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Artigo de método

Derivação de Cardiac células progenitoras de células estaminais embrionárias

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⸱

DOI:

10.3791/52047

⸱

12 de janeiro de 2015

 ,  , 
1Cardiac Surgery, University of Michigan, 2Leon H Charney Division of Cardiology, New York University School of Medicine

Neste artigo

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Resumo

Neste protocolo, será ilustrada a derivação de células progenitoras cardíacas de células-tronco embrionárias de camundongos e humanos. Uma estratégia importante neste protocolo é enriquecer as células progenitoras cardíacas com citometria de fluxo usando repórteres fluorescentes projetados nas linhagens de células-tronco embrionárias.

Resumo

As células progenitoras cardíacas (CPCs) têm a capacidade de se diferenciar em cardiomiócitos, células musculares lisas (SMC) e células endoteliais e são muito promissoras na terapia celular contra doenças cardíacas. Entre os vários métodos para isolar CPCs, a diferenciação de células-tronco embrionárias (ESC) em CPCs atrai grande atenção no campo, uma vez que as ESCs podem fornecer fonte celular ilimitada. Como resultado, várias estratégias foram desenvolvidas para derivar CPCs de ESCs. Neste protocolo, é descrita a diferenciação e purificação de CPCs embrionárias de ESCs de camundongos e humanos. Devido à dificuldade de usar marcadores de superfície celular para isolar CPCs embrionários, as ESCs são projetadas com repórteres fluorescentes ativados pela expressão de cre recombinase específica para CPC. Assim, os CPCs podem ser enriquecidos por classificação de células ativadas por fluorescência (FACS). Este protocolo ilustra procedimentos para formar corpos embrióides (EBs) a partir de ESCs para especificação e enriquecimento de CPC. Os CPCs isolados podem ser posteriormente cultivados para diferenciação de linhagem cardíaca e outros ensaios biológicos. Este protocolo é otimizado para derivação robusta e eficiente de CPCs de ESCs de camundongos e humanos.

Introdução

A doença cardíaca continua a ser a principal causa no mundo de hoje e as taxas de mortalidade têm permanecido praticamente inalterado nas últimas duas décadas (American Heart Association). Há uma necessidade crítica para o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas para prevenir ou reverter a insuficiência cardíaca de forma eficaz. Uma estratégia promissora é a terapia à base de células após o rápido desenvolvimento da biologia das células estaminais 1. A este respeito, PCC multipotentes poderia ser uma fonte excelente de células para a terapia devido à sua capacidade de proliferar, mas só comprometidas para diferenciação linhagem cardíaca. Portanto, o método eficiente e robusta para gerar e isolar CPCs é de grande importância para os estudos de terapia celular cardíaca.

Este protocolo incide sobre CPCs embrionárias identificadas durante a embriogênese e como a sua geração de CES. Vários CPCs foram isolados de corações embrionárias e adultas, mesmo a partir de medulas ósseas 2. Durante o desenvolvimento embrionário, morphoge ósseaproteínas Netic (BMPs), do tipo sem asas membros da família local de integração MMTV (Wnts) e sinais nodais induzir o compromisso da Mesp1 + mesoderme multipotentes 3. Células Mesp1 + então diferenciar em CPCs 4 embrionárias. Estes CPCs são tipicamente marcado por HCN4, NK2 homeobox 5 (NKX2-5), Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-box 5 (Tbx5) e miócitos fator potenciador 2C (MEF2C), formam campos primários do coração e segundo, e contribuir para as principais partes do coração durante cardiogenesis 5-10. Ambos CPCs NKX2-5 + e Isl1 + / + MEF2C são capazes de se diferenciar em cardiomiócitos, células de músculo liso (SMCs), e células endoteliais 5-8. Assim, estas CPCs vai dar origem a vasculatura cardíaca, bem como tecidos cardíacos e são uma fonte ideal de células para a terapia cardíaca com base em células. Consequentemente, gerando CPCs in vitro tem sido um grande foco de pesquisa em estudos cardiovasculares. Desde CES tem expansão ilimitada capacidade de umnd representam as células da MCI em estágio de blastocisto, a diferenciação dos CES em CPCs embrionárias após a embriogênese natural é considerada uma abordagem lógica e eficaz para obter CPCs.

Uma abordagem amplamente aplicada para obter CPCs da CES é agregar CES em EBs 11. Para melhorar a eficiência da diferenciação, crescimento e factores químicos definidos com base no conhecimento de desenvolvimento cardíaco foram utilizados 12-14. No entanto, não há marcadores CPC definitivos, particularmente não há marcadores de superfície celular, que são amplamente aceitos no campo. Para abordar esta questão, os CES são projetados para marcar CPCs Isl1 + ou MEF2C + e seus derivados com repórteres fluorescentes de Cre sistema / loxP. A recombinase cre é batido para dentro sob o controlo de Isl1 / MEF2C promotor / potenciador. Modificado RFP proteína fluorescente ou gene de YFP conduzido por um promotor constitutivo pode ser activado pela excisão de paragem flox codão com a recombinase cre(ISL1: cre; pCAG-Flox-STOP Flox-GFP ou RFP / Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP) 5,6. Uma vez que os CES são diferenciadas em CPCs segundo campo coração, Isl1 / MEF2C promotor / cre conduzido irá ativar os repórteres fluorescentes e CPCs podem ser enriquecidos por FACS-purificação. Resumidamente, o método de agregação EB é usado para iniciar a diferenciação ESC. Para aumentar a eficiência de diferenciação, as células diferenciadas são tratados com ácido ascórbico (AA) e factores de crescimento, tais como Bmp4, Activina A e VEGF 13,15. Este protocolo permite robusto e eficiente diferenciação CPC usando mouse e do CES humanos.

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Protocolo

1. Derivação of Mouse Embryonic CPCs de Mouse CES

  1. Prepare rato fibroblastos embrionários (MEFs) camada alimentadora.
    1. MEF meio quente (10% de FBS em DMEM) a 37 ° C.
    2. Prepare placas revestidas com gelatina.
      1. Adicionar 1 ml de 0,1% de gelatina em água dentro de um poço de placa de 6 poços ou 5 ml para uma placa de 10 cm.
      2. Deixar as placas ou pratos a 37 ° C ou temperatura ambiente durante pelo menos 30 min. Aspirar a gelatina, antes da utilização.
    3. Descongelar irradiadas MEFs rapidamente num banho de água a 37 ° C, com agitação suave.
    4. Transferência das células suavemente para um 15 ml ou 50 ml tubo cônico. Adicionar 5 ml de meio de MEF pré-aquecido. Agitar as células lentamente e centrifugar a 200 xg durante 5 min.
    5. Ressuspender as células em meio MEF e contagem de células viáveis. Use os seguintes volumes de meio MEF: 2 ml de células por cavidade de uma placa de 6 poços e 10 ml de células a partir de uma placa de 10 cm.
    6. Células da placa em placas de 6 poços ou placas de 10 cm em 1-2x 10 6 por placa / prato.
    7. Incubar as placas / MEF pratos a 37 ° C, 5% de CO 2, pelo menos, 24 horas antes da utilização.
      NOTA: Descarte MEF placas / pratos mais de uma semana.
  2. Prepare CES rato
    1. Cultura do Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP rato CES em MEFs até 90% confluentes. Utilização de células ES meio constituído por 410 ml de DMEM, FBS a 75 ml, 0,1 mM MEM NEAA, 2 mM de L-glutamina, piruvato 0,1 mM, 100 U de Pen / Strep, e 0,1 mM de β-mercaptoetanol.
    2. Prepare revestidos com gelatina placas de 6 poços, como descrito em 1.1.2.
    3. Aspirar o meio das placas e lavar as células com DPBS.
      1. Aspirar DPBS e adicionar 0,4 ml de Tripsina a 0,25% para um poço de placa de 6 poços. Incubar as células a 37 ° C, 5% de CO 2 durante 5 min. Adicionar 1 ml de meio ES pré-aquecido a reacção cessar tripsina.
    4. Células colheita e centrifugar células a 200 xg e aspirado médio. Ressuspender as células em 1 ml de meio ES celular e contar as células.
    5. CES placa em placas revestidas com gelatina com uma densidade de 3 x 10 4 / cm 2. Incubar a 37 ° C, 5% de CO 2 durante cerca de 2 dias quando os CES atingir cerca de 90% confluente. Mudar a forma cotidiana.
    6. Quando CES são 90% confluentes, repita os passos 1.2.2-1.2.5 para remover completamente os alimentadores MEF.
  3. Induzir CPC diferenciação por formação de EB
    1. Prepare meio de diferenciação como se segue: 36 ml de IMDM, 12 ml de Ham F12, 2 mM de L-glutamina, 0,34 ml de BSA (7,5%), 0,25 mL de N2, 0,5 mL B27, 50 ug / ml de AA, e 0,45 mM de 1-tioglicerol.
    2. Aspirar médio a partir de células e enxágüe com DPBS. Aspirar DPBS e adicionar 0,4 ml de Tripsina a 0,25% para um poço de placa de 6 poços. Incubar a 37 ° C durante 5 min.
    3. Adicionar 1 ml de meio de diferenciação para que cesse a reacção e pipeta-se para baixo e para dispersar os agregados de células em células individuais.
    4. Centrífuga CES a 200 g durante 5 min e descartar o meio.
      1. Ressuspender 1 x 10 6 </ Sup> CES em 1 ml de meio de diferenciação. Contar as células, e as células de cultura em placa de Petri de descolamento baixo, numa concentração de 1 x 10 5 células / ml em meio de diferenciação a 37 ° C para a primeira agregação EB.
    5. Dois dias após a formação da EB, transferir CEs a partir de pratos de tubos de 50 ml. Gire a 200 xg por 1 min. Remova o meio e enxaguar EBs com 10 ml DPBS sem Ca 2+ e Mg 2+.
    6. Aspirar DPBS e adicionar 1 ml de 0,25% de tripsina. Incubar a 37 ° C durante 5 min. Adicionar 4,5 ml de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais.
    7. Centrifuga-se as células a 200 xg durante 5 min. Aspirar células médio e ressuspender em 1 ml de meio de diferenciação.
    8. Contar as células, e dilui-se 2 x 10 6 células para 1 x 10 5 células / ml em meio de diferenciação. Adicionar VEGF, Bmp4 e a activina A para o meio a uma concentração final de 5 ng / ml, 0,8 ng / ml e 5 ng / ml, respectivamente. Culture as células em uma placa de Petri para a segunda formação EB a 37 ° C.
    9. 40 horas após a segunda formação EB, transferir EBS para tubos de 50 ml. Lavar uma vez com DPBS, dissociar EBs com 1 ml de tripsina a 0,25% a 37 ° C durante 5 min. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais.
    10. Ressuspender as células em meio STEMPRO-34 com 5 ng / ml de VEGF, 10 ng / ml de bFGF e 12,5 ng FGF10 / ml. Placa as células a 2 x 10 5 / cm 2 em placas revestidas com gelatina. Cultura em 37 ° C incubadora por cerca de 32 horas antes CPC isolamento.
  4. Isolar mCPCs
    1. Aspirar médio e enxágüe com DPBS. Adicionar 0,5 ml de 0,25% de tripsina a placas de cultura a 37 ° C durante 5 min. Adicionar 4,5 ml de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais. Coletar as células por células de centrifugação e ressuspender em 2% FBS / PBS para FACS-purificação.
    2. Execute CES indiferenciadas em classificador como controle negativo. Mudança de tensão para ajustar o scat frenteter (FSC) e dispersão lateral (SSC) para selecionar população desejada. Use a frente dispersar contra dispersão lateral e altura de dispersão frontal versus largura de excluir detritos e gibão. No sub-população selecionada, de acordo com a distribuição dos controles do CES, desenhe um portão de YFP positivo no histograma para eliminar autofluorescência celular. Recolha YFP + CPCs de YFP + gating.
    3. Placa os CPCs purificados (células YFP +) em placas de 6 poços com meio de diferenciação (1.3.1). Cultura adicionais 3-5 dias a 37 ° C para a diferenciação de CPCs em cardiomiócitos e PMEs.

2. Determinação dos embrionárias humanas CPCs da CES Humanos

  1. Prepare Feeders
    1. Prepare rato fibroblastos embrionários (MEFs) camada alimentadora, como descrito acima, a uma densidade de 2 x 10 4 / cm 2.
  2. Manter CES humanos
    1. Manter ISL1 humano: cre; pCAG-Flox-STOP-Flox-GFP ou RFP CES rotineiramente em MEF utilizando meio de células estaminais embrionárias humanas regular (Knockout DMEM / F-12 de 385 ml, 100 ml Knockout SR, 2 mM de L-glutamina, NEAA 0,1 mM, 0,1 mM β-mercaptoetanol, 10 ng / ml de FGF básico). Antes de diferenciação cardíaca, transferir CES humanos em estado livre alimentador por pelo menos 2 passagens.
  3. Prepare CES humanos na condição livre alimentador
    1. Prepare placas revestidas para CTEs humanas cultura.
      1. Descongelar matrigel a 4 ° C durante a noite. Coloque um tubo de 50 ml em gelo e adicionar 30 ml de meio DMEM / F12 frio para dentro do tubo.
      2. Adicionar 1 ml de matrigel no meio frio e misturar bem. Adicionar 1 ml de matrigel frio-DMEM / 12 em forma de um poço de placa de 6 poços ou 5 ml para uma placa de 10 cm.
      3. Deixar as placas / pratos a 4 ° C durante a noite ou a temperatura ambiente durante 2 horas. Aspirar o meio antes da utilização.
    2. Dividir CES humanos nas placas: Aspirar media de placa MEF e enxaguar CES humanos com DPBS. Em seguida, adicionar 1 ml de dispase (1 mg / ml) para um poço de placa de 6 poços. Incubar as células em 37 ° Cincubadora até que as bordas de colónias começar a separar.
    3. Remova a solução dispase. Enxágüe com DPBS duas vezes, em seguida, adicionar 2,5 ml / per médio bem mTeSR ou médio MEF-condicionado para a chapa.
    4. Raspe as células usando um raspador de células e cuidadosamente pipeta cima e para baixo para quebrar colônias ESC humanos em pequenos aglomerados.
    5. Transfira os aglomerados ESC e diluir 1: 3 em placas revestidas.
    6. Adicione 2 ml / médio bem mTeSR ou médio MEF-condicionado e mudar médio diário.
    7. CES humanos em cultura, ou em meio mTeSR MEF-condicionado em placas revestidas durante pelo menos 2 passagens.
  4. Induzir CPC diferenciação do CES humanos
    1. Quando as células são ~ 90% confluentes, aspirar a médio e enxágüe com DPBS. Em seguida, incubar as hESCs em 0,5 mg / ml em Dispase 37 ° C durante 20 min.
    2. Lavar o hESCs com DPBS duas vezes, remover as células a partir das placas com um tirante de células, em seguida, voltar a suspender as braçadeiras de células em meio de diferenciação (DMEM / F12 contendo 18% de FBS, NEAA 0,1 mM, 2 mML-glutamina, 0,1 mM de β-mercaptoetanol e 50 ug / ml de ácido ascórbico).
    3. Transferência de células em placas de 6 poços ultra-baixas de fixação para a formação de EB.
    4. Alterar meio de diferenciação dia seguinte.
    5. Substituir meio a cada 3 dias e manter CEs em cultura em suspensão.
  5. Isolar HCPCS
    1. Recolha EBs mais tardar dia 9 de diferenciação para o isolamento CPC humano.
    2. Aspirar médio e enxaguar EBs com DPBS duas vezes. Adicionar 0,5 ml de 0,25% de tripsina a cada poço de placas de cultura de 6 poços a 37 ° C durante 5 min.
    3. Adicionar um volume igual de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais. Recolher as células por centrifugação a 200 xg durante 5 min e ressuspender as células em 2% de FBS / DPBS. Células do filtro com 40 um filtro de células e FACS-purificado a RFP + células CPC, conforme descrito no 1.4.3.
    4. Placa HCPCS classificados em placas revestidas com geltin. HCPCS cultura em meio de diferenciação para 7-9 Dias para se diferenciarem em células de músculo liso e de cardiomiócitos. 7 dias após o plaqueamento, cultura células com 5% Knockout SR em meio DMEM / F12 diferenciada.

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Resultados

O protocolo mostra derivação de CPCs de várias linhas de células ES. CES são agregados para formar EBs de se diferenciar em CPCs. CES são rotineiramente mantidas em alimentadores MEF (Figura 1A, F) e os alimentadores são removidos antes de diferenciação. Após a agregação dos CES em CEs em meio de diferenciação (Figura 1B, G), o segundo EBs formados são tratadas com Activina A Bmp4 e para melhorar a diferenciação mesoderme em linhas celulares de ratinho (Figura 1C). CES ...

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Discussão

Este protocolo combina um método que usa fatores de crescimento para orientar a diferenciação de mESCs e a diferenciação espontânea de ESCs humanas em CPCs. A linhagem CPC marcada com repórter fluorescente é usada para identificar e isolar eficientemente CPCs por FACS. Os CPCs purificados por FACS retêm a capacidade de se diferenciar em cardiomiócitos, músculo liso e células endoteliais e têm um perfil de expressão comparável às células in vivo. Assim, esses CPCs podem servir como um grande recurso para a terapia cardíac...

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Divulgações

Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

Agradecemos ao Dr. Leonid Gnatovskiy por sua leitura cuidadosa e crítica do artigo. Este trabalho foi apoiado em parte por doações dos Institutos Nacionais de Saúde (HL109054) e do Centro Cardiovascular Samuel e Jean Frankel, Universidade de Michigan (Fundo Inaugural) para WZ e da Divisão de Cardiologia Leon H Charney, Escola de Medicina da Universidade de Nova York para BL.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tecnologia FBSThermo scentificSH30070.03E
Knockout SRLife10828028
Knockout DMEMLife10829018
DMEMLife11965118
NEAALife11140050
GlutaMAXLife35050061
Tecnologia N2Life17502048
tecnologia B27Life12587010
Ham' s Tecnologia F12Life11765062
tecnologia IMDMLife12440061
tecnologia Pen / StrepLife15140122
PyruvateLife11360070
tecnologia DispaseLife17105041
Stempro-34Life10639011
DMEM / A tecnologia F12Life11330032
BSA Tecnologia da vida15260037
tripsina Tecnologia de vida25200056
ácido ascobicoSigmaA5960
1-TioglicerolSigmaM1753
2-MercaptoetanolSigmaM3148
VEGFR & D293-VE
Bmp4R& D314-BP
ActivinAR& D338-AC
bFgfR& D233-FB
Fgf10R & D345-FG
mTeSRTecnologias de células-tronco5850
MatrigelBD Biosciences354277
tecnologiatecnologiatecnologiatecnologiatecnologiatecnologia

Referências

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Reimpressões e permissões

Errata


Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 8/10/2016. Citeable Link.

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