Artigo de método

Passo a passo: método de treinamento Microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos

DOI:

10.3791/52625

9 de maio de 2015

Neste artigo

Resumo

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aqui descrevemos como montar uma pequena estação de prática microcirúrgica e um método simples e barato para o treinamento de microcirurgia com modelos animais não vivos.

Resumo

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O aprendizado de técnicas microcirúrgicas e a manutenção de habilidades microcirúrgicas têm sido tradicionalmente baseados no uso de animais vivos, principalmente ratos de laboratório. Este método, embora extremamente valioso, pode ser economicamente exigente tanto para o cirurgião quanto para a instituição patrocinadora; Também requer instalações especiais de treinamento que nem sempre estão disponíveis ou acessíveis. Além disso, as preocupações éticas podem limitar o uso de animais vivos para fins de treinamento. Métodos alternativos de treinamento, como tubos inertes e luvas, não ganharam popularidade entre os cirurgiões, pois não oferecem uma experiência semelhante à de uma situação clínica. Modelos animais não vivos incluem o uso de coxas e asas de frango; eles oferecem uma experiência prática que se assemelha consideravelmente a uma situação clínica. Este tipo de treinamento é relativamente barato e facilmente disponível. O microscópio e os instrumentos necessários podem ser adquiridos pela internet, e os pedaços de frango podem ser comprados no supermercado local.

Esta abordagem permite que um estagiário motivado ensaie diferentes tipos de técnicas cirúrgicas várias vezes a um custo razoável, ajudando a desenvolver ou manter sua experiência cirúrgica se instalações mais complexas não estiverem disponíveis. No manuscrito atual, descrevemos como configurar uma pequena estação de prática, como dissecar os espécimes e como praticar tanto com as coxas de frango quanto com as asas de frango de forma progressiva. Essa abordagem aproveita a versatilidade do modelo de coxa de frango e o pequeno tamanho da artéria braquial da asa de frango.

Introdução

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uma ampla gama de modelos de treinamento foi descrita para o aprendizado e manutenção de habilidades microcirúrgicas básicas e avançadas. Estes incluem animais vivos1,2, espécimes humanos cadavéricos3, modelos inertes4,5 e modelos animais não vivos6-9. Os modelos animais vivos, especificamente aqueles que usam ratos, têm sido amplamente utilizados no ensino de microcirurgia 1,2; e são considerados o atual padrão-ouro de treinamento. Apesar de seu notável valor instrutivo, quando é necessário um treinamento intensivo ou prolongado; preocupações econômicas e éticas podem dificultar seu uso prático.

Os modelos cadavéricos3 oferecem a oportunidade de praticar em um ambiente semelhante ao da situação clínica real; infelizmente, eles são restritos a laboratórios de anatomia e instalações semelhantes, um microscópio também deve estar disponível no laboratório; esses modelos, portanto, não estão amplamente disponíveis. Modelos inertes, como tubos de borracha ou luvas4,5 são baratos e de fácil acesso, o equipamento necessário para sua aplicação é mínimo. A semelhança com uma situação clínica é tênue, no entanto; e sua aplicação é geralmente limitada aos estágios introdutórios do treinamento, antes que o estagiário comece a praticar em ratos. Até onde sabemos, Hino6 foi o primeiro a propor o uso de galinhas não vivas para o desenvolvimento e manutenção de habilidades microcirúrgicas clínicas. Seu modelo é baseado na extração e subsequente uso da artéria braquial de frango de asas de frango comerciais. Essa abordagem não precisa da aprovação do conselho de revisão da instituição, anestesia com roedores, técnicos de laboratório ou cuidados pós-operatórios.

Seguindo a descrição de Hino do modelo de artéria asa de frango, vários outros modelos animais não vivos foram publicados. O uso de coxas de frango comerciais foi sugerido pela primeira vez por Marsh et al.7 que relataram o uso da artéria, veia e nervo femoral para fins didáticos. Este modelo particular expande as possibilidades de treinamento incluindo estruturas diferentes das artérias; Ele permite que o estagiário realize uma variedade de procedimentos complexos, como enxertos de veias, enxertos de nervos ou reparos fasciculares. Jeong et al.8 estudaram ainda mais o modelo de coxa de frango de Marsh e suas aplicações no ensino de médicos residentes. Os autores analisaram amostras de tecido de galinha histologicamente e descobriram que elas apresentavam semelhanças com tecidos humanos. O tempo para realizar uma anastomose pelo estagiário foi significativamente reduzido pela prática em seu estudo. Eles concluíram que "os feixes neurovasculares femorais de frango são um modelo apropriado e eficaz para o ensino e a prática da microcirurgia". Em 2013, meus colegas e eu9 publicamos um regime de treinamento microcirúrgico que combinava os modelos de coxa de frango e asa de frango; Essa abordagem se beneficia da versatilidade das coxas de frango e do tamanho limitado da artéria da asa de frango, que pode representar um desafio maior do que os vasos femorais para os estagiários mais avançados.

No presente manuscrito, descrevemos passo a passo o processo de criação de uma estação de prática microcirúrgica; os materiais necessários, como dissecar as estruturas neurovasculares de cada modelo e como aplicar efetivamente o regime de treinamento.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparação:

  1. Obter um microscópio estéreo tabletop, com uma variável de 3,5 x de zoom 45x, a 200 mm de distância de trabalho, 55 a 75 mm de distância inter-pupilar variável e um acessório levou luz anel. Qualquer microscópio semelhante é adequado, ele pode ser configurado em uma mesa pequena e não é extremamente caro.
  2. Reunir e preparar um conjunto de instrumentos de microcirurgia com dois captadores de microcirurgia, uma tesoura de dissecção e uma agulha-piloto; este é o valor mínimo exigido, deve ser tomado em consideração que estes são instrumentos prática, os instrumentos de qualidade e de ponta não são necessários.
  3. Use 9/0 monofilamento micro-sutura para todas as práticas. Compre comercialmente disponível coxas de frango ou asas e corante alimentar no supermercado local.
  4. A 20 G angio-cateter é usado para os testes de permeabilidade nas artérias femorais de frango. Para as artérias braquial é necessário um mais fino cateter 27 G. Estes podem ser adquiridos através da internet em uma farmácia local oucom os instrumentos definidos. Comprar uma seringa disponível comercialmente para injectar o corante alimentar.

2. técnicas de dissecação macroscópica:

  1. A abordagem aos vasos femorais é simples. Para coxas de frango, executar uma técnica de dissecção romba apenas medial ao eixo femoral, separar o músculo do osso femoral e expor a artéria femoral, veia e nervo. O nervo pode ser ainda dissecada em dois fascículos separados para diferentes tipos de práticas de reparação do nervo.
  2. A fim de aceder a artéria braquial frango nas asas de frango, incisar a pele longitudinalmente com uma tesoura, desde o ombro até a ponta da asa. Observe a artéria que corre entre o bíceps e tríceps braquial.

3. Recomendado regime de treinamento:

  1. Treinando com a artéria femoral.
    NOTA: O primeiro passo para o regime de treinamento é praticar com a artéria femoral frango.

  1. Coloque a peça sob o microscópio e começar a dissecção microcirúrgica. Libertar a artéria femoral a partir dos tecidos subjacentes; e dividi-lo horizontalmente. Executar uma adventicectomy. Use os micro-pickups e micro-tesoura para cortar qualquer adventicia que recobre o lúmen arterial. Lave o lúmen interno com água da torneira regular. Anote o tempo de partida
  2. Realizar uma extremidade à outra anastomose.
    1. Iniciar na parede traseira da artéria sobre o lado oposto para o operador. Coloque o primeiro ponto; começar no lado esquerdo, se trabalhar horizontalmente, no lado inferior se a trabalhar na vertical. Passar a agulha a partir do exterior da artéria para a luz e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior da artéria.
    2. Amarre a ponto, executar um nó duplo em primeiro lugar, e, em seguida, duas de solteiro joga direções alternadas. Completar toda a parede de trás com a técnica acima descrita.
    3. Começando pelo lado direito, se estiver trabalhando na horizontal ou na parte superior, se você é working verticalmente, coloque um ponto único a partir do exterior para o lúmen e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior. O nó como acima descrito. Conclua a parede frontal repetindo o procedimento descrito em 3.1.2.2.
    4. Anote o tempo final isso vai permitir que você mantenha um registro de tempo, para que você possa controlar a sua progressão.
      NOTA: Os autores preferem um caminho técnica; mas qualquer tipo de sutura microcirúrgica pode ser ensaiado. É recomendável que o formando conclui cerca de 25 anastomoses microcirúrgicas desta maneira antes que ele pode tentar outros cenários clínicos. Estes incluem enxertos de veia para lacunas arteriais, de ponta a ponta reparações do nervo, e a utilização de condutas de veia para o tratamento de lacunas nervosas. Uma técnica importante na cirurgia microvascular, que pode ser aprendido com este método de treinamento é a sutura contínua ou em execução, para realizar esta técnica os estagiários prossegue como 3.1.2.1, mas a stich não é cortado, continuar a executar como pontos em 3.1.2.1 sem -los cortando until de concluir toda a sutura e amarrá-lo para o original do ponto no final.

  1. Treinamento com a artéria braquial
    1. Coloque a peça sob o microscópio. Completar o procedimento como descrito acima para a artéria femoral.
      NOTA: A única diferença é o tamanho. A artéria braquial é muito menor do que a artéria femoral e a anastomose é consideravelmente mais difícil.
  2. Testes de permeabilidade
    1. Atravessar uma suave 20 ou 27 G angio-cateter através da anastomose, para verificar se há obstruções causadas por pontos sutura ambas as paredes dos vasos juntos.
    2. Aplicar uma seringa com corante alimentar comercial para o fim da angio-cateter, e perfundir corante para dentro da artéria para testar fugas para jacto
    3. Abrir a artéria longitudinalmente para visualizar os pontos, o seu paralelismo e a quantidade de parede feita.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores chronometered seus tempos com o presente método de formação e o vi para reduzir significativamente os tempos de anastomose para uma artéria femoral, no final da terceira semana. O estagiário pode controlar as melhorias em sua técnica, verificando seus tempos, suas percentagens de permeabilidade e ao alinhamento dos seus pontos. O sistema descrito neste manuscrito está representado na Figura 1 inclui um microscópio de mesa e um conjunto de instrumentos de microcirurgia. As dissecções macroscópicas são mostrado...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A prática clínica da microcirurgia requer uma prática contínua e um alto nível de especialização; Suas aplicações incluem retalhos livres, procedimentos de reimplante e revascularização, anastomoses intracranianas – extracranianas para procedimentos neurocirúrgicos, cirurgia de nervos periféricos e outros. Apesar da grande variedade de procedimentos que requerem técnicas microcirúrgicas, alguns deles raramente são realizados em muitos centros. Os cirurgiões, portanto, às vezes precisam manter seu nível de habilidade ens...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm agradecimentos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
microscópiodo estereomicroscópioAmscopeSM-1BX
conduziu osistema de iluminaçãodo AmscopeLED-80S-YA
Os instrumentos microcirúrgicos ajustaram-seinstrumentos microcirúrgicos HC da galinha de Chen- X803-1Instrumentos microcirúrgicos
Suturas microcirúrgicasS/T microsurgical9/0Suturas da sutura
O claro os

Referências

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lee, S. Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation. Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).
  2. Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).
  3. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaveric infusión model for neurosurgical training. Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).
  4. Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. Microsilicone anastomoses. Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).
  5. Gluer, N. M., Rao, G. S. Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery. Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).
  6. Hino, A. Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery. Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).
  7. Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. Microsurgical training the Chicken thigh model. Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).
  8. Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics. Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).
  9. Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. Microsurgical training regimen with nonliving chicken models. Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).
  10. Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model. Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).
  11. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Modelo de Coxa de FrangoModelo de Asa de FrangoSutura Ponta a PontaDissec o da Art ria FemoralPr tica da Art ria BraquialDesenvolvimento de Habilidades Cir rgicasAnastomose VascularDissec o Microsc pica

Artigos relacionados