadas à dieta, como a doença não alcoólica do fígado gorduroso, doenças cardiovasculares e efeitos putativos de deficiência de vitamina C, mas também o efeito de, por exemplo., A intervenção dietética materna sobre o desenvolvimento prole.

Coleta de sangue repetida muitas vezes é necessária tanto em curto e longo prazo em estudos in vivo. Devido às diferenças anatómicas específicas de espécies é necessário modulação da técnica de amostragem, a fim de obter amostras de sangue em cobaias, em comparação com outros modelos de roedores 4,5. Isto inclui a variação ao longo de veias e artérias, e também que as cobaias não tem uma cauda, ​​assim, ter diferentes requisitos e opções de amostragem e de manuseamento. Amostragem do safena ou veia do tarso, induz o mínimo de desconforto e estresse no animal e não requer anestesia 3,9. Esta técnica permite que as amostras de pequenas quantidades de sangue (100-400 ul), por exemplo, repetido., Para determinar os marcadores bioquímicos no plasma. Se um tamanho ainda mais pequeno da amostra é suficiente (50-100 ul), este pode facilmente ser obtido por punção da veia da orelha. Esta técnica também pode ser levada a cabo em animais conscientes e é útil, por exemplo, quando a medição da glucose no sangue 10,11. A amostragem a partir da veia jugular permite a recolha de maiores quantidades de sangue (1-2 ml), mas requer anestesia.

Aqui, apresentamos quatro técnicas de amostragem de sangue diferentes para ambos cobaias conscientes ou anestesiados. O procedures são todos os procedimentos não-terminal na condição de os volumes de amostra e número de amostras não exceder as diretrizes para coleta de sangue em animais de laboratório 6. É no interesse da boa ciência, bem como de bem-estar animal que o estresse deve ser reduzido ao mínimo. Consequentemente, apenas bem treinados e pessoal competente deve executar os procedimentos com animais.

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Protocolo

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Os procedimentos mostrados foram realizados de acordo com protocolos aprovados pelo animal dinamarquês Experimentação Inspecção no âmbito do Ministério da Alimentação, Agricultura e Pescas.

1. Sangue Amostragem do lateral safena ou Tarsal Veia

  1. Execute este procedimento sem anestesia e com a ajuda de um investigador, uma manipulação a cobaia, e uma coleta de amostra.
  2. Raspar a região tarsal da perna com um barbeador elétrico até que as veias são visíveis. Certifique-se de que a área é grande o suficiente para evitar interferir com a pele no local de punção.
  3. Coloque a perna em um banho de água morna e esfregue suavemente a perna, fazendo com que as veias mais dilatada e evidente.
  4. Limpe a perna com uma toalha limpa e desinfectar o local da punção com gaze ou um chumaço de algodão umedecido com álcool 70%.
  5. Contenha a cobaia e estender a perna para baixo, aplicando pressão suave imediatamente acima do joelho to fornecer estase.
  6. Por punção da veia com uma agulha de 21 G ou lanceta. Recolha de sangue, por exemplo., Usando um tubo de recolha ou capilar. Gentilmente manipular a perna para ajudar o fluxo de sangue.
  7. Solte estase, uma vez que a amostra foi obtida. Aplique um pedaço de gaze ou algodão, com uma leve pressão ao local da punção até que o sangramento parou.
  8. Retorne o animal para sua gaiola e monitor por 5-10 min para assegurar a hemostasia.

2. coleta de sangue da veia da orelha

  1. Executar este procedimento, sem anestesia, quer isoladamente ou, de preferência com a ajuda de um colega.
  2. Desinfetar a superfície dorsal da orelha com gaze ou um chumaço de algodão umedecido com álcool 70%.
  3. Aplicar uma leve pressão para a base da orelha para proporcionar estase.
  4. Por punção da veia com uma agulha de 21 G ou lanceta, e coleta de sangue.
  5. Solte estase, uma vez que a amostra foi obtida, aplique um pedaço de gaze ou algodão com gepressão ntle ao local da punção até que o sangramento parou.
  6. Retorne o animal para sua gaiola e monitor por 5-10 min para assegurar a hemostasia.

3. Sangue Amostragem da veia jugular

  1. Realizar este procedimento com a ajuda de um investigador adicional; uma manipulação da cobaia e uma coleta de amostra.
  2. Anestesiar a cobaia com um anestésico adequado durante toda a duração deste procedimento. Uma mistura de tiletamina (0,93 mg / kg), zolazepam (0,93 mg / kg), xilazina (1,49 mg / kg) e butorfanol (0,06 mg / kg) pode ser usado.
  3. Coloque a cobaia anestesiada em suas costas e retirar delicadamente as pernas dianteiras caudal.
  4. Raspar e desinfectar (por ex., Com 70% de álcool) a parte ventral do pescoço.
  5. Cubra a seringa com heparina ou EDTA antes da amostragem, a fim de reduzir o risco de coagulação.
  6. Palpar a clavícula e inserir um 25 G (ou 23 G) agulha montada em um 1 ml ap seringaximadamente 1 cm lateral à linha média ao nível da articulação do ombro. Manter a seringa em um pequeno ângulo para cima e medial enquanto aplica uma pressão ligeiramente negativa. Evite danificar as estruturas subjacentes como a veia jugular está situado muito superficial. Inclinação do gargalo da cobaia ligeiramente para trás, para proporcionar o aumento da estase venosa.
  7. Libertar as pernas da frente, quando a amostra de sangue é obtida, e aliviar a estase antes de a agulha é retraída. Use um pedaço de gaze seca ou algodão para aplicar pressão suave para o local da punção.
  8. Retorne o animal para uma gaiola de recuperação e monitoramento para garantir a hemostasia e recuperação da anestesia.

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Resultados

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Quatro abordagens diferentes para in vivo de técnicas de amostragem de sangue não-terminal, nem em cobaias conscientes ou anestesiados foram apresentados. Figura 1 ilustra o curso da safena lateral e veia tarsal na cobaia e possíveis locais de punção. Veias da orelha visíveis na superfície dorsal de uma orelha da cobaia são ilustrados na Figura 2 Estas veias pode ser utilizado para a amostragem de sangue, quando apenas um volume muito pequeno, é necessária. A posição do porquin...

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Discussão

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Em comparação com camundongos e ratos, cobaias estão com medo, por natureza e deve ser abordada com calma e tratada corretamente, a fim de reduzir o estresse. Do ponto de vista do bem-estar animal, agindo com cuidado é naturalmente uma prioridade; no entanto, este também irá reduzir o risco de efeitos associados a ansiedade sobre o por exemplo, dados coletados., aumento dos níveis sanguíneos de corticosteróides e glicose 12. Da mesma forma, a movimentação diária irá habituar os animais com os procedi...

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Divulgações

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Os autores não têm nada a revelar. Todos os procedimentos foram aprovados pela Lei de Experimentação Animal da Dinamarca, que está de acordo com o Conselho da Europa Convenção ETS 123.

Agradecimentos

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Reconhecemos a assistência hábil de Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belinda B. Bringtoft e os cuidadores de animais no Departamento de Medicina Experimental, Frederiksberg Campus da Faculdade de Saúde e Ciências Médicas da Universidade de Copenhague, na Dinamarca. Jacob Lønholdt está agradeceu por sua assistência técnica excelente em filmar os procedimentos. Este estudo foi financiado em parte pelo Centro LIFEPHARM de farmacologia in vivo e da Universidade de Copenhagen.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Barbeador elétricoWella (Contura), Dinamarca273207Produto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
Seringas B.Braun-Omnifix-F, Alemanha9161406VProduto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
AgulhasBD Microlance, Espanha301156Pode ser usado um produto alternativo. Vários fornecedores
Tubo de coleta Microvette Sarstedt, D-51588Nü mbrecht, Alemanha201,288,100Produto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
Analisador Accu-CheckRoche A/S Diagnostics, DinamarcaProduto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
Heparin 5000 IE/mlLEO Pharma, DinamarcaPode ser usado um produto alternativo. Vários fornecedores
AnestesiaZoletil 50, Chemvet, DinamarcaPode ser usado um produto alternativo. Vários fornecedores
AnestesiaNarcoxyl vet 20 mg/ml, Intervet, DinamarcaPode ser utilizado um produto alternativo. Vários fornecedores
AnestesiaTorbugesic vet 10 mg/ml, Scanvet, DinamarcaPode ser utilizado um produto alternativo. Vários fornecedores
Pomada neutraProduto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
Gaze ou cotonete Pode ser utilizado um produto alternativo. Vários fornecedores
Desinfetante (álcool 70%)Produto alternativo pode ser usado. Vários fornecedores
para os olhos

Referências

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  1. DeOgburn, R., et al. Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs. Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).
  2. Fernandez, M., Volek, J. S. Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation. Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).
  3. Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs. Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).
  4. Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink. Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).
  5. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).
  6. Guillen, J. FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).
  7. Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage. Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).
  8. Tveden-Nyborg, P., et al. Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs. PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).
  9. Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs. Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).
  10. Greulich, S., et al. Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function. J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).
  11. Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium. Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).
  12. Pilny, A. A. Clinical hematology of rodent species. Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).
  13. Franco, N. H., Olsson, I. A. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).
  14. Van, L. J., et al. eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands. Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).
  15. Sloan, R. C., et al. High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).
  16. Jacobson, C. A. A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs. Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).
  17. Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models. Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).

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