Caracterização e aplicação de amostradores passivos de monitorização de pesticidas em água

Os pesticidas são continuamente novos elementos para o ambiente aquático e pode representar um risco para os organismos aquáticos ^1. Monitoramento de pesticidas no ambiente aquoso é normalmente realizada utilizando amostragem garra, no entanto, esta técnica de amostragem não terem plenamente em conta as variações temporais nas concentrações devido a flutuações nas entradas de vazão ou episódicos (por exemplo, precipitação, esgoto transborda combinados, libertação lagoa de esgoto) ^{2 , 3.} Assim, os métodos de monitoramento precisam ser melhorados para uma melhor estimativa dos riscos ambientais associados aos pesticidas. A amostragem passiva permite a monitorização contínua ao longo de um período de tempo prolongado com o mínimo de infra-estrutura e baixas concentrações de contaminantes ^4,5.

Amostradores passivos têm sido mostrados para ser uma valiosa ferramenta para o monitoramento nas águas subterrâneas ^6, água fresca ^7-10, águas residuais ¹¹ e ¹² águas marinhas. Além fins de monitoramento 15, os testes de toxicologia ^16,17, e como uma alternativa para sediment- e biomonitoração ^18. Amostradores passivos acumular produtos químicos continuamente de água e dar tempo médio ponderado (TWA), as concentrações ^14. A absorção do contaminante depende da taxa de amostragem (R _S) e o coeficiente de partição amostrador-água passiva (K _PW), que depende do desenho passiva amostrador, material amostrador, as propriedades físico-químicas do contaminante, e às condições ambientais (por exemplo, água turbulência, temperatura) ^13,14,19,20.

O vídeo detalhado tem como objetivo mostrar como calibrar e aplicar amostradores passivos de pesticidas em água. Os objectivos específicos incluídos i) para realizar a preparação, extração e análise instrumental de 124 pesticidas individuais usando cinco tipos diferentes de sampl passivaers, incluindo borracha de silicone, polar orgânico química integrativa amostrador (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS e C ₁₈ disco, ii) para avaliar R _S e K _PW relação aos pesticidas em um estudo de absorção de laboratório, e iii) para demonstrar como selecionar o amostrador passivo apropriado do composto alvo de interesse e como calcular as concentrações de TWA para o respectivo amostrador passivo.

Padrões de referência e dispositivos amostradores passivos

Compostos-alvo incluídas 124 legado e pesticidas actualmente utilizados, incluindo herbicidas, inseticidas e fungicidas (Tabela 1). Mistura de padrão interno (IS mistura) incluiu fenoprop (2,4,5-TP), clotianidina-D _3, etião e terbutilazina-D _5. Outros produtos químicos utilizados incluíram metanol (MeOH), acetonitrilo (ACN), acetona (ACE), diclorometano (DCM), ciclo-hexano (CH), acetato de etilo (EA), et petróleoela (PE), 2-propanol, solução de amoníaco a 25%, ácido acético (HAc) e ácido fórmico (FA). Cinco dispositivos de amostragem passiva diferentes foram caracterizados, incluindo borracha de silicone, POCIS-A e POCIS-B, SDB-RPS, e C ₁₈ ^1,21 disco.

Tabela 1. Taxa de amostragem amostrador passivo (R? _S, G dia ^-1), os coeficientes de partição em água amostrador (K _'PW, L kg ^-1) e as equações (Eq.) Utilizados para o cálculo das concentrações nas amostras de campo para indivíduo pesticidas ^a. (Reproduzido da Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caracterização de cinco dispositivos de amostragem passiva para monitoramento de pesticidas em água, 1-11, Copyright (2015), com a permissão de Elsevier .) ²² Por favor, clique aqui para fazer o download deste arquivo.

1. Passivo Sampler Concepção e Preparação

1. Folhas de borracha de silicone
   1. Corte as folhas de borracha de silicone (600 mm x 600 mm, 0,5 mm de espessura) em faixas de 2,5 mm x 600 mm e 2,5 mm x 314 mm usando um cortador de aço inoxidável e conectá-los usando um rebite cego de aço inoxidável (3,2 mm x 10 mm ) com uma pistola de rebite para se obter um tamanho total listra amostrador de 2,5 mm x 914 milímetros (área superficial = 457 centímetros ^2, sorvente massa = 15,6 g, volume = 22,9 cm ^3).
2. Coloque as borrachas de silicone em uma câmara de extracção de um aparelho de Soxhlet. Adicionar 50 ml EA na câmara de extracção e adicionar 250 ml EA e três pedras de ebulição em um frasco de 500 ml garrafa rodada.
   1. Ligue a câmara de extracção com o balão de garrafa e um condensador. Limpar as borrachas de silicone por extracção de Soxhlet durante 96 horas a aproximadamente 80 ° C, e em seguida secá-los sob gás de azoto suave.
3. Prenda as stri de borracha de siliconePE para um suporte de amostras de aço inoxidável aranha enrolando a tira de borracha de silicone em torno das hastes de suporte (Figura 1). Fixe cada extremidade da faixa de borracha de silicone a uma haste no suporte usando abraçadeiras.

Figura 1. Esquema de borracha de silicone. Esquemática amostrador passivo de borracha de silicone que mostra a fixação da faixa de borracha de silicone para um aço inoxidável amostra aranha detentor A) do topo e B) a vista lateral. Por favor clique aqui para ver uma versão maior esta figura.

2. POCIS-A e B-POCIS
   1. Para POCIS-A, coloque 220 ​​mg de adsorvente HLB granel (área superficial = 1,78 x 10 ^{6 cm2)} entre dois 9,0 centímetros por 9,0 centímetros square polietersulfona (PES) membranas (Figura 2).
   2. Para POCIS-B, colocar 220 mg de uma mistura de absorvente (isto é, resina hidroxilada poliestireno-divinilbenzeno (80%) e um adsorvente carbonáceo disperso num copolímero de estireno divinilbenzeno (20%)) (área superficial = 2,82 x 10 ^{6 cm2)} entre duas membranas de PES (Figura 2).
   3. Comprimir o adsorvente e dois PES entre dois anéis de aço inoxidável manualmente (Ø interno = 5,4 cm) e fixá-lo em um suporte de amostras de aço inoxidável (Figura 2).

Figura 2. Esquema de discos amostragem passiva. Esquemática amostrador passiva para POCIS A, POCIS B, disco SDB-RPS e C ₁₈ de disco mostrando A) a montagem do dispositivo de amostragem passiva utilizando anéis de aço inoxidável, polietersulfona Membran (PES)es, e a fase de recepção, e B) a montagem em um suporte de amostras de aço inoxidável. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

3. Disco SDB-RPS e C ₁₈ de disco
   1. Coloque SDB-RPS (área de superfície = 35 cm ^2, a massa absorvente = 0,34 g, volume = 1,7 cm ³⁾ e C ₁₈ discos (área superficial = 35 cm ^2, a massa absorvente = 0,58 g, volume = 1,7 cm ³⁾ entre duas membranas PES (Figura 2). Comprimir os discos e dois PES entre dois anéis de aço inoxidável manualmente (O interior = 5,4 cm) e fixá-lo em um suporte de amostras de aço inoxidável (Figura 2).

2. experimentos de laboratório Captação

NOTA: As experiências de incorporação de laboratório foram realizados para caracterizar quantitativamente a absorção kinetics para 124 pesticidas individuais para cinco dispositivos amostradores passivos diferentes sob condições controladas.

1. Realizar o estudo captação em recipientes de vidro retangulares (cada ~ 95 L): Tanque 1) borracha de silicone (n = 16), tanque 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), e o tanque 3 ) SDB-RPS rígido (n = 16), C ₁₈ rígido (n = 16). Encha de água natural em três tanques.
2. Executar todas as experiências a uma temperatura constante de água (~ 20 ° C) e sob condições de turbulência de água (~ 10 centímetros ^seg-1), utilizando duas bombas eléctricos ligados à parede de cada lado. Executar as experiências no escuro para minimizar o efeito da fotodegradação.
3. Pico de cada recipiente de vidro com uma mistura padrão de pesticidas contendo 124 pesticidas usando uma seringa de vidro (c ≈ 400 ng L ^-1 para os pesticidas individuais no tanque de água). Retire os amostradores passivos manualmente a partir dos tanques, em intervalos de tempo de 5, 11, 20 e 26 days, para determinar as taxas de amostragem dos pesticidas.
4. Monitorizar as concentrações dos pesticidas em cada tanque através da recolha de amostras de 100 ml de água nos dias 0, 5, 11, 20, e 26. A análise das amostras de água é realizada tal como descrito noutro local ^21.
   1. Para controle de qualidade, expor amostras em branco para o ar ambiente por 1 hora no dia 0 e, em seguida, armazenar e tratá-los como amostras reais. Armazenar todos os extratos, bem como as amostras de 100 ml de água coletadas dos tanques a -18 ° C até análise posterior.

Extracção 3. Amostra

1. Borracha de silicone
   1. Antes da extracção, secar a tira de borracha de silicone sob uma corrente de gás azoto de elevada pureza.
   2. Por espectrometria de cromatografia de massa de gás análise (GC-MS), realizar a extração sólido-líquido usando extração Soxhlet ^22.
      1. Colocar a borracha de silicone no extractor de Soxhlet. Adicionar 250 ml de PE / ACE (50/50, v / v) e 3 Boipedras ling no balão de frasco redondo.
      2. Pico a borracha de silicone, com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml ^-1) usando uma seringa de vidro. Adicionar 50 ml de PE / ACE (50/50, v / v) no extractor de Soxhlet. Ligar o aquecedor e executar a extração Soxhlet durante 19 horas e, em seguida, desligue o aquecedor.
      3. Concentra-se os extractos por evaporação rotativa, seguido por agitação suave de azoto sopro para baixo para 1 ml. Trocar o solvente a CH / ACE (90/10, v / v) pela adição de três vezes 1 mL de CH / ACE (90/10, v / v) durante o golpe de azoto para baixo para 1 ml.
   3. Por espectrometria de massa de cromatografia líquida-tandem análise (LC-MS / MS), realizar a extração usando extração Soxhlet ^22.
      1. Colocar a borracha de silicone no extractor de Soxhlet. Adicione 250 ml de MeOH e 3 pedras fervente no frasco frasco redondo e 50 ml de MeOH no extrator Soxhlet. Pico a borracha de silicone, com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml ^-1) usando um vidro syrInge.
      2. Ligar o aquecedor e executar a extração Soxhlet durante 19 horas e, em seguida, desligue o aquecedor. Concentra-se os extractos por evaporação rotativa, seguido por agitação suave de azoto sopro para baixo para 1 ml. Trocar o solvente para ACN por adição de 1 mL de ACN durante o sopro de azoto para baixo para 1 ml.
2. POCIS-A e B-POCIS
   1. Abra o amostrador POCIS cuidadosamente e transferir o sorvente com água ultrapura com um funil para um cartucho de pré-limpos de polipropileno vazio sólido extracção de fases (SPE) (6 ml) contendo duas fritas de polietileno (PE). Seca-se o adsorvente por vácuo para remover a água. Registar o peso do cartucho de SPE vazia e embalado para controlar o peso do material sorvente. Por favor note que diferentes cartuchos são utilizados para análise LC-MS / MS e CG-EM.
   2. Antes da eluição, a espiga sorvente com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml ^-1) usando uma seringa de vidro. absorventes eluto POCIS-A e POCIS-B, utilizando 5ml EA para GC-MS ^22.
      1. Concentrar os extratos a 1 ml por suave de azoto golpe-down. Trocar o solvente a CH / ACE (90/10, v / v) pela adição de três vezes 1 mL de CH / ACE (90/10, v / v) durante o golpe de azoto para baixo para 1 ml.
   3. Eluir cartuchos POCIS-A e B-POCIS utilizando 1,5 mL de MeOH, seguido de 8 ml de DCM / MeOH (80/20, v / v) para análise por LC-MS / MS ^22. Concentrar os extratos a 1 ml por suave de azoto golpe-down. Trocar o solvente para ACN por adição de 1 mL de ACN durante o sopro de azoto para baixo para 1 ml.
3. SDB-RPS e C ₁₈ de disco
   1. Transferir discos individuais de SDB-RPS e C ₁₈ de disco para uma proveta de vidro e secá-las sob gás de azoto. Pico a discos com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml ^-1) usando uma seringa de vidro e sonicar deles duas vezes numa proveta de vidro à temperatura ambiente, primeiro com 5 ml de EE durante 10 min e, em seguida, com 3 ml de EA durante 10 min.
   2. transferência both extractos em um tubo de vidro, concentrá-las a 2 ml por sopro suave de azoto para baixo, e dividi-los em duas fracções de 1 ml (por análise por LC-MS / MS, GC-MS, respectivamente, e).
   3. Concentra-se os extractos a 0,5 ml por sopro suave de azoto para baixo e trocar o solvente de CH / ACE (90/10, v / v) para análise por GC-MS ^22. Concentra-se os extractos a 0,5 ml por sopro suave de azoto para baixo e trocar o solvente de ACN para análise por LC-MS / MS ^22.

4. As amostras de água

1. Pico de 20 ml de amostra de água com 100 ul de uma mistura de IS (c = 5 ng ml ^-1) usando uma seringa de vidro, adicionar 3 ml de DCM, vortex durante 3 minutos, e decanta-se para um separador de fase para a análise por GC-MS ^22.
   1. Após as duas fases são separadas, a fase de DCM percolado para um tubo de vidro. Repetir a extracção usando 3 ml DCM, e lavar o tubo com 2 ml DCM. Finalmente, concentrar os extractos a 0,5 ml por suave de azoto blow-baixo e exchanGE o solvente a CH / ACE (90/10, v / v).
2. Analisar as amostras de água por injecção de grande volume, semelhante ao método descrito em outros lugares por LC-MS / MS ^21.

5. Análise Instrumental

1. A análise por CG-EM
   1. Realizar a análise instrumental dos extratos CH / ACE utilizando sistemas de GC-MS na ionização de elétrons (EI) e modo de ionização química negativo (NCI), respectivamente ^22.
   2. Para o método GC-MS usando EI, injectar alíquotas de 1 ul com o método de injecção splitless sobre uma coluna HP-5MS (30 IU m, 0,25 mm de diâmetro interno, 0,25 um de filme).
   3. Para o método utilizando CI-MS GC, injectar alíquotas de 3 ul de uma coluna HP-5MS (30 IU m, 0,25 mm de diâmetro interno, 0,25 um de filme).
2. A análise por HPLC-MS / MS
   1. Efectuar a análise instrumental do ACN extractos utilizando HPLC-MS / MS em interface com uma fonte de ionização por electrospray negativo em ((-) ESI) e de ião positivo mode ((+) ESI) ^22.
   2. Para (+) ESI, dilui-se 100 ul da ACN extrai com 900 ul de água ultrapura ajustado a pH 5 com o FA.
   3. Para (-) ESI, diluir 100 ul da ACN extrai com 900 solução ul de 1% FA em água ultrapura.
   4. Para (+) ESI, usar um gradiente binário que consiste em 2-propanol formato de amónio / metanol / 10 mM de (6/2/92, v / v / v) e MeOH com um caudal de 0,3 ml min ^-1.
   5. Para (-) ESI, usar um gradiente binário consistindo de ACN / água ultrapura 0,1% HAc e ACN + 0,1% HAc a um caudal de 0,3 ml min ^-1.
   6. Injectar todas as amostras utilizando um grande volume de injecção de 500 ul usando duas colunas de SPE (em linha tanto 20 x 2 mm ID e do tamanho de partícula 20-25 um), e uma coluna analítica (C _18, 100 x 3 mm, 3,5 um) ^21.

6. Teoria de amostragem passiva

NOTA: O perfil de absorção do produto químico ao mediu amostrador passivom (PSM) está dividida em três secções: linear, curvilíneo e equilíbrio (Figura 3).

Figura 3. Passivo curva de absorção amostrador. A) e C) curva de absorção para a quantidade acumulada de acetamiprid e dimetoato, respectivamente, nos amostradores passivos (N _t) em ng absoluto, e B) e D) concentração tanque de água de acetamiprid e dimetoato, respectivamente, em ng L ^{- 1.} por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

1. Calcule o volume de água equivalente (V _eq L) para um amostrador passivo dividindo o montante acumulado de compostos alvo no amostrador passivo após t dias de exposição (N ^'t (c _w, ng L ^-1).
   (1)
2. Derivar a taxa de amostragem (R _S, L ^dia-1) a partir da fase de fixação linear do perfil de captação, tomando o declive do V _eq em função do tempo de implantação.
3. Calcule o K _PW (L kg ^-1) para os pesticidas individuais usando Eq. 2.
   (2)
   onde m _p é a massa absorvente por amostragem (GN).
4. Na fase de absorção linear, calcular a concentração TWA da substância a analisar na água derivada pelo amostrador passivo (c _TWA, ng L ^-1) usando a Eq. 3.
   (3)
   em que R é _S o SAtaxa de mpling (L ^dia-1) e t é o tempo de implantação (dias).
5. Na fase curvilínea, calcule c _TWA usando a Eq. 4.
   (4)
6. Na fase de equilíbrio, calcule c _TWA usando a Eq. 5.
   (5)

7. Análise de Dados Estatísticos

1. Teste distribuição não normal dos dados utilizando um teste de Shapiro-Wilk ^23. Use não-paramétrico de correlação de Spearman para K _PW e R _S vs propriedades físico-químicas dos pesticidas testados (rho de Spearman que varia de -1 a 1) ^24.

Cinco técnicas de amostragem passiva diferentes foram comparados para a captação de 124 legado e atuais pesticidas utilizados, incluindo borracha de silicone (Figura 1), e POCIS A, B POCIS, SDB-RPS e C 18 de disco (Figura 2). O desempenho do método de extração e análise instrumental foi otimizado. O resultado das experiências de incorporação de laboratório pode ser usada para calcular 'S e log K' a R valores PW (Tabela 1) com base no perfil de absorção para pesticidas individuais (Figura 3). Os resultados mostraram que a borracha de silicone é mais adequado para compostos hidrofóbicos (log do coeficiente de partição octanol-água (K 'OW)> 5.3), enquanto que os compostos mais polares (log K' OW <0,70) foram mais bem absorvido pelas POCIS A, POCIS B e disco SDB-RPS (Figura 4). R 'S -1), K 'PW (L kg -1) e as equações (Eq.) Pode ser usado para o cálculo das concentrações nas amostras de campo de cada pesticida (Tabela 1) 22.

Figura 4. K OW vs tipo de amostrador passivo. Box-Whisker-parcelas para os pesticidas individuais tomadas por borracha de silicone (n = 86), polar orgânico química integrativa amostrador (POCIS) -A (n = 106), POCIS-B (n = 110), disco SDB-RPS (n = 65), e C 18 rígido (n = 54) em relação ao seu coeficiente de partição octanol-água (K OW). Nota: Os pesticidas só foram incluídos se a concentração média de pesticidas no amostrador passivo foi superior a 0,1% em comparação com os pe médiossticide concentração na água. (Modificado de Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caracterização de cinco dispositivos de amostragem passiva para monitoramento de pesticidas em água, 1-11, Copyright (2015), com a permissão de Elsevier .) 22 por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Os autores não têm nada a divulgar.