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Artigo de método

Uso de olhos de coelhos em farmacocinéticas Estudos de intraoculares Drogas

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DOI:

10.3791/53878

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23 de julho de 2016

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1Department of Ophthalmology, Seoul National University Bundang Hospital, 2Department of Ophthalmology, College of Medicine, Seoul National University, 3Department of Ophthalmology, Hanyang University Hospital, 4Department of Ophthalmology, Seoul Metropolitan Government-Seoul National University Boramae Medical Center, 5Department of Clinical Pharmacology, Seoul National University Hospital, 6Department of Clinical Pharmacology, Seoul National University Bundang Hospital

Neste artigo

Resumo

Os coelhos são amplamente utilizados para estudar a farmacocinética de drogas intraoculares. Descrevemos um método para a realização de estudos farmacocinéticos de drogas intraoculares usando olhos de coelho.

Resumo

A via intra-ocular de administração da droga permite a entrega de concentrações elevadas de drogas terapêuticas, enquanto minimiza a sua absorção sistémica. Vários fármacos são administrados dentro da câmara anterior ou vítrea, e a injecção intra-ocular tem sido eficaz na cura de várias doenças intra-oculares. Coelho olhos têm sido amplamente utilizadas para a investigação oftálmica, tal como o animal é fácil de manusear e económica em comparação com outros mamíferos, e o tamanho do olho de coelho é semelhante ao de um olho humano. Usando uma agulha G 30, a droga pode ser injectado para dentro dos espaços intracamerais e intravítrea de olhos de coelho. Os globos oculares são então congeladas até à análise e pode ser dividido em humor aquoso e do humor vítreo e retina / coróide. As amostras vítreas e na retina / coróide pode ser homogeneizada e solubilizado antes da análise. Em seguida, os imunoensaios podem ser realizados para medir as concentrações de droga intra-ocular em cada compartimento. modelos farmacocinéticos apropriados podem serutilizado para calcular vários parâmetros, tais como a meia-vida e a concentração máxima da droga. Coelho olhos pode ser um bom modelo para estudos de farmacocinética dos medicamentos intra-oculares.

Introdução

Antes do advento de entrega intra-ocular de droga, a principal preocupação de terapia médica para doenças intra-oculares foi a eficiência com a qual o fármaco pode penetrar no interior do olho. A barreira hemato-ocular impede muitas substâncias, incluindo drogas, de difundir para dentro do olho. Portanto, as concentrações dos fármacos que são acima dos níveis terapêuticos pode não ser facilmente obtido. O método de administração de droga intra-ocular, incluindo injecções intravítreas e intracamerais, é possível ignorar directamente a barreira hemato-ocular 1-3, de modo que concentrações terapêuticas de drogas pode ser conseguida no olho 4,5.

Por conseguinte, a entrega de drogas intravítreas tornou-se um método popular de tratamento para várias doenças intra-oculares 5,6. Por exemplo, injecção intravítrea é amplamente realizada para a degeneração macular relacionada com a idade, retinopatia diabética, oclusão venosa retiniana, e infecções intra-oculares 7-10. Em particular, uma veza introdução de medicamentos anti-VEGF, a frequência das injecções intravítreas foi notavelmente aumentada para o tratamento de doenças da retina. Portanto, é importante compreender a farmacocinética intraoculares de tais drogas para avaliar a eficácia e segurança da terapia médica.

Embora a administração intra-ocular de drogas é considerado um grande avanço na terapia médica para doenças oculares, o monitoramento da concentração da droga dentro do globo ocular é tecnicamente exigente. Uma vez que os olhos humanos contêm apenas pequenas quantidades de humor aquoso (cerca de 200 uL) e vidro (cerca de 4,5 ml, Tabela 1), é tecnicamente difícil obter uma quantidade suficiente de fluido ocular para medir a concentração da droga. Além disso, os métodos que são usados ​​para se obter o líquido do olho, como bater vítreo ou paracentese da câmara anterior, podem danificar o tecido ocular e resultar em complicações graves, tais como cataratas, endoftalmite, oudescolamento de retina 11,12. Por conseguinte, os modelos animais são utilizados em estudos farmacocinéticos de fármacos comumente utilizados intraoculares 13. Entre estes modelos animais, coelhos ou macacos são os animais mais frequentemente utilizados.

Coelhos, que são pequenos mamíferos da ordem Lagomorpha na família dos leporídeos, são encontrados em várias partes do mundo. Porque os coelhos não são agressivos, eles são fáceis de manusear, usar em um experimento, e observar. Baixo custo, disponibilidade imediata do animal, de tamanho semelhante ao olho humano, e uma grande base de dados de informação para a comparação favorável realizar estudos farmacocinéticos usando olhos de coelhos. Neste trabalho, um protocolo para estudos de farmacocinética dos medicamentos intra-ocular em olhos de coelhos é descrito.

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Protocolo

Nosso protocolo segue as diretrizes da Atenção Institucional Animal e Uso Committee (IACUC) de Seul Bundang Hospital da Universidade Nacional, que aprovou todos os procedimentos com animais e métodos de cuidados de animais apresentados neste protocolo. O IACUC está em plena conformidade com a oitava edição do Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (2011). Todos os procedimentos foram realizados com a adesão às diretrizes da Associação de Pesquisa em Visão e Oftalmologia Declaração de Uso de Animais em Oftalmologia e Vision Research em animais. gaiolas individuais foram utilizados para alojar os coelhos. Cirurgia adicional ou preparação antes de realizar esta experiência (ou seja, a esterilização) pode não ser necessária.

1. A injeção intra-ocular da droga em olhos de coelhos

  1. Anestesiar coelhos brancos da Nova Zelândia saudáveis ​​pesando 1,5-2 kg, com uma injecção intramuscular de uma mistura de cloridrato de tiletamina e zolazepamcloridrato (15 mg / kg) e cloridrato de xilazina (5 mg / kg). Verifique a anestesia através do monitoramento da palpebral reflex (piscar) ou por pitada orelha.
    NOTA: Se uma droga intra-ocular liga-se a pigmentos oculares, o grau de ligação pode induzir a modificação da farmacocinética oculares da droga. Por exemplo, a meia-vida de uma droga de ligação a pigmento nos humores vítreo e aquoso de coelhos pigmentados pode ser aumentada comparada com a de 14 coelhos albinos. Neste caso, os dados obtidos a partir dos olhos de coelhos pigmentados pode ser mais semelhante, aplicável para os olhos humanos, tal como os olhos humanos têm um diferente grau de pigmentação e coelho albino olhos podem não representar homólogos humanos. Assim, considerando a interação droga-pigmento, o uso de coelhos pigmentados ou albinos deve ser cuidadosamente considerada e os resultados devem ser interpretados em conjunto com a cepa (pigmentação) de coelho. No entanto, coelhos albinos são recomendados para uso em estudos comparando propriedades farmacocinéticas como a dinteração tapete-pigmento pode ser um fator de confusão na comparação.
    1. Aplicar um anestésico tópico com 1% de cloridrato de proparacaína colírios oftálmicos. Use pomada veterinário (2% de hidroxipropilmetilcelulose) para prevenir o ressecamento do olho até a recuperação da anestesia.
      NOTA: Nunca deixe o coelho sem vigilância enquanto anestesiados.
  2. Dilatar a pupila com uma ou duas gotas de cloridrato de fenilefrina e tropicamida.
  3. Para a preparação cirúrgica antes da injecção intra-ocular, aplicam 5-10% de povidona-iodo na pele periocular com um cotonete de algodão 5. Coloque uma gota de 5-10% de povidona-iodo na conjuntiva do olho.
  4. Administrar os medicamentos intra-oculares, quer por via intravítrea ou intracamerally usando técnicas assépticas 5.
    NOTA: A droga absorvida na circulação sistêmica também pode penetrar no outro olho. Quando um medicamento é administrado a ambos os olhos, a concentração de droga em um olho pode ser afectada pela droga injetadao outro olho. Se se confirmar que o efeito da injecção contralateral pode ser negligenciada como a droga na circulação sistémica não pode penetrar no outro olho, a utilização de ambos os olhos para administração de injecções intra-oculares pode ser considerado, uma vez que é económico e minimiza o número de animais sacrificados para os estudos farmacocinéticos. Para estudo de farmacocinética em concentração sistémica após injecção intraocular, a utilização de apenas um olho é apropriado.
    1. Para injecções intravítreas, injectar o medicamento intravitreamente um milímetro por trás do limbo cirúrgico no quadrante superotemporal usando uma agulha G 30, e quer comerciais seringas de 1 ml, seringas de insulina, seringas de vidro ou perpendicularmente à superfície escleral 5.
      NOTA: O volume de droga usada para a injecção intravítrea intracameral e varia de acordo com os medicamentos sob investigação. Para experiências de farmacocinética relativos a agentes anti-VEGF, utilizando olhos de coelhos, estudos anteriores usado 0,025, 0,05 (mais comum), ou 0,1 ml de bevacizumab ou ranibizumab para a injeção intracameral ou intravítrea. Nos nossos estudos anteriores sobre a farmacocinética intraoculares de factor de crescimento endotelial anti-vascular, 0,05 ml de bevacizumab 15, 0,025 ml de ranibizumab, ou 0,03 ml de VEGF-Trap 16 foram usadas. Acredita-se que o maior volume seguro sem paracentesis a ser de 0,1 ml, embora tenha havido pouca evidência para apoiar esta 17. Se o volume excessivo é injetado tanto intracamerally ou por via intravítrea, pressão intra-ocular é muito maior. Em adição aos danos do nervo óptico directamente causada por um aumento da pressão intra-ocular (IIOR), dano do nervo óptico no glaucoma ou seja, em casos extremos, a IIOR leva a perfusão ocular prejudicada e a oclusão da artéria central da retina, o qual é análogo ao acidente vascular cerebral no cérebro.
    2. Para injecções intracamerais, injectar o medicamento dentro da câmara anterior através da inserção de uma agulha G 30, por meio do limbo córneo com o bisel para cima e que o avanço aaParalela ao plano da íris para minimizar o risco de trauma para a íris ou da lente.
      NOTA: Dependendo da formulação de fármaco, agulhas maiores do que 30 L pode ser usado. As condições que requerem agulhas de calibre maior incluem drogas contendo microesferas, drogas larga de proteínas, e as formulações de elevada viscosidade.
    3. Após a injecção, comprimir o local de injecção com um aplicador de algodão-ponta estéril para promover a cicatrização de feridas.
      NOTA: Normalmente, 30 segundos é suficiente para a cura de feridas, quando uma agulha de 30 G é usada para injecção intra-ocular. No entanto, se uma agulha de calibre maior é usado para a injecção intra-ocular, um tempo mais longo seria apropriado para ferida de vedação para minimizar as fugas a partir da ferida esclerotomia. Para verificar se há fugas esclerotomia ferida é importante para garantir que a quantidade de droga intra-ocular usada imediatamente após a injecção intraocular é a mesma que a quantidade injectada, especialmente se uma agulha de calibre maior é usado.
  5. Observe os coelhos tratados diárias parauma semana, e depois uma vez por semana, para qualquer sinal de inflamação grave intra-ocular (hiperemia conjuntival e hypopyon) até que a eutanásia.
    NOTA: Os analgésicos após a injecção não são necessárias como a injeção intra-ocular usando uma agulha G 30 é um procedimento minimamente invasivo, que não é acompanhada de dor pós-cirúrgica. Não devolva um animal que foi submetido a uma cirurgia para a companhia dos outros animais até que esteja totalmente recuperado.

Preparação 2. Amostra

  1. Para enucleação, sacrificar os coelhos em vários pontos de tempo (por exemplo., 1 hora ou 1, 2, 5, 9, 14, ou 30 dias) após a injeção de drogas intra-ocular.
    NOTA: Estes pontos de tempo dependem da droga de interesse e os perfis farmacocinéticos conhecidos. Para cada ponto de tempo, utilizar, pelo menos, dois 13 globos oculares. Para qualidade de dados confiável, duração de amostragem devem ser escolhidos com cuidado, pelo menos, quatro pontos de tempo com a amostragem equilibrada durante pelo menos um período de tempo de duas meias-vidas da droga 13 . Acreditamos que a 6-8 pontos de tempo de amostragem com equilibrados, pode ser apropriada. Para pequenas moléculas (≤1,000 18 Da), em particular, mais do que um ponto de tempo durante as primeiras 24 horas é crucial. Por conseguinte, para macromoléculas (> 1000 Da) 18, um período de amostragem, tal como 1 hora e 1, 2, 5, 9, 14, e 30 dias 19 pode ser uma boa opção. Para pequenas moléculas (≤1,000 Da), 1, 2, 4, e 8 horas e 1, 3 e 7 dias pode ser uma opção 20. Dependendo do peso molecular, o período de amostragem pode ser ainda modificado.
    1. Para a eutanásia, administrar 10 ml de 15% de KCl intravenosa rapidamente após anestesiar os coelhos com uma injecção intramuscular de uma mistura de cloridrato de tiletamina, cloridrato de zolazepam (15 mg / kg), e cloridrato de xilazina (5 mg / kg).
  2. Abrir a fenda palpebral com um retractor de pálpebra. Fazer um 360 ° conjuntival incisão 2-3 mm posterior ao limbo e estendê-lo posteriormente por dissecar o conjunctiva e da cápsula de Tenon do globo.
  3. Corte os músculos extra-oculares perto de sua inserção no mundo. Prender o nervo óptico com uma pinça curva e depois cortar o nervo entre os fórceps e do globo. Remover o próprio globo ocular, deixando os tecidos circundantes intacta. Após enucleação, congelar imediatamente os globos oculares e armazená-los a -80 ° C.
    NOTA: Pode haver duas opções para a congelação imediata. Se a concentração de fármaco é medida numa fase muito precoce (isto é. A menos de 1 hora), o azoto líquido pode ser mais adequada para assegurar o congelamento melhor atempada do globo ocular. No entanto, para períodos subsequentes, o gelo pode ser utilizado para arrefecer o globo ocular imediatamente, e, em seguida, congelador pode ser utilizado para armazenar os globos oculares a -80 ° C.
  4. Após a obtenção dos globos oculares para todos os pontos de tempo, os globos oculares separar congeladas em três compartimentos, o humor vítreo, o humor aquoso, e a retina / coróide. Separar estes compartimentos antes defrosting.
    NOTA: O ponto mais importante para a separação em três compartimentos é a velocidade do processo. O globo ocular deve ser separada muito rapidamente antes da descongelação e o procedimento pode ser realizado no gelo para atrasar o descongelamento.
    1. Para abrir o mundo, fazer uma incisão no limbo da córnea (300 ° ou maior) com uma lâmina de bisturi. Obter o compartimento de congelação em frente da íris, o humor aquoso.
    2. Retirar a íris congelados e da lente puxando e excoriating usando uma pinça. Quando o vítreo torna-se acessível, obtenha o vítreo congelados, separando-a das restantes tecidos (retina / coróide / esclera).
    3. Usando uma lâmina de bisturi número 15, separar o tecido de retina / coróide da esclerótica subjacente.
  5. Para imunoensaios, descongelar as amostras do humor aquoso, e medir o volume de cada amostra. Medir o peso das amostras congeladas subtraindo o peso de um tubo vazio a partir de que o tubo contendo tele congelado amostra.
    Observação: Uma vez que a gravidade específica das amostras congeladas é de aproximadamente 1, O peso de cada amostra pode ser utilizada para calcular o volume da amostra.
  6. Pesar as amostras de vítreo, descongelar as amostras, e solubilizar-los em 1,0 ml de solução salina tamponada com fosfato contendo 1% de albumina de soro bovino num rotor durante a noite a 4 ° C. Em seguida, centrifugar as amostras a 387 xg durante 10 min 21.
  7. Pese os / as amostras congeladas de retina coróide para a homogeneização. Adiciona-se reagente de extracção de proteína com uma razão de tecido de reagente de 1:10 (1 g de tecido / 10 mL de reagente). Homogeneizar o tecido utilizando uma microhomogenizer pré-arrefecido. Centrifugar a amostra lisadas durante 10 min a 12,000-20,000 xg e transferir o sobrenadante para um tubo de PPE refrigerados.

3. Imunoensaio

NOTA: Várias metodologias de análise pode ser utilizado para a medição da concentração de proteína. Escolha um método quantitativo adequado, depending na faixa de detecção. Resumidamente, o modo de monitorização iónica seleccionada de HPLC pode detectar níveis picogramas de molécula, enquanto LC-MS / MS pode detectar nanogramas e picogramas níveis de proteína para perfilar com o modo MRM / PRM, respectivamente. O limite de detecção do ELISA é considerado estar no nível picograma.

  1. Para os ensaios de imunoabsorção enzimática (ELISA indirecta) para medir as concentrações de agentes anti-VEGF, utilizar kits de ELISA em placas de 96 cavidades para detectar a droga de interesse e gera uma curva padrão de concentrações de drogas conhecidas.
    1. Dilui-se a, o humor aquoso vítreo, e as amostras coróide / retina, com 0,1% de albumina de soro bovino em solução salina tamponada 1x com fosfato (PBS) para concentrações que estão dentro do intervalo linear, e utilizá-los para o ensaio.
  2. Dividir as amostras em alíquotas em placa a 100 ul / poço. Incubar durante a noite a 4 ° C e, em seguida, lava-se a placa três vezes com 200 ul de solução de lavagem de 0.05% de Tween 20 em PBS 1x.
    NOTA: O anti-VEGF presentes na amostra actua como o anticorpo primário por ELISA; Portanto, o uso adicional de um anticorpo primário não é necessária.
  3. Dilui-se o anticorpo secundário a 1: 20000 em BSA a 0,1% em 1x PBS, e adicionar 100 uL de a-solução diluída por poço. Após incubação da placa com um anticorpo secundário diluído durante a noite a 4 ° C, à medida da densidade óptica a 450 nm de comprimento de onda. Subtrair a densidade óptica média a zero padrão a partir da média de leituras em duplicado para cada padrão e amostra.
  4. Criar uma curva padrão com base no sinal de luz relativa a partir de soluções da droga com concentrações conhecidas por reduzir os dados utilizando software de computador capaz de gerar um parâmetro de logística de quatro (4-PL) curva de ajuste, tais como SoftMax Pro. Para criar uma curva padrão, a curva de ajuste de 4-PL pode ser obtido clicando em [4 parâmetros] em [Curva Padrão] - [Fit].
  5. Calcula-se a concentração de fármaco nas amostras from a curva padrão.
    NOTA: Os limites de detecção (LOD) de drogas anti-VEGF foram investigados em nosso experimento. A LOD do bevacizumab foi 0,024-3,125 ng / ml e a de aflibercept foi 0.039-10 ng / ml.

4. Métodos de Análise farmacocinéticas

NOTA: Para a análise PK, pode-se usar qualquer compartimental ou análise não compartimental. Na análise compartimental, comportamento disposição de moléculas pode ser explicado por uma equação (modelo). Assim, a análise PK compartimental pode prever a concentração, a qualquer momento t Considerando que o modelo não-compartimental não podem visualizar ou prever perfis de tempo de concentração para outros regimes de dosagem. No entanto, montagem de modelos compartimentados pode ser um processo complexo e demorado. Em contraste, as suposições são menos restritivas no modelo não-compartimental. O método não compartimental é simples e comumente utilizados para calcular os parâmetros farmacocinéticos, tais como meia-vida, a depuração e o volume de distribuição.Nós escolhemos modelos compartimentais para estudos farmacocinéticos sobre agentes anti-VEGF.

  1. Analisar os dados de concentração de droga com os modelos compartimentados utilizando software de modelagem, tais como software Phoenix WinNonlin.
    1. Clique [modelo PK] em [modelagem WNL5 clássico] e mapear o tempo de observação, a dose administrada e a concentração do fármaco no menu [Configuração].
    2. Selecione o modelo compartimental (por exemplo, número de compartimentos) no separador [seleção de modelo], e clique no botão [execução] para calcular os parâmetros do modelo.
  2. Após as análises, selecione o modelo de compartimento final que melhor descreve os dados de concentração de droga com base nos seguintes critérios: (., Por exemplo, erro padrão) (1) Akaike Critério de Informação, (2) a precisão das estimativas de parâmetros, e (3) análise gráfica (por exemplo., a bondade de parcelas de ajuste).
  3. Calcular os parâmetros farmacocinéticos de interesse, tais como meia-vida (t 1/2) e a área sob o tempo Concentra-ção curva (AUC), a partir dos parâmetros do modelo e as equações movidas pelo modelo compartimental.

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Resultados

O processo que é usado para realizar injecções intravítreas de uma droga de interesse em olhos de coelhos com técnicas estéreis é mostrado na Figura 1. Os olhos são enucleados tratados em uma hora programada e armazenado a -80 ° C. Para a análise, três compartimentos, o humor aquoso, o vítreo e a retina / coróide, são separados a partir dos olhos de coelhos congelados, como demonstrado na Figura 2. As amostras dos compartimentos são preparadas para o tes...

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Discussão

Com o uso crescente de drogas intraoculares, como agentes anti-fator de crescimento endotelial vascular (VEGF), para o tratamento de diversas doenças oculares, o conhecimento da distribuição tecidual e depuração da droga após a injeção intraocular é importante. Compreender a farmacocinética dos medicamentos intraoculares é importante para entender a eficácia e a segurança dos medicamentos, determinar a dosagem ideal dos medicamentos e minimizar as complicações sistêmicas ou intraoculares. No entanto, estudos farmacocinét...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer à Sra. Ji Hyun Park e Ji Yeon Park por sua assistência técnica nos experimentos com animais. Este trabalho foi apoiado por uma doação do Fundo de Pesquisa do Hospital Bundang da Universidade Nacional de Seul (número de concessão: Grant No. 14-2014-022) e de uma doação (CCP-13-02-KIST) do Projeto de Comercialização de Convergência do Conselho Nacional de Pesquisa de Ciência e Tecnologia, Seul, Coréia.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
ZoletilVirbac Laboratories, Carros Cedex, França
Cloridrato de xilazina Fort Dodge Laboratories, Fort Dodge, IA
Cloridrato de proparacaína (Alcaine)Alcon laboratories, Fort Worth, TX
Cloridrato de fenilefrina e tropicamidaSanten Pharmaceutical, Co., Osaka, Japão
VEGF humano recombinante 165R& D systems293-VE-050
Tampão de carbobato-bicarbonatoSIGMAC3041-50CAP
Nunc Microwell 96F com tampa Nunclon D SiThermo SCIENTIFIC167008placa de 96 poços
Albumina de soro bovino (BSA) 25 g (líquido)BOVOGENBSA025
Solução salina tamponada com fosfato (PBS) pH 7,4 (1x), 500 mlgibco10010-023
Anticorpo secundário anti-IgG humano de ovelha, conjugado HRP ThermoSCIENTIFICPA1-28652
Cabra anti-Human IgG Fc (HRP)abcamab97225
IgG anti-humano de cabra, Fab'2 Anticorpo secundário, conjugado HRPThermo SCIENTIFICPA1-85183
CelLytic MT  Reagente de lise celularSIGMAC3228-50MLtampão de lise
100 lâminas de bisturipara instrumentos BLADE#15
100 lâminas de bisturipara instrumentosBLADE #10
Lâmina cirúrgica de penas de aço inoxidávelFEATHER11
Solução de substrato de 1 passo TMB-Blotting, 250 mlThermo SCIENTIFIC34018
Tampão de substrato de peróxido estável (10x), 100 mlThermo SCIENTIFIC34062
Softmax ProMolecular Devicesv.5.4.1software para gerar curva padrão
SAAM II Saam Institute, Seattle, WAsoftware para modelagem farmacocinética
Phoenix WinNonlinPharsight, Cary, NCv. 6.3software para modelagem farmacocinética
Avastin (bevacizumab)Genentech

Referências

  1. Urtti, A. Challenges and obstacles of ocular pharmacokinetics and drug delivery. Adv Drug Deliv Rev. 58, 1131-1135 (2006).
  2. Geroski, D. H., Edelhauser, H. F. Drug delivery for posterior segment eye disease. Invest Ophthalmol Vis Sci. 41, 961-964 (2000).
  3. Ghate, D., Edelhauser, H. F. Ocular drug delivery. Expert Opin Drug Deliv. 3, 275-287 (2006).
  4. Del Amo, M. E., Urtti, A. Current and future ophthalmic drug delivery systems. A shift to the posterior segment. Drug Discov Today. 13, 135-143 (2008).
  5. Avery, R. L., et al. Intravitreal injection technique and monitoring: updated guidelines of an expert panel. Retina. 34, Suppl 12. S1-S18 (2014).
  6. Kim, Y. C., Chiang, B., Wu, X., Prausnitz, M. R. Ocular delivery of macromolecules. J Control Release. 190, 172-181 (2014).
  7. Group, C. R., et al. Ranibizumab and bevacizumab for neovascular age-related macular degeneration. N Engl J Med. 364, 1897-1908 (2011).
  8. Campochiaro, P. A., et al. Sustained benefits from ranibizumab for macular edema following central retinal vein occlusion: twelve-month outcomes of a phase III study. Ophthalmology. 118, 2041-2049 (2011).
  9. Brown, D. M., et al. Ranibizumab for macular edema following central retinal vein occlusion: six-month primary end point results of a phase III study. Ophthalmology. 117, 1124-1133 (2010).
  10. Diabetic Retinopathy Clinical Research Network. Aflibercept, bevacizumab, or ranibizumab for diabetic macular edema. N Engl J Med. 372, 1193-1203 (2015).
  11. McCannel, C. A. Meta-analysis of endophthalmitis after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor agents: causative organisms and possible prevention strategies. Retina. 31, 654-661 (2011).
  12. Meyer, C. H., et al. Incidence of rhegmatogenous retinal detachments after intravitreal antivascular endothelial factor injections. Acta Ophthalmol. 89, 70-75 (2011).
  13. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).
  14. Hughes, P. M., Krishnamoorthy, R., Mitra, A. K. Vitreous disposition of two acycloguanosine antivirals in the albino and pigmented rabbit models: a novel ocular microdialysis technique. J Ocul Pharmacol Ther. 12, 209-224 (1996).
  15. Ahn, J., et al. Pharmacokinetics of Intravitreally Injected Bevacizumab in Vitrectomized Eyes. J Ocul Pharmacol Ther. , (2013).
  16. Park, S. J., et al. Intraocular pharmacokinetics of intravitreal vascular endothelial growth factor-Trap in a rabbit model. Eye (Lond). 29, 561-568 (2015).
  17. Jager, R. D., Aiello, L. P., Patel, S. C., Cunningham, E. T. Risks of intravitreous injection: a comprehensive review. Retina. 24, 676-698 (2004).
  18. Durairaj, C., Shah, J. C., Senapati, S., Kompella, U. B. Prediction of vitreal half-life based on drug physicochemical properties: quantitative structure-pharmacokinetic relationships (QSPKR). Pharm Res. 26, 1236-1260 (2009).
  19. Ahn, S. J., et al. Intraocular pharmacokinetics of ranibizumab in vitrectomized versus nonvitrectomized eyes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55, 567-573 (2014).
  20. Mochizuki, K., et al. Intraocular kinetics of ceftazidime (Modacin). Ophthalmic Res. 24, 150-154 (1992).
  21. Bakri, S. J., et al. Pharmacokinetics of intravitreal ranibizumab (Lucentis). Ophthalmology. 114, 2179-2182 (2007).
  22. Kondo, T., Miura, M., Imamichi, M. Measurement method of the anterior chamber volume by image analysis. Br J Ophthalmol. 70, 668-672 (1986).
  23. Toris, C. B., Yablonski, M. E., Wang, Y. L., Camras, C. B. Aqueous humor dynamics in the aging human eye. Am J Ophthalmol. 127, 407-412 (1999).
  24. Remtulla, S., Hallett, P. E. A schematic eye for the mouse, and comparisons with the rat. Vision Res. 25, 21-31 (1985).
  25. Barza, M. Animal models in evaluation of chemotherapy of ocular infections. Experimental Models in Antimicrobial Chemotherapy. Zak, O., Sande, M. A. , Harcourt Brace Jovanovich. 187-211 (1986).
  26. Hughes, A. A schematic eye for the rat. Vision Res. 19, 569-588 (1979).
  27. Maurice, D. M., Mishima, S. Ocular pharmacokinetics. 69, Springer Verlag. (1984).
  28. Greenbaum, S., Lee, P. Y., Howard-Williams, J., Podos, S. M. The optically determined corneal and anterior chamber volumes of the cynomolgus monkey. Curr Eye Res. 4, 187-190 (1985).
  29. Ruby, A. J., Williams, G. A., Blumenkranz, M. S. Vitreous humor. Foundations of Clinical Ophthalmology. , Lippincott Williams & Wilkins. (2006).
  30. Jaffe, G. J., Ashton, P., Andrew, P. Intraocular Drug Delivery. , Taylor & Francis. (2006).
  31. Iyer, M. N., et al. Clearance of intravitreal moxifloxacin. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 317-319 (2006).
  32. Fauser, S., et al. Pharmacokinetics and safety of intravitreally delivered etanercept. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 242, 582-586 (2004).
  33. Scholes, G. N., O'Brien, W. J., Abrams, G. W., Kubicek, M. F. Clearance of triamcinolone from vitreous. Arch Ophthalmol. 103, 1567-1569 (1985).
  34. Stastna, M., Behrens, A., McDonnell, P. J., Van Eyk, J. E. Analysis of protein composition of rabbit aqueous humor following two different cataract surgery incision procedures using 2-DE and LC-MS/MS. Proteome Sci. 9, 8(2011).
  35. Sinapis, C. I., et al. Pharmacokinetics of intravitreal bevacizumab (Avastin(R)) in rabbits. Clin Ophthalmol. 5, 697-704 (2011).
  36. Gaudreault, J., Fei, D., Rusit, J., Suboc, P., Shiu, V. Preclinical pharmacokinetics of Ranibizumab (rhuFabV2) after a single intravitreal administration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 46, 726-733 (2005).
  37. Maurice, D. Review: practical issues in intravitreal drug delivery. J Ocul Pharmacol Ther. 17, 393-401 (2001).
  38. Laude, A., et al. Intravitreal therapy for neovascular age-related macular degeneration and inter-individual variations in vitreous pharmacokinetics. Prog Retin Eye Res. 29, 466-475 (2010).
  39. Christoforidis, J. B., Carlton, M. M., Knopp, M. V., Hinkle, G. H. PET/CT imaging of I-124-radiolabeled bevacizumab and ranibizumab after intravitreal injection in a rabbit model. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52, 5899-5903 (2011).
  40. Sangwan, V. S., Pearson, P. A., Paul, H., Comstock, T. L. Use of the Fluocinolone Acetonide Intravitreal Implant for the Treatment of Noninfectious Posterior Uveitis: 3-Year Results of a Randomized Clinical Trial in a Predominantly Asian Population. Ophthalmol Ther. 4, 1-19 (2015).
  41. Bajwa, A., Aziz, K., Foster, C. S. Safety and efficacy of fluocinolone acetonide intravitreal implant (0.59 mg) in birdshot retinochoroidopathy. Retina. 34, 2259-2268 (2014).
  42. Sanford, M. Fluocinolone acetonide intravitreal implant (Iluvien(R)): in diabetic macular oedema. Drugs. 73, 187-193 (2013).
  43. Haller, J. A., et al. Dexamethasone intravitreal implant in patients with macular edema related to branch or central retinal vein occlusion twelve-month study results. Ophthalmology. 118, 2453-2460 (2011).
  44. Boyer, D. S., et al. Three-year, randomized, sham-controlled trial of dexamethasone intravitreal implant in patients with diabetic macular edema. Ophthalmology. 121, 1904-1914 (2014).
  45. Patel, S. R., et al. Targeted administration into the suprachoroidal space using a microneedle for drug delivery to the posterior segment of the eye. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 4433-4441 (2012).
  46. Makadia, H. K., Siegel, S. J. Poly Lactic-co-Glycolic Acid (PLGA) as Biodegradable Controlled Drug Delivery Carrier. Polymers (Basel). 3, 1377-1397 (2011).

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