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Artigo de método

Instrumentação de Perto prazo Sheep Fetal para multivariadas crônicas não-anestesiados Recordings

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DOI:

10.3791/52581

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25 de outubro de 2015

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1Département de sciences cliniques, CHUV, Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC, 2Département d'obstetriques et de gynécologie, CHU Ste-Justine Research Centre, Université de Montréal, 3Département de neurosciences, CHU Ste-Justine Centre de recherche, Université de Montréal, 4Centre de recherche en reproduction animale (CRRA), Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC

Neste artigo

Resumo

O modelo de fetos de ovelhas não-anestesiado cronicamente instrumentados é usado para estudar o desenvolvimento fetal humano na saúde e na doença, pois permite a colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, coleta de sangue repetitivo, injeção de substância, a gravação da atividade bioelétrica, e in vivo de imagens. Nós descrevemos os procedimentos necessários para estabelecer este modelo.

Resumo

A ovelha prenhe cronicamente instrumentada tem sido usada como modelo de desenvolvimento fetal humano e respostas a estímulos fisiopatológicos, como endotoxinas, bactérias, oclusões do cordão umbilical, hipóxia e vários tratamentos farmacológicos. As práticas clínicas que salvam vidas do tratamento com glicocorticóides em fetos com risco de parto prematuro e a hipotermia terapêutica foram desenvolvidas neste modelo. Isso se deve à facilidade única do feto ovino não anestesiado à colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, permitindo amostragem repetitiva de sangue, injeção de substâncias, registro de atividade bioelétrica, aplicação de estimulação elétrica e imagem de órgãos in vivo. Aqui descrevemos o procedimento de instrumentação cirúrgica necessário para obter um modelo fetal estável de ovelhas não anestesiadas cronicamente instrumentadas, incluindo a caracterização da recuperação pós-operatória dos pontos de vista gasométrico, metabólico e inflamatório.

Introdução

Uma variedade de modelos animais existem para o estudo de ambas as gravidezes normais e comprometidos, incluindo roedores de laboratório, primatas não humanos e animais domésticos. 1,2,3,4,5 As ovelhas cronicamente instrumentadas grávida tem sido amplamente utilizado há 50 anos como um modelo de desenvolvimento fetal humano e respostas a estímulos fisiopatológicos como lipopolissacarídeo (LPS). 6-10 As lesões após exposição LPS imitar exatamente o que é visto em prematuros com leucomalácia periventricular, que é devido a um perfil de maturação similar de ambas as espécies. 11, 12

Outras complicações na gravidez também têm sido estudadas em grande detalhe, como a descoberta de que os glicocorticóides pré-natais promover o desenvolvimento pulmonar 13-15 e compreender o impacto da restrição de crescimento intra-uterino (CIUR) sobre o feto 16,17.

O uso extensivo do modelo de ovelha fetal é devido ao unique receptividade da ovelha fetal não-anestesiado para a colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, permitindo a amostragem de sangue repetitivo, registro da atividade bioelétrica, aplicação de estimulação elétrica e em imagens do cérebro vivo. 18 Telemetry também é possível, embora utilizado com menos freqüência Ainda, devido à maior sofisticação para configurar, bem como o custo inicial e de manutenção. 19

Além disso, o modelo de fetos de ovelhas é muito versátil como muitas variações de instrumentação são possíveis, dependendo das medidas de interesse. Por exemplo, é possível gravar mais de dias a semanas sinais multivariados em tempo real, tais como movimentos fetais de respiração, a atividade elétrica do cérebro, as respostas cardiovasculares, eletrocardiograma, o fluxo sanguíneo regional para uma gama de órgãos usando sondas de fluxo ou microesferas, etc. Graças a Esta versatilidade, uma ampla gama de estudos têm sido realizados, incluindo o desenvolvimento da cardisistema ovascular 20,21, hipotálamo-pituitária-adrenal (HPA) 22, o desenvolvimento do cérebro e desenvolvimento 23 estados do sono, em particular, 24, os efeitos da hipoxia / asfixia 25, a hipotermia terapêutica 26, inflamação 11/06, combinação de ambos, 27 de glicocorticóides 28,29, anti-depressivos 30, displasia bronco-pulmonar (BPD) 31,32, 33,34,35,36,37,38,39 programação fetal ou desenvolvimento de novas modalidades de monitorização fetal antes e durante o parto, para citar apenas algumas áreas de investigação 40,41,42,43.

O objetivo geral do método apresentado é mostrar implementação básica deste modelo versátil. Ele permite estabelecer uma ampla variedade de protocolos experimentais agudas e crónicas estudo da fisiologia e patofisiologia fetal no integrativa, órgão, níveis celular e molecular.

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Protocolo

Cuidados com os animais seguiu as diretrizes do Canadian Council on Animal Care e da aprovação pelo Conselho de Montréal Université on Animal Care (protocolo nº 10 Rech-1560). Informações pormenorizadas sobre materiais e os métodos utilizados são fornecidas na Tabela 1.

1. Anestesia

  1. Inserir um cateter de lúmen único numa veia jugular.
  2. Sedar o ovelha utilizando acepromazina (Atravet 10 mg / mL) por via intravenosa de 2 mg cerca de 30 minutos antes da indução da anestesia, a fim de reduzir o stress associado com o procedimento que por sua vez reduz os níveis de cortisol.
  3. Administrar o diazepam (diazepam 5 mg / mL) 20 mg, cetamina (Ketalar 100 mg / mL), 4-5 mg / kg e de propofol (10 mg de propofol / mL) 0,5 a 1 mg / kg por via intravenosa para induzir a anestesia geral.
  4. Inserir um cateter para a permuta das vias aéreas na traqueia usando um laringoscópio com uma lâmina tipo de Wisconsin (extra-longa 350 mm canhoto Blade) para ajudar com a intubação. Deslize o tubo endotraqueal de silício (diâmetro de 9 a 12 milímetros Inner) fora do cateter de permuta das vias aéreas e na traquéia. Esta técnica facilita o processo de intubação. Inflar o manguito do tubo endotraqueal com cuidado para evitar a ulceração induzida pela pressão da traqueia e fixar o tubo na cabeça da ovelha.
  5. Conecte o tubo endotraqueal para o circuito respiratório do aparelho de anestesia e começar a ventilação mecânica imediatamente. Ajuste as configurações do ventilador para manter um P a CO 2 dentro dos limites normais de 35 a 45 mmHg.
  6. Inserir um cateter na artéria auricular (22 a 20 g; 1 em [0,9 x 25 mm] de 1,16 em [1,1 x 30 mm]) e ligar a tubagem não conforme a monitorar a pressão sanguínea arterial directa.
  7. Use um monitor multi-parâmetro fisiológico para gravar o eletrocardiograma, pressão arterial direta sangue, saturação de oxigênio (SpO2), capnografia (P ET CO 2) e temperatura a cada 5 minutos. Transferir todos physiologic dados através de um cabo serial para um computador de coleta de dados fisiológicos central. Manter a temperatura corporal normal, usando um cobertor de água circulante.
  8. Administrar uma solução de poli-iónico equilibrada em 10 mL / kg para a primeira hora de anestesia geral e, em seguida, reduzir até 5 ml / kg / h.
  9. Administrar trimetoprim-sulfadoxina 5 mg / kg IV da ovelha imediatamente antes da incisão da pele como profilaxia antibiótica.
  10. Use técnicas assépticas standard, com todas as manipulações cirúrgicas do ewe e do feto.
  11. Barreira enfermeira das ovelhas em todos os momentos. Isso inclui também o pessoal não-cirúrgicos. Isso irá minimizar o potencial enzoótica para, por exemplo, Coxiella burnetii. Use luvas e máscaras N-95 (tipo) em todos os momentos.

2. Visão geral do procedimento cirúrgico

  1. Faça uma incisão na linha média 20 centímetros através da parede abdominal inferior imediatamente cranial ao úbere através da linha alba para minimizar o dano muscular abdominal.
    1. Retract omento maior cranial e os cornos uterinos são apalpadas manualmente. Palpe cada trompa do corpo do útero para a ponta do corno de notar o número de feto e a sua dimensão. Se houver mais do que um feto, escolher o feto maior avaliando manualmente o tamanho da cabeça e a largura entre as órbitas.
    2. Segure a cabeça do feto escolhido firmemente através do útero parcialmente exteriorizado. Executar um 10 centímetros hysterotomy na grande curvatura com uma tesoura Metzenbaum. Colocar imediatamente sobre a cabeça uma luva cirúrgica de látex não-estéril cheio com uma solução salina esterilizada, como se fosse uma mão. Como alternativa, use 4x4 umedecido para manter a cabeça fetal úmido. Prenda o útero para a parede abdominal.
      1. Exteriorizar a direita e esquerda membros torácicos e puxe delicadamente o feto fora do útero até o processo xifóide.
    3. Insira cateteres de polivinilo na veia direita e braquial esquerda e artérias utilizando uma técnica de corte-down padrão. Insira another polivinil cateter na cavidade amniótica fixando sua extremidade para o esterno do feto.
      1. Utilize apenas cateteres estéreis. Recomendamos a esterilização de gás em sua instalação padrão. Prenda cada cateter para uma agulha e a agulha de uma torneira de passagem dupla para permitir a coleta de sangue mais tarde ou monitoramento de pressão.
    4. Suturar eletrodos de aço inoxidável para o manúbrio, apêndice xifóide e para cada ponto do ombro para monitorar o eletrocardiograma (ECG).
    5. Retorne o feto no útero. Todos os cateteres e eletrodos de saída através de uma pequena incisão no flanco esquerdo.
    6. Feche a incisão laparotomia usando um encerramento de três camadas. Sutura da parede abdominal com uma sutura absorvível monofilamentos sintéticos USP 2 de forma contínua simples. Feche o espaço subcutâneo com uma sintética trançada fio absorvível USP 0 de forma contínua simples. Use grampos aço inoxidável cirúrgico para fechar a incisão na pele.
  2. Descrição detalhada do procedimento cirúrgico
    1. Remover lã raspando o processo xifóide até a glândula mamária e ao longo da dobra do flanco de cada lado com uma lâmina # 40. Limpe o abdômen ventral depois completamente, com um gluconato de clorexidina 4% e uma escova macia para 3 min.
      1. Execute um matagal estéril padrão com gluconato de clorexidina 4% a partir do centro do abdômen e progredir de forma centrífuga para 3 min. Pour salina esterilizada sobre o abdómen para remover o sabão desinfectante. Para o passo final da preparação cirúrgica, executar três passagens alternadas de solução de gluconato de clorexidina a 2% e álcool isopropílico a 70%.
    2. Garantir a profundidade da anestesia é adequada antes da incisão. Faça uma incisão de laparotomia padrão a partir do umbigo para apenas craniano para o úbere através da linha alba para minimizar o dano muscular abdominal.
    3. Insira uma longa pinça de esponja no abdome ao longo da parede esquerda para cima abdominalpara o local de saída prevista para cateteres na região paracostal.
      1. Empurre as pontas das pinças contra a parede até que um assistente pode localizá-lo e confirmar o local apropriado. Abra ligeiramente (1 cm) das garras da pinça e deixar o assistente de fazer um 2 cm incisão de espessura total.
      2. Exteriorize as pontas das pinças através da incisão, abrir de novo, suavemente e agarrar os cateteres com os fórceps que finalmente é puxado para fora do abdómen através da incisão abdominal ventral. De nota, alguns grupos implantar os cateteres e, em seguida, exteriorizar-los. Isto tem a desvantagem de que a monitorização do ECG fetal intracirúrgico não é possível.
    4. Palpar o útero para determinar a posição fetal e números. Determine o maior feto usando a distância inter-aural. Inciso parede uterina na grande curvatura ao longo do dorso da cabeça, evitando-se os cotilédones.
      1. Inserir uma cânula de extremidades cegas através das membranas da placenta para obter um amamostra de fluido niotic livre de hemorragia. Inciso as membranas da placenta, utilizando uma tesoura.
    5. Exteriorizar a metade craniana do feto através dessa incisão. Coloque uma luva cirúrgica de látex não estéril cheio com solução salina estéril a 37 ° C ao longo da cabeça do feto para ajudar a manutenção da temperatura.
      1. Durante a remoção da parte superior do corpo do feto a partir do útero, têm o assistente realizar-se da Babcock para evitar a perda de líquido amniótico. Em seguida, novamente usando uma pinça Babcock, fixar as membranas fetais e a parede uterina para a pele para evitar a contaminação abdominal com líquido amniótico.
      2. Expor apenas as partes do corpo fetal que precisam ser instrumentada e manter as partes restantes dentro do útero ou coberto por panos esterilizados húmidos e quentes (37 ° C), respectivamente.
    6. Abduzir ambos os membros torácicos para facilitar a exposição à artéria e veia braquial bilateralmente. Inciso ao longo do aspecto medial de ambos antebraço e cuidadosdissecar completamente em torno da artéria braquial e veia.
    7. Insira cateteres de polivinilo na direita e artéria braquial esquerda ea veia braquial esquerda utilizando uma técnica de corte-down padrão.
      1. Livre o navio a ser cateterizada a partir de tecido adjacente mais de 1 cm. Ligadura da porção distal do vaso com uma sutura absorvível sintético trançado USP 2-0. Preplace uma ligadura no aspecto proximal da embarcação, mas mantê-lo desatado.
        1. Com uma tesoura de Castroviejo, cortar transversalmente o recipiente a aproximadamente 30% do seu diâmetro. Pare o fluxo sanguíneo parcialmente, puxando o fio de sutura proximal. Inserção do cateter numa direcção proximal.
      2. Insira o cateter de polivinil até 8 cm proximal ou até resistência é detectada e, em seguida, puxe ligeiramente para trás. Temporalmente fixar o aspecto proximal do cateter utilizando uma pinça vascular. Coloque um outro fio de sutura em torno de ambas as extremidades proximal e distal do cateter. Um assistente é continuamente aspirating e lavagem do cateter para assegurar a desobstrução do catéter.
      3. Feche a pele fetal usando um USP 2-0 trançado fio absorvível sintético, com um padrão de sutura contínua.
    8. Para a direita e ombro esquerdo, manubrium e apêndice xifóide, fixar um eléctrodo de aço inoxidável isolado para facilitar o acompanhamento do ECG fetal.
    9. Suturar a pressão amniótico e cateter de amostragem para o esterno. Este cateter é fenestrado na sua extremidade.
    10. Proteger todos os cateteres no dorso do feto utilizando um material de sutura absorvível trançado sintético USP 2-0.
    11. Antes da substituição do feto de volta para o útero, administrar clenbuterol 30 ug IV lentamente durante 15 minutos para evitar a hipotensão e para proporcionar relaxamento uterino.
    12. Suturar as membranas fetais utilizando USP 4-0 material de sutura absorvível sintético trançado com um padrão contínuo. Incorpore apenas um cateter ou eletrodo de cada vez para os closure para garantir um fecho estanque. Use um padrão de camada dupla Cushing respeitando princípios Halsted para fechar a camada muscular do útero usando um USP 0 trançado material de sutura absorvível sintético. Enterrar os nós cirúrgicos cuidadosamente.
    13. Usando um padrão de sutura em bolsa, proteger todos os cateteres e cabos de ECG como eles saem da incisão paracostal esquerda.
    14. Usando um monofilamentos sintéticos materiais USP 2 sutura absorvível garantir a linha alba com um padrão contínuo. Feche os tecidos subcutâneos usando USP 2-0 trançado material de sutura absorvível sintético com um padrão contínuo. Fixe a camada de pele com grampos cirúrgicos.
    15. Administrar 250 mg de ampicilina por via intravenosa, e mais uma vez através do cateter para dentro da cavidade amniótica amniótico. Repor os líquidos perdidos com soro fisiológico amniótico quente.
    16. Coloque todos os cateteres exteriorizados e eletrodos de ECG em um saco de lugar para manter a esterilidade. Coloque uma meia ao redor do tronco da ovelha para garantir toda a uma cateteresd eléctrodos ao corpo de ovelha.
    17. Pare de anestesia geral, e extubação a ovelha uma vez reflexos de laringe ter retornado ao normal.
    18. Retorne a ovelha para uma gaiola metabólica, uma vez que ela é estável após anestesia geral. A ovelha residirá na gaiola metabólica para a duração da experiência. A ovelha deve ser capaz de ficar de pé, deitar-se e comer ad libitum enquanto monitora o feto não-anestesiados sem sedativo a mãe.
    19. Para os três dias seguintes, administrar antibióticos prof ilacticamente para a ovelha (Trimetoprim sulfadoxina 5 mg / kg) e o feto (250 mg de ampicilina por via intravenosa, e mais uma vez através do cateter amniótico).
    20. Avaliar o estado metabólico de ambos ovelha e feto utilizando análises de sangue de gás.
    21. Lave todos os cateteres com o volume mínimo de solução salina heparinizada possível. Cuidado - não exceder a dose diária de heparina e fluidos admissível para o feto. É possível ao fluido sobrecarregar o feto. Lave lentamente uma vezum dia ~ 5 mL de NaCl por linha após profilaxia antibiótica.
  3. Gravação e análise de dados
    1. Durante a cirurgia, opcionalmente, gravar os ECG e coração taxas maternas e fetais, assim como a pressão arterial materna e pressão nas vias aéreas (Paw) continuamente (Figura 1). Use a janela do monitor de vida para adquirir todos os dados maternos, exceto ECG. Alimentar estes dados em conversor analógico-digital, juntamente com sinais de ECG fetais e maternos; passar ECG materno e fetal pela primeira vez em 1901 pré-amplificador. Gravar e exibir todos os dados no software do fabricante.
    2. Tome um mL da amostra arterial 1 simultaneamente a partir da ovelha e do feto para gasometria arterial, lactato, glicose e do excesso de bases determinação (no plasma) no início da cirurgia fetal (imediatamente após a inserção do primeiro cateter arterial), após o encerramento do útero .
    3. Durante a recuperação pós-operatória, dê uma amostra de 3 ml de sangue fetal para medir a IL-6 e TNF-α inflammperfis Atory. Centrifugar o plasma a 4 ° C (4 min, 4000 xg), decanta-se o plasma e armazena-se a -80 ° C para subsequente ensaio ELISA.
      Nota: Para a finalidade de os resultados representativos relatados, seis dias após a cirurgia, os animais foram sacrificados com uma injecção intravenosa de pentobarbital de sódio a 20 mL. Crescimento fetal foi avaliada por corpo, do cérebro, fígado e pesos maternos. A duração do período experimental irá obviamente variar, dependendo do desenho escolhido para a questão de pesquisa particular e pode atingir ~ 6 semanas.
  4. Análises de citocinas (etapa opcional)
    1. Determinar as concentrações de citocinas (IL-6, TNF-a) no plasma utilizando um sanduíche específicas de ovinos ELISA. Anticorpos anti-ovelha monoclonais Pré-revestimento de ratinho (anticorpo de captura da IL-6) ou um rato anticorpo monoclonal anti-bovino (TNF-α) a uma concentração de 4 ug / ml em placas de ELISA a 4 ° C para S / N, depois 3 vezes lava-se com tampão de lavagem (0,05% de Tween 20 em PBS, PBST).
    2. Bloquear as placas durante 1 h com 1% de BSA em PBST. Lavam-se as placas com tampão de lavagem 3 vezes.
    3. Use proteínas recombinantes ovinos (IL-6, TNF-a) como padrão de ELISA, preparar uma série de diluições de padrão 1 variar de 2,000 ng / ml a 7 padrão de 31,25 pg / ml.
    4. Carga de 50 ul de padrões de proteína diluídas em série e as amostras por poço e incubar durante 2 horas à temperatura ambiente, lavar as placas 3 vezes. Execute todos os padrões e amostras em duplicata.
    5. Aplicar 50? L de anticorpos policlonais anti-ovelha de coelho (anticorpo de detecção de IL-6) ou anticorpo policlonal de coelho anti-bovino (TNF-a), a uma diluição de 1: 250 em poços e incubar durante 30 min à temperatura ambiente. Lavam-se as placas com tampão de lavagem 5 vezes.
    6. Adicionar 50 ul de cabra anti-IgG de coelho-HRP conjugado (diluição 1: 5000) durante 30 min.
    7. Incubar com 50 ul de solução de substrato TMB por poço.
    8. Parar a reacção de desenvolvimento de cor no momento desejado, com 25 ul de ácido sulfúrico 2N.
    9. Leia o plates de ELISA leitor de placas a 450 nm, com uma correção de comprimento de onda de 570 nm.
      Nota: Nos nossos ensaios, a sensibilidade de IL-6 ELISA foi de 16 pg / ml, a sensibilidade de ELISA foi de 13,9 pg / ml, respectivamente TNF-a. Para todos os ensaios, os intra-ensaio e inter-ensaio coeficientes de variância foi <5% e <10%, respectivamente.
  5. analises estatística
    Nota: Os métodos estatísticos exatos dependerá da questão de pesquisa. Aqui relatamos os métodos utilizados para testar quaisquer diferenças significativas nos gases sanguíneos relatados na Tabela 2.
    1. Teste distribuição normal dos dados através do teste de Kolmogorov-Smirnov seguido por testes paramétricos ou não paramétricos com ajuste para múltiplas comparações, conforme o caso.
    2. Use K-significa análise de cluster para identificar os fetos na coorte que foram espontaneamente hipóxica e determinar as respectivas pO 2 e O 2 valores Sat (considere PO 2 <20 mmHg ou O 2 Sat <55% como fetal hipoxia). 44-48
    3. Use o software estatístico SPSS, como para as análises.
    4. Apresentam dados como média ± SD com diferença estatística em p <0,05 considerado significativo.

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Resultados

38 ovelhas datado de tempo grávidas foram instrumentados em 128 ± 2 dias de gestação (DGA, ~ 0,88 gestação, termo 145 DGA) com arterial, venosa e cateteres amniótico e eletrocardiograma (ECG) eletrodos com técnica estéril sob anestesia geral (tanto ovelha e feto ). Em caso de gravidez duplo o feto maior foi escolhido com base na palpação e estimar o diâmetro inter-temporal; alternativamente, o feto deve ser instrumentado podem ser selecionados aleatoriamente para evitar qualquer viés potencial ou ambos os fetos podem se...

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Discussão

O anestésico e procedimentos cirúrgicos que são apresentados são necessários para o estabelecimento de um modelo animal para o estudo da fisiologia e patofisiologia fetal: as ovelhas não anestesiados fetal cronicamente instrumentadas.

Quatro passos críticos no âmbito do protocolo deve ser enfatizada. Em primeiro lugar, passando os cateteres e eletrodos através do flanco materno: é importante que isso seja feito de uma só vez para evitar quaisquer lesões em órgãos internos. Em segundo lugar, ...

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Divulgações

Nenhuma divulgação foi feita.

Agradecimentos

autores agradecem o apoio financeiro da Molly Towell Perinatal Research Foundation, Canadian Institutes of Health Research (CIHR) e Fonds de Recherche du Québec – Santé (FRQS) (para MGF) e CIHR-Quebec Training Network in Perinatal Research (QTNPR) (para LDD).

Os autores agradecem a Esther Simard, Marco Bosa, Carl Bernard e Carmen Movila pela assistência técnica.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
ACE Fonte de luzSchott-FostecA20500
Tesoura de dissecaçãoFine Science Tools14060 - 11
Tesoura de dissecação angularFine Science Tools15006 - 09
Cabo de bisturiFine Science Tools10003 - 12ferramenta de dissecação alternada
Lâminas de bisturi curvas #12Fine Science Tools10012 - 00de dissecação alternadas
fina dastesouras16044 - 10
S & Pinça de sutura em TFerramentas Fine Science00272 - 13
Pinças Dumont SS - angularesFerramentas Fine Science11203 - 25 
Sutura de seda trançada tamanho 6-0Teleflex Medical07 - 30  - 10
Fita Médicatranspore3M
Cloridrato de Cetamina 100 mg/mlHospiraNDC 0409 - 2051 - 05Final Does é 80 mg/kg
Tranqui Ved Injection (xilazina 100 mg/ml)VecdoNDC 50989 - 234 - 11Final Does é 10 mg/kg
Reactive orange 14Sigma - AldrichR - 8254
Ringers Solution ComponentsA solução é equilibrada com gás com 95% de O2 e 5% de CO2, pH final 7.4
Cloreto de sódioSigma - AldrichS7653Concentração Final: 118 mM
de cloreto de potássioFisher ScientificP217 - 3Concentração Final: 4.7 mM
Cloreto de cálcio di-hidratadoFisher ScientificC79 - 500Concentração Final: 2,5 mM
de fosfato de potássio monobásicoFisher ScientificP -285Concentração Final: 1,2 mM
de sulfato de magnésioJ.T. BakerJan-00Concentração Final: 0,57 mM
-(2-Hidroxietil)piperazina-1-ácido etanossulfônico (HEPES)Fisher ScientificBP 310 - 500Concentração Final: 5,95 g/L
GlicoseSigma - AldrichG8270Concentração Final: 5,5 mM
LifeWindowDigicare Biomedical Technology
CED bioamplificador e unidades ADCCambridge Electronic Design Limited,
Unidade 4, Science Park,
Milton Road,
Cambridge CB4 0FE
INGLATERRA.		Bioamp: 1902; ADC: micro1401; Software de aquisição de dados: Spike 2, V7.13
Neurolog analog signal bioamplifierDigitimer Ltd
37 Hydeway
Welwyn Garden City
Hertfordshire, AL7 3BE, Inglaterra		NL108A
ABL800FlexRadiometer Canada; 200 Aberdeen Dr, London, ON N5V 4N2
Eppendorf 5804REppendorf Canada; 2810 Argentia Road, #2
Mississauga, Ontario, L5N 8L2
Conjunto de cateterismo jugular ArrowInternational, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 USA
Atravet10 mg/ml
Diazepam5 mg/ml
CetaminaKetalar100 mg/ml
Propofol10 mg/ml
SurgiVeTTubos Endotraqueais; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, EUA
Cateter de troca de vias aéreas Cook com adaptadores RAPI-FITCook Critical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 EUA
Ventilador DispomedDispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Quebec J6E 0L6
BD Insyte-WBecton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 EUA22 a 20 g; 1 pol [0,9 x 25 mm] a 1,16 pol [1,1 x 30 mm]
Edwards Lifesciences Ref: PX272 Kit de monitoramento de pressão com pressão
LifeWindow LW6000Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 EUA
Gaymar
Babcock
Cateteresde polivinilSCI (Scientific Commodities Inc.)2 metros
2-0 Vicryl
Castroviejo tesoura
eletrocardiograma (ECG)LIFYY, Metrofunk Kabel-Union, Berlim, Alemanhaquatro eletrodos de cobre em bainha única, 2 metros
2-O Vicryl
3-0 Vicryl
PDS II USP
Trimetoprim sulfadoxina
Ampicilina
TorneiraArgônio Médica, Cat  041220001ATorneira dupla de 4 vias com agulhas de trava luer macho
AgulhasTyco Healthcare 8881202389Monoject de cubo de alumínio sem corte, 22Gx, 0,7 mm x 38,1 mm: para cateteres arteriais e venosos fetais
AgulhasTyco Healthcare 8881202322Monoject de cubo de alumínio sem corte, 16Gx, 1,6 mm x 38,1 mm: para cateteres amnióticos
ferramentas da ciência da ferramenta da ferramenta 4descartável TruWave

Referências

  1. Barry, J. S., Anthony, R. V. The pregnant sheep as a model for human pregnancy. Theriogenology. 69, 55-67 (2008).
  2. Morrison, J. L. Sheep models of intrauterine growth restriction: fetal adaptations and consequences. Clin Exp Pharmacol Physiol. 35, 730-743 (2008).
  3. Rees, S., Inder, T. Fetal and neonatal origins of altered brain development. Early Hum Dev. 81, 753-761 (2005).
  4. Rees, S., Harding, R., Walker, D. The biological basis of injury and neuroprotection in the fetal and neonatal brain. Int J Dev Neurosci. 29, 551-563 (2011).
  5. Moisiadis, V. G., Matthews, S. G. Glucocorticoids and fetal programming part 1: Outcomes. Nat rev Endocrinol. 10, 391-402 (2014).
  6. Wang, X., Rousset, C. I., Hagberg, H., Mallard, C. Lipopolysaccharide-induced inflammation and perinatal brain injury. Semin Fetal Neonatal Med. 11, 343-353 (2006).
  7. Gotsch, F., et al. The fetal inflammatory response syndrome. Clin Exp Obstet Gynecol. 50, 652-683 (2007).
  8. Svedin, P., Kjellmer, I., Welin, A. K., Blad, S., Mallard, C. Maturational effects of lipopolysaccharide on white-matter injury in fetal sheep. J child neurol. 20, 960-964 (2005).
  9. Nitsos, I., et al. Chronic exposure to intra-amniotic lipopolysaccharide affects the ovine fetal brain. J Soc Gynecol Investig. 13, 239-247 (2006).
  10. Yan, E., Castillo-Melendez, M., Nicholls, T., Hirst, J., Walker, D. Cerebrovascular responses in the fetal sheep brain to low-dose endotoxin. Pedia res. 55, 855-863 (2004).
  11. Dean, J. M., et al. Delayed cortical impairment following lipopolysaccharide exposure in preterm fetal sheep. Ann Neurol. 70, 846-856 (2011).
  12. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Hum Dev. 3 (1), 79-83 (1979).
  13. Liggins, G. C. Premature parturition after infusion of corticotrophin or cortisol into foetal lambs. J Endocrinol. 42, 323-329 (1968).
  14. Liggins, G. C. Premature delivery of foetal lambs infused with glucocorticoids. J Endocrinol. 45, 515-523 (1969).
  15. Liggins, G. C., Fairclough, R. J., Grieves, S. A., Kendall, J. Z., Knox, B. S. The mechanism of initiation of parturition in the ewe. Recent Prog Horm Res. 29, 111-159 (1973).
  16. Morrison, J. L. Sheep models of intrauterine growth restriction: fetal adaptations and consequences. Clin Exp Pharmacol Physiol. 35, 730-743 (2008).
  17. Robinson, J. S., Hart, I. C., Kingston, E. J., Jones, C. T., Thorburn, G. D. Studies on the growth of the fetal sheep. The effects of reduction of placental size on hormone concentration in fetal plasma. J Dev Physiol. 2, 239-248 (1980).
  18. Carmel, E., et al. Fetal brain MRI - experiences in the ovine model of cerebral inflammatory response. Repro sci. 19 (3), 347A-348A (2012).
  19. Samson, N., Dumont, S., Specq, M. L., Praud, J. P. Radio telemetry devices to monitor breathing in non-sedated animals. Respir Physiol Neurobiol. 179, 111-118 (2011).
  20. Thakor, A. S., Giussani, D. A. Effects of acute acidemia on the fetal cardiovascular defense to acute hypoxemia. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 296, R90-R99 (2009).
  21. Green, L. R., Kawagoe, Y., Homan, J., White, S. E., Richardson, B. S. Adaptation of cardiovascular responses to repetitive umbilical cord occlusion in the late gestation ovine fetus. J Physiol. 535, 879-888 (2001).
  22. Unno, N., et al. Changes in adrenocorticotropin and cortisol responsiveness after repeated partial umbilical cord occlusions in the late gestation ovine fetus. Endocrinology. 138, 259-263 (1997).
  23. Muller, T., et al. Developmental changes in cerebral autoregulatory capacity in the fetal sheep parietal cortex. J Physiol. 539, 957-967 (2002).
  24. Keen, A. E., Frasch, M. G., Sheehan, M. A., Matushewski, B., Richardson, B. S. Maturational changes and effects of chronic hypoxemia on electrocortical activity in the ovine fetus. Brain Res. 1402, 38-45 (2011).
  25. Ross, M. G., et al. Correlation of arterial fetal base deficit and lactate changes with severity of variable heart rate decelerations in the near-term ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 208, e281-e286 (2013).
  26. Gunn, A. J., Gunn, T. R., de Haan, H. H., Williams, C. E., Gluckman, P. D. Dramatic neuronal rescue with prolonged selective head cooling after ischemia in fetal lambs. J Clin Invest. 99, 248-256 (1997).
  27. Xu, A., Piorkowska, K., Matushewski, B., Hammond, R., Richardson, B. S. Adaptive Brain Shut-Down Counteracts Neuroinflammation in the Near-Term Ovine Fetus. 60th Meeting of the Society for Gynecologic Investigation, 20 (3), Reproductive Sci. 222A(2013).
  28. Derks, J. B., et al. A comparative study of cardiovascular, endocrine and behavioural effects of betamethasone and dexamethasone administration to fetal sheep. J Physiol Lond. 499, 217-226 (1997).
  29. Lohle, M., et al. Betamethasone effects on fetal sheep cerebral blood flow are not dependent on maturation of cerebrovascular system and pituitary-adrenal axis. J Physiol. 564, 575-588 (2005).
  30. Morrison, J. L., et al. Maternal fluoxetine infusion does not alter fetal endocrine and biophysical circadian rhythms in pregnant sheep. J Soc Gynecol Investig. 12, 356-364 (2005).
  31. Allison, B. J., et al. Ventilation of the very immature lung in utero induces injury and BPD-like changes in lung structure in fetal sheep. Pediatr Res. 64, 387-392 (2008).
  32. Rozance, P. J., et al. Intrauterine growth restriction decreases pulmonary alveolar and vessel growth and causes pulmonary artery endothelial cell dysfunction in vitro in fetal sheep. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301, L860-L871 (2011).
  33. Fowden, A. L., Giussani, D. A., Forhead, A. J. Endocrine and metabolic programming during intrauterine development. Early hum dev. 81, 723-734 (2005).
  34. Nathanielsz, P. W., Hanson, M. A. The fetal dilemma: spare the brain and spoil the liver. J Physiol. 548, 333(2003).
  35. Manikkam, M., et al. Fetal programming: prenatal testosterone excess leads to fetal growth retardation and postnatal catch-up growth in sheep. Endocrinology. 145, 790-798 (2004).
  36. Savabieasfahani, M., et al. Fetal programming: testosterone exposure of the female sheep during midgestation disrupts the dynamics of its adult gonadotropin secretion during the periovulatory period. Biol Reprod. 72, 221-229 (2005).
  37. Bergen, N. H., et al. Fetal programming alters reactive oxygen species production in sheep cardiac mitochondria. Clin Sci (Lond). 116, 659-668 (2009).
  38. Cox, L. A., et al. A genome resource to address mechanisms of developmental programming: determination of the fetal sheep heart transcriptome. J Physiol. 590, 2873-2884 (2012).
  39. Mahoney, M. M., Padmanabhan, V. Developmental programming: impact of fetal exposure to endocrine-disrupting chemicals on gonadotropin-releasing hormone and estrogen receptor mRNA in sheep hypothalamus. Toxicol Appl Pharmacol. 247, 98-104 (2010).
  40. Blad, S., Welin, A. K., Kjellmer, I., Rosen, K. G., Mallard, C. ECG and Heart Rate Variability Changes in Preterm and Near-Term Fetal Lamb Following LPS Exposure. Reprod Sci. 15, 572-583 (2008).
  41. Frasch, M. G., et al. Heart rate variability analysis allows early asphyxia detection in ovine fetus. Reprod Sci. 16, 509-517 (2009).
  42. Frasch, M. G., Keen, A. E., Gagnon, R., Ross, M. G., Richardson, B. S. Monitoring fetal electrocortical activity during labour for predicting worsening acidemia: a prospective study in the ovine fetus near term. PLoS One. 6, e22100(2011).
  43. Durosier, L. D., et al. Sampling rate of heart rate variability impacts the ability to detect acidemia in ovine fetuses near-term. Front pedia. 2, 38(2014).
  44. Danielson, L., McMillen, I. C., Dyer, J. L., Morrison, J. L. Restriction of placental growth results in greater hypotensive response to alpha-adrenergic blockade in fetal sheep during late gestation. J Physiol. 563, 611-620 (2005).
  45. Edwards, L. J., Simonetta, G., Owens, J. A., Robinson, J. S., McMillen, I. C. Restriction of placental and fetal growth in sheep alters fetal blood pressure responses to angiotensin II and captopril. J Physiol. 515 (Pt 3), 897-904 (1999).
  46. Xu, A., et al. Adaptive brain shut-down counteracts neuroinflammation in the near-term ovine fetus. Front neurol. 5, 110(2014).
  47. Xu, A., et al. The Ovine Fetal and Placental Inflammatory Response to Umbilical Cord Occlusions With Worsening Acidosis. Reprod Sci. 22 (11), (2015).
  48. Wang, X., Durosier, L. D., Ross, M. G., Richardson, B. S., Frasch, M. G. Online detection of fetal acidemia during labour by testing synchronization of EEG and heart rate: a prospective study in fetal sheep. PLoS One. 9, e108119(2014).
  49. Reid, A., Malone, J. Q fever in Ireland A seroprevalence study of exposure to Coxiella burnettii among Department of Agriculture workers. Occ med. 54, 544-547 (2004).
  50. Roest, H. I., Bossers, A., van Zijderveld, F. G., Rebel, J. M. Clinical microbiology of Coxiella burnetii and relevant aspects for the diagnosis and control of the zoonotic disease Q fever. Vet quart. 33, 148-160 (2013).
  51. Neill, T. J., Sargeant, J. M., Poljak, Z. The effectiveness of Coxiella burnetii vaccines in occupationally exposed populations: a systematic review and meta-analysis. Zoonoses and public health. 61, 81-96 (2014).
  52. Roest, H. I., Bossers, A., Rebel, J. M. Q fever diagnosis and control in domestic ruminants. Dev biol. 135, 183-189 (2013).
  53. Frasch, M. G., et al. Fetal body weight and the development of the control of the cardiovascular system in fetal sheep. J physilo. 579, 893-907 (2007).
  54. Rurak, D., Bessette, N. W. Changes in fetal lamb arterial blood gas and acid-base status with advancing gestation. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 304, R908-R916 (2013).
  55. Frasch, M. G., et al. Fetal body weight and the development of the control of the cardiovascular system in fetal sheep. J physiol. 579, 893-907 (2007).
  56. Frasch, M. G., et al. Measures of acidosis with repetitive umbilical cord occlusions leading to fetal asphyxia in the near-term ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 200, 200.e1-207.e1 (2009).
  57. The ESHRE Capri Workshop Group. Multiple gestation pregnancy. Hum reprod. 15, 1856-1864 (2000).
  58. Frasch, M. G. Re The perinatal development of arterial pressure in sheep: effects of low birth weight due to twinning. Reproductive sciences (Thousand Oaks, Calif.). 15, 863-865 (2008).
  59. Hancock, S. N., Oliver, M. H., McLean, C., Jaquiery, A. L., Bloomfield, F. H. Size at birth and adult fat mass in twin sheep are determined in early gestation. J Physiol. 590, 1273-1285 (2012).
  60. Wassink, G., Bennet, L., Davidson, J. O., Westgate, J. A., Gunn, A. J. Pre-existing hypoxia is associated with greater EEG suppression and early onset of evolving seizure activity during brief repeated asphyxia in near-term fetal sheep. PLoS One. 8, e73895(2013).
  61. Mathai, S., et al. Acute on chronic exposure to endotoxin in preterm fetal sheep. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 304, R189-R197 (2013).
  62. Heuij, L. G., et al. Synergistic white matter protection with acute-on-chronic endotoxin and subsequent asphyxia in preterm fetal sheep. J neuroinflam. 11, 89(2014).
  63. Gagnon, R., Challis, J., Johnston, L., Fraher, L. Fetal endocrine responses to chronic placental embolization in the late-gestation ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 170, 929-938 (1994).
  64. Miller, S. L., Supramaniam, V. G., Jenkin, G., Walker, D. W., Wallace, E. M. Cardiovascular responses to maternal betamethasone administration in the intrauterine growth-restricted ovine fetus. Am J Obstet Gynecol. 201, 613.e1-613.e8 (2009).
  65. Regnault, T. R., et al. The relationship between transplacental O2 diffusion and placental expression of PlGF, VEGF and their receptors in a placental insufficiency model of fetal growth restriction. J Physiol. 550, 641-656 (2003).
  66. Wallace, J. M., Aitken, R. P., Cheyne, M. A. Nutrient partitioning and fetal growth in rapidly growing adolescent ewes. J reprod and fertil. 107, 183-190 (1996).
  67. Rakers, F., et al. Effects of early- and late-gestational maternal stress and synthetic glucocorticoid on development of the fetal hypothalamus-pituitary-adrenal axis in sheep. Stress. 16, 122-129 (2013).
  68. Jiang, Y., et al. The sheep genome illuminates biology of the rumen and lipid metabolism. Science. 344, 1168-1173 (2014).
  69. Begum, G., et al. Epigenetic changes in fetal hypothalamic energy regulating pathways are associated with maternal undernutrition and twinning. FASEB J. 26, 1694-1703 (2012).
  70. Byrne, K., et al. Genomic architecture of histone 3 lysine 27 trimethylation during late ovine skeletal muscle development. Anim Genet. 45, 427-438 (2014).
  71. Lie, S., et al. Impact of embryo number and maternal undernutrition around the time of conception on insulin signaling and gluconeogenic factors and microRNAs in the liver of fetal sheep. Am J physiol Endocrinol. 306, E1013-E1024 (2014).
  72. Nicholas, L. M., et al. Differential effects of maternal obesity and weight loss in the periconceptional period on the epigenetic regulation of hepatic insulin-signaling pathways in the offspring. FASEB J. 27, 3786-3796 (2013).
  73. Wang, K. C., et al. Low birth weight activates the renin-angiotensin system, but limits cardiac angiogenesis in early postnatal life. Physiol rep. 3, (2015).
  74. Zhang, S., et al. Periconceptional undernutrition in normal and overweight ewes leads to increased adrenal growth and epigenetic changes in adrenal IGF2/H19 gene in offspring. FASEB J. 24, 2772-2782 (2010).

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