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Artigo de método

Microbiologicamente induzida Calcita Precipitation Mediada por

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DOI:

10.3791/53253

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16 de abril de 2016

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1Department of Mechanical Engineering, University of Alberta, 2Department of Mechanical Engineering, York University, 3Department of Civil and Environmental Engineering, University of Alberta

Neste artigo

Resumo

Protocolos para precipitação de calcita induzida microbiologicamente (MICP) usando a bactéria Sporosarcina pasteurii são apresentados aqui. O carbonato de cálcio precipitado foi caracterizado por meio de microscopia óptica e microscopia eletrônica de varredura (MEV). Também é mostrado que a exposição ao MICP aumenta a resistência à compressão da esponja.

Resumo

A bactéria em particular sob investigação aqui (S. pasteurii) é única em sua capacidade, sob as condições certas, para induzir a hidrólise da uréia (ureolysis) em que ocorre naturalmente ambientes através da secreção de uma enzima urease. Este processo de ureolysis, através de uma cadeia de reacções químicas, conduz à formação de precipitados de carbonato de cálcio. Isto é conhecido como microbiologicamente Induzida calcite Precipitação (MICP). Os protocolos de cultura adequados para MICP são detalhados aqui. Finalmente, as experiências de visualização sob diferentes modos de microscopia foram realizados para compreender vários aspectos do processo de precipitação. Técnicas como microscopia óptica, microscopia eletrônica de varredura (MEV) e X-Ray Photo-elétron Spectroscopy (XPS) foram empregadas para caracterizar quimicamente o produto final. Além disso, a capacidade destes precipitados para obstruir os poros no interior de um meio poroso natural foi demonstrado através de uma experiência qualitativa onde esponjabarras foram utilizadas para imitar uma poro de rede com uma gama de escalas de comprimento. Uma barra de esponja embebida em meio de cultura contendo as células bacterianas endurece devido ao entupimento dos seus poros resultantes do processo contínuo de precipitação química. Esta barra de esponja endurecida apresenta uma resistência superior quando comparada com uma barra de esponja de controlo que fica comprimido e espremido sob a acção de uma carga externa aplicada, enquanto a barra endurecida é capaz de suportar o mesmo peso com pouca deformação.

Introdução

Sporosarcina pasteurii é uma bactéria gram-positiva capazes de sobreviver em ambientes altamente alcalino (pH ~ 10) um e é uma das espécies de bactérias que podem tornar-se um agente causador de um fenómeno chamado microbiologicamente Induzida calcite Precipitação (MICP) 2-4. MICP é um processo em que a precipitação de carbonato de cálcio é induzida por certos microorganismos sob condições ambientais adequadas. S. pasteurii assumiu importância nos últimos anos devido à sua identificação como possível agente para induzir volumes significativos de MICP sob certas condições. Esta possibilidade resulta do facto de S. pasteurii tem a capacidade única para secretar grandes quantidades de enzima urease. Esta enzima actua como um catalisador, que promove uma lise acelerada de ureia (um composto bioquímico que ocorre naturalmente com o fornecimento generalizada e abundante) na presença de moléculas de água. Através de uma cascata de reacções, neste processo finalLY conduz à geração de iões carbonato carregados negativamente. Estes iões, por sua vez, reagir com os iões de metal como cálcio positivos para finalmente formar precipitados de carbonato de cálcio (calcite); portanto, a etiqueta MICP 5-9.

O processo de MICP foi conhecida e estudada por várias décadas 10,11. Ao longo dos últimos anos, MICP foi investigado por uma ampla gama de engenharia e ambientais, incluindo a de baixo para cima construção verde 12, melhoria de estruturas de grande escala 13,14 e sequestro e armazenamento de carbono 15,16.

Por exemplo, Cunningham et 17. al projetado um reator de fluxo de temperatura moderada alta pressão contendo um núcleo de arenito Berea. O reactor foi inoculado com a bactéria S. fridgidimarina e sob condições de injecção de dióxido de carbono supercrítico de alta pressão, uma acumulação maciça de biomassa no interior do volume de poroumes foi observado, o que levou a uma redução superior a 95% da permeabilidade. Jonkers e Schlangen 18 estudaram o efeito de certas estirpes de bactérias especiais sobre o processo de auto-cura em concreto. água externa transportados para a rede de poros entrar através dos poros da superfície é esperado para ativar as bactérias dormentes que por sua vez ajudam a resistência estrutural via MICP. Tobler 19 et al. compararam a atividade ureolítica de S. pasteurii com um subterrâneas ureolítica microcosmo indígena sob condições que favorecem MCIP grande escala e descobriu que S. pasteurii tem uma capacidade consistente para melhorar a precipitação de calcita, mesmo quando as comunidades indígenas não tinham actividade da urease prévio. Mortensen 20 et.al estudaram os efeitos de fatores externos, como o tipo de solo, a concentração de cloreto de amônio, salinidade, concentração de oxigênio e lise de células na MICP. Sua demonstração de que o processo de tratamento biológico é muito robusto com respect a uma grande variação no espaço de parâmetros substancia a aptidão deste processo para várias aplicações de reparação de grande escala proporcionado um processo de enriquecimento adequada para reforçar a bactéria é levada a cabo. Phillips et 21. al concebido experimentos para estudar as alterações na permeabilidade e força de uma coluna de areia e um núcleo de arenito depois de ser injetado com S. culturas pasteurii. Eles descobriram que enquanto que a permeabilidade diminuída 2 - 4 vezes enquanto que a resistência à fractura aumentou três vezes.

S. pasteurii e seu papel na MICP são tópicos de pesquisa ativa e várias questões relacionadas com o mecanismo de precipitação química ainda não são totalmente compreendidos. À luz disto, é muito importante ter um conjunto de protocolos padronizados consistentes com precisão a cultura um estoque adequadamente enriquecida de S. pasteurii para alcançar MICP. Aqui, descrevemos um protocolo rigoroso, que irá garantir a repetibilidade ea reprodutibilidade. este manuscript descreve os protocolos detalhados para a cultura de S. pasteurii e adequadamente enriquecimento do meio de cultura para induzir a precipitação. O processo é investigada através de várias técnicas microscópicas, tais como óptica e Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) e X-Ray Photo-elétron Spectroscopy (XPS). O foco do manuscrito está no processo de MICP. Procedimentos como SEM e Sims, sendo os protocolos padrão bem conhecidos, não são descritos separadamente.

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Protocolo

NOTA: Execute os protocolos experimentais na ordem descrita abaixo. O protocolo de cultura bacteriana é discutido na Seção 1 (ver também Figura 1). Secção 2 descreve o protocolo para o enriquecimento do meio de cultura utilizando aditivos externos. Seção 3 descreve os protocolos de microscopia multi-modo. Os pesos de todos os componentes individuais podem ser medida utilizando uma balança analítica. O volume de cada solução pode ser medida utilizando um cilindro volumétrico.

NOTA: Os protocolos de biossegurança adequadas devem ser seguidas para Seções 1 - 2. Consulte o escritório de segurança institucional para obter detalhes.

1. Cultura Bacteriana

  1. Cultura das bactérias - plac Médio Preparação
    1. Montar equipamento e ingredientes, tais como placas de Petri, frasco, de base Tris, HCl, agar, água Millipore, pH-metro etc.Sterilize todos os recipientes em autoclave a 121 ° C antes da utilização.
    2. Prepare 1 L de 0,1solução aquosa 3 M de Tris-tampão por mistura de 15,75 g de base Tris com 1 L de água Millipore. Para diminuir o nível da solução original (pH 10,4) pH adicionar 2,800 mL de HCl (concentração 50%). Verificar continuamente por meio de um medidor de pH para ajustar o pH = 9.
    3. Dividir a solução tampão de 1 L em duas partes como se segue:
      1. Tome 800 ml desta solução. Divide-se igualmente em duas partes de 400 ml cada. Dissolve-se 8 g de (NH 4) 2 SO 4 a uma solução a 16 g de extracto de levedura para a outra solução.
      2. Aqui os restantes (200 ml de) solução e dividi-lo outra vez em duas partes de 100 ml cada. Misturar 2 g de (NH 4) 2 SO 4 a uma. Adicionar 4 g de extracto de levedura e 4 g de agar para o outro.
    4. Autoclave as 4 soluções separadamente após o acondicionamento dos respectivos frascos na folha de Al e aderindo fitas de autoclave.
      NOTA: Se uma unidade de bancada autoclave é utilizado, o volume deve ser ajustado para 500 ml (temperatura e pressão automáticocamente especificado como uma função do volume).
    5. Depois de levá-los para fora da autoclave, defina as duas soluções de 400 ml de lado para a etapa 1.3.1 (abaixo). Misturar as duas soluções de 100 ml de ter uma solução de 200 ml. Despeje a mistura em 10 - 12 placas de Petri.
  2. Cultura das bactérias - a plac Preparação de amostras
    1. Remova o estoque bacteriana do congelador (-80 ° C) e deixe-o descongelar. Depois de descongelar corretamente, coloque o estoque de bactérias ea placa de agar dentro de uma capa de biossegurança.
    2. Seleccione a micropipeta de menor dimensão disponível (0,5-10 ul é uma boa escolha) para infestar a ponta com o estoque pasteurii Sporosarcina. Streak uma placa de agar com a ponta da micropipeta. Colocar a placa de agar estrias dentro de uma incubadora sem agitação a 31 ° C durante 48 h.
    3. Após 48 horas, retire a placa da incubadora e examinar visualmente a existência de colónias individuais. Se não houver colónias individuais, em seguida, coloque-o em tele incubadora por mais 24 horas.
    4. Repita o processo até que sejam detectadas colónias individuais. Não exceder 7 dias de julgamento.
      NOTA: Se colónias individuais não aparecem mesmo depois de uma semana, então concluiu-se que os passos não têm sido seguido de forma adequada e todo o processo deve ser repetido a partir do passo 1.
  3. Cultura das bactérias - Amostra final de preparação
    1. Misturar as duas soluções de 400 ml (tampão de Tris + (NH 4) 2 SO 4 e tampão Tris + extracto de levedura (1.5.1) em conjunto para obter uma solução de 800 ml. Transferir 125 ml desta solução para um balão.
    2. Realizar um exame visual da superfície da placa de agar para identificar regiões com elevada concentração de colónias individuais. Gentilmente cutucar e quebrar uma das colônias com uma ponta de micropipeta.
    3. Mergulhar o mesmo ponta da micropipeta para o balão de 125 ml e agita-se cuidadosamente para garantir que esse número suficiente de células para multiplicação robusta ser transferido. Colocar o balão numa incubadora com agitação a 150 rpm, 30 ° C durante 2 - 3 dias. Após 2 - 3 dias, retirar o balão da incubadora.
  4. Cultura das bactérias - Contagem de Células final
    1. Efectuar diluições em série da solução de cultura não diluídos utilizando PBS para atingir uma diluição de pelo menos dez milhões (10 -7) para assegurar colónias individuais aparecem contáveis. Desenhe sete linhas equidistantes paralelas sobre uma das ágar-placas.
      1. Para fazer isso, o desenho de linhas em negrito na superfície inferior da placa de Petri, proeminente suficiente para ser visível a partir de cima. Gota 3 pequenas gotas de solução não diluída em um segmento. Adicionar 1 ml de solução não diluída a 9 ml de tampão fosfato salino (PBS) para obter uma diluição de 1:10.
    2. Aqui uma pequena alíquota (~ 0,1 ml) desta solução recém diluiu-se com uma pipeta e soltar mais 3 gotas pequenas no próximo segmento. Transferir a solução recentemente diluído para um novo frasco e em seguida diluído dez vezes (10 x) deadicionando PBS. Isto reduz a diluição a 10 -2 ou 1: 100.
      1. Utilizar esta solução a 1: 100 no próximo segmento. Repita este processo com ele pequenos volumes de soluções recém-diluídas sucessivamente transferi-los para novos frascos e continuamente diluição de dez vezes (10x) em conjunto com PBS para obter mais e mais amostras diluídas de 10 -3 ou 1: 1000 todo o caminho até 10 ~ 7 ou 1:10 milhões no último segmento.
    3. Realizar Colony-Forming contagem de unidades (CFU) placa para contar o número de células presentes na placa de agar após incubação da placa durante 1 - 2 dias a 31 ° C. Isto dá uma medida quantitativa da contagem de bactérias na amostra não diluída.
      NOTA: O valor de CFU é medida com base na capacidade do sistema para dar origem a colónias de acordo com as condições específicas de meio nutriente, temperatura e tempo, assumindo que cada colónia é separada e fundada por uma única célula microbiana viável.
    4. Focaas placas de Petri com auto-vedante de filme e armazenar os itens restantes no frigorífico para uso futuro.

2. Protocolo para o enriquecimento de nutrientes para acelerar Precipitation

  1. Transferência 9 ml de líquido de cultura preparado (células + meio) em vários tubos de centrífuga esterilizados, cada um de 10 ml de volume.
  2. Prepara-se uma solução de 100 ml de caldo de enriquecimento externa que consiste em quatro componentes nas seguintes concentrações em meio fresco: Ureia: 2 g / L, cloreto de amónio: 1 g / L, bicarbonato de sódio: 212 mg / L, cloreto de cálcio: 280 mg /EU. Meça cuidadosamente todos os ingredientes em uma balança analítica e misturar tudo, mas ureia com meio fresco num copo e coloque em autoclave (121 ° C, 15 psi, 15 min).
    1. Após autoclave, misturar a quantidade necessária de ureia (2 mg) com 1 ml de meio fresco e passar através de uma seringa equipada com um filtro de seringa de 0,22? M para completar o processo de enriquecimento.
    2. Adicione 1ml deste meio de enriquecimento com aditivos para os tubos de centrífuga esterilizados contendo 9 ml de líquido de cultura preparado (células + meio) (ver passo 2.1).
      NOTA: De todos estes componentes, ureia sendo degradáveis, a temperaturas elevadas, não pode ser esterilizado em autoclave. Assim, após os outros componentes foram autoclavados (121 ° C, 15 psi, 15 min), a ureia é adicionada em último lugar através de um filtro de seringa de 0,22? M.
  3. Vortex cada tubo, cuidadosamente, com um agitador mecânico. Colocar os líquidos enriquecidos (células + aditivos + médias) numa incubadora sem agitação a 30 ° C. Monitorar todas as unidades regularmente para o início da precipitação. Usando um microscópio de luz, uma vez que começam as observações microscópicas início da precipitação é detectada a olho nu. Isto é, geralmente, entre 30 - 36 h após o início das experiências.

3. Protocolo para Multi-Modo de Microscopia

  1. Transferir um pequeno volume (~ 1 ml) de fluido para uma alta Magnífication sistema lamela microscopia de câmaras para realizar observações iniciais com o modo de campo claro. Para começar, iniciar todas as observações com o menor aumento (4X). que proporciona uma ampla área de cobertura e, por conseguinte, informação sobre a distribuição mundial de precipitados.
  2. Selecione áreas específicas com volumes significativos de precipitação e zoom (20x, 40x, 60x), aumentando progressivamente a ampliação.
    NOTA: Uma vez que é impossível resolver adequadamente as células da substância polimérica extracelular (EPS) sob de campo brilhante (devido a índices de refração muito próximos), ligar o modo de contraste de fase, sempre que necessário. Neste modo, apenas os contornos das membranas celulares (sendo uma fase diferente da de células grandes quantidades) são visíveis, permitindo, assim, a diferenciação visual.
  3. Finalmente, manchar algumas câmaras com mancha Live / Morto que tinge seletivamente os componentes vivos como verde, enquanto colorindo os componentes mortos em vermelho. Referem-se a protocolos padrão 28 </ Sup>.
  4. Ligue o modo fluorescente para distinguir adequadamente entre as regiões vermelhas e verdes. Red (cubo de filtro vermelho com Excitação comprimento de onda de 540-580 nm, espelho dicróico de 595 nm e Barreira filtro de 600-660 nm) e (-pass longo GFP Verde cubo de filtro verde com Excitação comprimento de onda de 440-480 nm, espelho dicróico de 505 filtro nm e Barreira de 510 cubos nm) de filtro são usados ​​para facilitar micrografias fluorescentes.
  5. Uma vez que todos os dados multi-modo foram recolhidas, selecionar as melhores imagens e sobreposição manualmente (brightfield indivíduo, de contraste de fase e imagens fluorescentes) para obter o melhor contraste e nitidez possível.
  6. Realizar SEM nas amostras sólidas secas compreender estruturas cristalinas. Este é um procedimento bem estabelecido e padrão. 22 Realizar XPS para identificar assinaturas químicas dos grupos funcionais (carbonatos). Este é um procedimento bem estabelecido e padrão também. 23

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Resultados

S. pasteurii ser um Alcalifilo 24 podem sobreviver a condições relativamente severas. Quando o protocolo de cultura acima mencionado é seguido, e S. pasteurii é cultivado dentro de uma câmara, as bactérias conduz à precipitação de carbonato de cálcio ao longo do tempo (Figura 2A). A Figura 2 (b) mostra uma imagem de contraste de fase microscópica óptica da população celular bacteriana dentro do meio de cultura. As células ind...

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Discussão

Passos críticos: Este manuscrito descreve em detalhes os protocolos para a cultura de uma amostra viável de S. pasteurii. Uma vez que a cultura foi preparado, ele deve ser apropriadamente enriquecido. Este é um passo chave essencial para o sucesso da experiência, pois uma falha para proporcionar o ambiente químico adequado leva a qualquer escala de tempo muito longos de precipitação ou de uma completa falta dela. S. pasteurii é bastante sensível a vários órgãos externos e devem ser cul...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer aos parceiros da Iniciativa Helmholtz-Alberta, da Associação Helmholtz e da Universidade de Alberta, pelo apoio resultante da participação nesta colaboração. O financiamento da pesquisa é fornecido pelo Fundo de Iniciativa e Rede da Associação Helmholtz, pelos Centros Helmholtz participantes e pelo Governo de Alberta por meio do programa ecoTrust da Alberta Environment.

A Dra. Tanushree Ghosh é grata por suas contribuições críticas em vários estágios cruciais.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
PetridishFisher ScientificFB0875712Petridish sendo usado como placa de ágar
Frascos de pirexFisher ScientificS63268Corning Erlenmeyer
Tris-BasePromegaH5133sendo usado para fazer
ácido clorídricoSigma-AldrichH98921.0 N, Biorreagente, adequado para cultura de células
Ágar em póSigma-AldrichA1296testado em microbiologia, testado em cultura de células vegetais, testado em cultura de células, em pó
Sulfato de amônioSigma-AldrichA4418para Biologia
Molecular Extrato de levedura em póCilindro de medição Sigma-Aldrich51475
graduadoCole-ParmerCP08559GCCole-Parmer Classe A com certificado Cal, TC; 1.000 ml, 1 / Pk
Balança AnalíticaOHAUSAX124Esendo usada para medir o peso de reagentes
AutoclaveBrinkmann58619000
Fita de AutoclaveVWR52428864
Folha de AlumínioSigma-AldrichZ185140sendo usada para selar o frasco antes de colocá-lo em Autoclave
Estoque BacterianoCedarlane11859-80 ° C estoque de S. pasteurii, ATCC No. é mencionado contra Cat. Não.
Pipetadores mecânicos de canal único Mline, volume variávelBiohit725010Comercializado pela VWR sob o número de catálogo 14005976
Ponta de micropipetaFisher Scientific212772BUsado para arranhar placas de ágar
IncubadoraPasta80079098Incubadora de microbiologia,
Incubadora de agitaçãoVWR14004300VWR Signature Benchtop Shakeking Incubadoras
Tampão Fosfato Salino (PBS) Sigma-AldrichP7059
BD Falcon Express Dispositivo de pipetagem de auxílio de pipetaBD Biosciences357590Comercializado pela VWR sob o número de catálogo 53106220
ParafilmSigma-AldrichP7793Usado para selar placas de ágar
UreiaSigma-AldrichU1250Enriquecimento para meio nutriente
Bicarbonato de sódioSigma-AldrichS8875Enriquecimento para meio nutriente
Cloretode cálcio Sigma-AldrichC1016Enriquecimento para meio nutriente
Tris-Buffer Cilindro da série BF

Referências

  1. Gibson, T. An investigation of the Bacillus pasteurii group. Journal of Bacteriology. 28, 491-502 (1934).
  2. Greenfield, L. J. Metabolism and concentration of calcium and magnesium and precipitation of calcium carbonate by a marine bacterium. Annals of the New York Academy of Sciences. 109, 23-45 (1963).
  3. Phillips, A. J. Engineered applications of ureolytic biomineralization: a review. Biofouling. 29, 715-733 (2013).
  4. Dhami, N. K., et al. Biomineralization of calcium carbonates and their engineered applications: a review. Frontiers in microbiology. 4, 314(2013).
  5. Cuthbert, M. O., et al. Controls on the rate of ureolysis and the morphology of carbonate precipitated by S. Pasteurii biofilms and limits due to bacterial encapsulation. Ecological Engineering. 41, 32-40 (2012).
  6. Okwadha, G. D., et al. Optimum conditions for microbial carbonate precipitation. Chemosphere. 81, 1143-1148 (2010).
  7. Stocks-Fischer, S., et al. Microbiological precipitation of CaCO3. Soil Biology and Biochemistry. 31, 1563-1571 (1999).
  8. Lauchnor, E. G., et al. Bacterially induced calcium carbonate precipitation and strontium coprecipitation in a porous media flow system. Environmental science & technology. 47, 1557-1564 (2013).
  9. Al Qabany, A., et al. Factors Affecting Efficiency of Microbially Induced Calcite Precipitation. Journal of Geotechnical and Geoenvironmental Engineering. 138, 992-1001 (2012).
  10. Morita, R. Y. Calcite precipitation by marine bacteria. Geomicrobiology Journal. 2, 63-82 (2009).
  11. Chafetz, H. S. Marine peloids: A product of bacterially induced carbonate precipitation. Journal of Sedimentary Petrology. 56, 812-817 (1986).
  12. Biomason.com. , Available from: http://www.biomason.com (2015).
  13. Whiffin, V. S. Microbial CaCO3 precipitation for the production of biocement. , Murdoch University. PhD thesis (2004).
  14. Paassen, L. A., et al. Scale up of BioGrout: a biological ground reinforcement method. Proceedings of the 17th International Conference on Soil Mechanics and Geotechnical Engineering. , 2328-2333 (2009).
  15. Cunningham, A. B., et al. Microbially enhanced geologic containment of sequestered supercritical CO2. Energy Procedia. 1, 3245-3252 (2009).
  16. Mitchell, A. C., et al. Biofilm enhanced geologic sequestration of supercritical CO2. International Journal of Greenhouse Gas Control. 3, 90-99 (2009).
  17. Cunningham, A. B., et al. Reducing the risk of well bore leakage of CO2 using engineered biomineralization barriers. Energy Procedia. 4, 5178-5185 (2011).
  18. Jonkers, H. M., et al. Application of bacteria as self-healing agent for the development of sustainable concrete. Ecological Engineering. 36, 230-235 (2010).
  19. Tobler, D. J., et al. Transport of Sporosarcina pasteurii in sandstone and its significance for subsurface engineering technologies. Applied Geochemistry. 42, 38-44 (2014).
  20. Mortensen, B. M., et al. Effects of environmental factors on microbial induced calcium carbonate precipitation. Journal of applied microbiology. 111, 338-349 (2011).
  21. Phillips, A. J., et al. Potential CO2 leakage reduction through biofilm-induced calcium carbonate precipitation. Environmental science & technology. 47, 142-149 (2013).
  22. Robbins, R. Scanning Electron Microscope Operation. , Available from: http://www.utdallas.edu/~rar011300/SEM/Scanning%20Electron%20Microscope%20Operation.pdf (2010).
  23. vander Heide, P. X-ray Photoelectron Spectroscopy: An introduction to Principles and Practices. , John Wiley & Sons. (2011).
  24. Wiley, W. R., et al. Requirement of an alkaline pH and ammonia for substrate oxidation by Bacillus pasteurii. Journal of Bacteriology. 84, (1962).
  25. Tagliaferri, F., et al. Observing strain localisation processes in bio-cemented sand using x-ray imaging. Granular Matter. 13, 247-250 (2011).
  26. Kumar, A., et al. Microscale confinement features can affect biofilm formation. Microfluidics and Nanofluidics. 14, 895-902 (2012).
  27. Valiei, A., et al. A web of streamers: biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a chip. 12, 5133-5137 (2012).
  28. LIVE/DEAD Bacterial Viability kit, Two-color bacterial viability assay. , https://tools.lifetechnologies.com/content/sfs/manuals/mp07007.pdf, https://www.lifetechnologies.com/ca/en/home/references/protocols/cell-and-tissue-analysis/protocols/live-dead-baclight-bacterial-viability-protocol.html (2004).

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