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Artigo de método

Não restrição EEG Radiotelemetria: Epidural e Deep intracerebral estereotáxica EEG Colocação de eletrodos

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DOI:

10.3791/54216

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25 de junho de 2016

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1Department of Neuropsychopharmacology, Federal Institute for Drugs and Medical Devices (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM), 2Molecular and Cellular Cognition Lab, German Center for Neurodegenerative Diseases (Deutsches Zentrum für Neurodegenerative Erkrankungen, DZNE)

Neste artigo

Resumo

Não restrição EEG radiotelemetria é uma abordagem metodológica valiosa para gravar in vivo eletroencefalogramas de longo prazo de roedores que se movem livremente. Este protocolo detalhado descreve epidural estereotáxico e colocação de eletrodos intracerebral profunda em diferentes regiões do cérebro a fim de obter registos fiáveis ​​de CNS ritmicidade e estágios comportamentais relacionadas com o SNC.

Resumo

Implantável radiotelemetria EEG é de importância central na caracterização neurológica de modelos de ratinho transgénicos de doenças neuropsiquiátricas e neurodegenerativas, bem como epilepsias. Esta poderosa técnica não só fornecem informações valiosas sobre os mecanismos fisiopatológicos subjacentes, ie., A etiopatogenia de doenças relacionadas com o SNC, ele também facilita o desenvolvimento de nova translação, ou seja., Abordagens terapêuticas. Considerando que as técnicas concorrentes que fazem uso de sistemas de registo utilizados nos revestimentos ou sistemas amarrados sofrer com a sua restrição não fisiológicas ao caráter semi-restrição, gravações de EEG radiotelemetric superar estas desvantagens. Tecnicamente, implantável radiotelemetria EEG permite a medição precisa e altamente sensível, EEGs intracerebrais peridural e profundas sob várias condições fisiológicas e fisiopatológicas. Primeiro, apresentamos um protocolo detalhado de uma para a frente, bem sucedido,técnica rápida e eficiente para gravações peridural (superfície) EEG, resultando em electrocorticograms de alta qualidade. Em segundo lugar, demonstramos como implantar, eletrodos de EEG intracerebrais profundas, por exemplo, no hipocampo (electrohippocampogram). Para ambas as abordagens, um sistema de implante de eletrodos estereotáxica 3D computadorizada é utilizada. O próprio transmissor de radiofrequência é implantado numa bolsa subcutânea em ambos os ratinhos e ratos. Especial atenção tem de ser pago para pré, peri e pós-operatório de tratamento dos animais experimentais. preparo pré-operatório de camundongos e ratos, anestesia adequados, bem como de gestão de tratamento e dor pós-operatória são descritos em detalhes.

Introdução

Radiotelemetria é uma abordagem metodológica mais valioso para medir uma variedade de parâmetros fisiológicos e comportamentais em animais conscientes não restringidos, de vários tamanhos, em particular no contexto do EEG, ECG, EMG, pressão arterial, temperatura corporal ou medições de actividade 1-7. Teoricamente, qualquer espécie pode ser analisada utilizando implantável radiotelemetria EEG de roedores de laboratório tais como ratinhos e ratos a gatos, cães, porcos e primatas 3,8. Mesmo os peixes, répteis e anfíbios estão sujeitas à fiscalização radiotelemetric 9. Ao longo das últimas duas décadas, implantável radiotelemetria EEG provou ser valioso na caracterização de vários modelos animais transgénicos de doenças humanas, tais como a epilepsia, distúrbios do sono, doenças neurodegenerativas e distúrbios neuropsiquiátricos 7,10-12. No passado, várias abordagens metodológicas de coleta de dados fisiológicos, incluindo biopotenciais de camundongos e ratos foram descRiBED. Usado em sistemas de revestimento gravador, métodos de contenção física, radiotransmissores não implantado e sistemas amarrados têm recebido a atenção principal no passado 13,14. Hoje em dia, vários sistemas para implantação radiotelemetric estão comercialmente disponíveis. No entanto, uma tela literatura também revelou 29 publicações que descrevem o desenvolvimento de sistemas de auto-radiotelemetric feitas 15-40. Considerando que os sistemas caseiros tendem a ser menos caro e mais user adaptado, comercialmente sistemas disponíveis são para a frente, relativamente fácil de instalar e pode ser configurado rapidamente.

Implantável radiotelemetria EEG tem uma série de vantagens em relação às técnicas concorrentes, como métodos de contenção física, usado em sistemas de revestimento ou abordagens amarrados. Estas últimas são, por definição, imobilizar, isto é., O animal é incapaz de se mover ou seu comportamento normal é prejudicada. Pode até ser necessário para anestesiar o animal para a aquisição de redados susceptíveis. sistemas amarrados modernos no entanto tendem a ser menos restritiva, mas isso tem de ser cientificamente validado. Radiotelemetria por outro lado permite que os animais exibem a sua repertório completo de comportamento sem restrições espaço-temporais e, por conseguinte, pensa-se ser superior a imobilizar abordagens e ser mais preditiva dos resultados que podem ser adquiridos em humanos 1,3. É conhecido por um bom tempo que as abordagens de restrição pode alterar drasticamente os parâmetros fisiológicos fundamentais, por exemplo., Ingestão de alimentos, temperatura corporal, pressão arterial e da frequência cardíaca e da actividade física, por exemplo, 3. Sistemas amarrados representam abordagem ainda se amplamente utilizado clássica de restrição 13,14. Os eléctrodos que são eléctrodos, quer epidural ou profundas são geralmente ligado a uma tomada em miniatura, que está ancorado ao crânio. A tomada em si está exposto para a fixação de um cabo que permite a livre circulação relativamente do animal. Although hoje sistemas cativos tornaram-se extremamente filigrana e altamente flexível, uma de suas principais desvantagens é, que ainda é semi-restrição. Além disso, pode haver um risco de infecção no local da implantação eléctrodo como os animais tendem a manipular os dispositivos externos originários do seu corpo (cabeça). Embora a tecnologia wireless radiotelemetria em várias espécies já foi descrito no final dos anos 60 e tem, portanto, existe há décadas, só recentemente se tornou acessível, confiável e relativamente fácil de usar 10,41,42, particularmente em pequenos roedores de laboratório tais como ratinhos e ratos. Pequenas, diminuto transmissores EEG implantáveis ​​estão agora comercialmente disponível e pode ser implantado em ratinhos maiores do que 20 g (~ 10 semanas). Assim, a caracterização eletrofisiológica de modelos de camundongos transgênicos em particular tornou-se um campo predominante de aplicação da implantável radiotelemetria EEG estes dias. tamanho do animal não é mais uma restric experimental absolutação ao passo que o tempo de vida da bateria dos transmissores de fato é. Apesar do seu tempo de vida limitado, sistemas transmissores implantáveis ​​são capazes de minimizar a maioria das desvantagens relacionadas com potencial estresse associado de gravação por sistemas de contenção. Os roedores podem apresentar o seu arsenal completo do comportamento fisiológico incluindo descanso, atividade locomotora (exploração) e sono (REM, sono de ondas lentas) 43,44. Importante, radiotelemetria implantável pode reduzir fortemente o uso de animais 3. Atualmente, não há uma intensa discussão sobre a forma de limitar o número de animais experimentais na ciência e diminuir o seu sofrimento. Claramente, a experimentação animal e de modelos animais de doenças humanas e animais são essenciais para a nossa compreensão da fisiopatologia da linha de fundo eo progresso posterior na terapia. Além disso, experiências com animais são críticos em pesquisa e desenvolvimento de medicamentos. Eles contribuir substancialmente para estudos pré-clínicos / toxicológicos em licenciamento de drogascometendo assim tanto cuidado humano e animal. É digno de nota, que actualmente alternativas estão ainda disponíveis para pesquisa animal para compreender os mecanismos fisiopatológicos complexos que seriam de outra forma impossível de ser atingida. Ao mesmo tempo, o 3R, ie., Substituição, redução e estratégia de refinamento na UE e nos EUA incentiva fortemente a investigação de métodos complementares e alternativos. Radiotelemetria é um exemplo importante de uma estratégia 3R bem sucedida, uma vez que pode reduzir o número de animais experimentais e seu sofrimento em comparação com outras técnicas.

Aqui nós fornecemos uma abordagem detalhada e contígua passo-a-passo para executar um implante bolsa subcutânea de um transmissor de radiofrequência em ambos os ratinhos e ratos. Esta primeira sequência é seguida por uma descrição do epidural estereotáxico e posicionamento dos eletrodos EEG intracerebral profunda. É dada especial atenção às condições de alojamento, anestesia, peri e dor pós-operatóriagestão e possível tratamento anti-infeccioso. O foco é na abordagem estereotáxica 3D computadorizado para atingir de forma confiável estruturas intracerebrais peridural e profundas. Também comentar sobre armadilhas experimentais frequentes no implante de eletrodos de EEG e estratégias para a redução do trauma e optimização da gestão de dor durante a recuperação pós-operatória. Finalmente, exemplos de EEG profundas superfície e são apresentados.

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Protocolo

Declaração de Ética: Todos experimentação animal foi realizada de acordo com as orientações do Conselho local e institucional on Animal Care (Universidade de Bonn, BfArM, LANUV, Alemanha). Além disso, toda a experimentação animal foi realizada em conformidade com a legislação superior, por exemplo., A directiva, de Novembro de 1986 (86/609 / CEE) ou indivíduo legislação 24 regional ou nacional Conselho Comunidades Europeias. esforço específico é feito para minimizar o número de animais utilizados e seu sofrimento.

1. Animais Experimentais

  1. Seleção de animais experimentais e espécies
    1. Realizar estudos radiotelemetric em roedores, ie., Camundongos e ratos que preencham os requisitos de homologia, isomorfismo e previsibilidade relacionadas com uma doença humana específica 7,9,45,46.
      Nota: rato diversos e rato estirpes disponíveis severamente podem diferir em fisiológica básica e characterist fisiopatológicoics 47-49.
    2. Considere ou avaliar características fisiológicas e fisiopatológicas de estirpes mouse / rato antes de realizar experimentos eletrofisiológicos subsequentes, por exemplo, resposta a dosagens aplicáveis ​​de anestésicos, arquitetura do sono e apreensão susceptibilidade 50,51.
    3. Nota especificidades de gênero no desenho do estudo. O ciclo estral pode afetar fortemente ritmicidade central, a sua actividade dependência circadiano, sono e apreensão 52-54. Assim, realizar uma análise específica de gênero.
      Nota: Se a capacidade financeira e experimental é limitado, a restrição a ratinhos macho é aconselhada.
  2. alojamento dos animais e manipulação
    1. Os ratos domésticos e ratos em filtro-top gaiolas ou melhor ainda em gaiolas ventiladas individualmente.
    2. Transferir ratos do biotério para armários ventilados colocados em salas especiais do laboratório exclusivamente dedicadas a animais implantados e sua gravação posterior (Figura1).
    3. Para a aclimatização após o transporte terrestre, animais de lugar para uma semana em um armário ventilado em condições normais, ou seja, 21 ± 2 ° C de temperatura ambiente, 50 -. 60% de humidade relativa, e um 12 hr ciclo claro / escuro convencional.
    4. Antes da implantação cirúrgica, ratos de casa em grupos de 3-4 em clara gaiolas de policarbonato tipo II (26,7 cm x 20,7 cm x 14,0 cm, área de 410 cm 2) com acesso ad libitum à água potável e pelotas do alimento padrão. Use clara gaiolas de policarbonato tipo III (42,5 cm x 26,6 cm x 18,5 cm, área de 800 cm2) para ratos.
    5. Não separar / isolar os animais, nesta fase, o isolamento pode causar estresse influenciar resultados experimentais mais tarde. No entanto, na sequência de instrumentação cirúrgica, casas animais separadamente como os animais tendem a manipular stiches ferida / suturas ou grampos metálicos (ver abaixo).
    6. Evitar condições de alojamento abertos à medida que são julgados inadequados para uma variedade de squestões cientificas, por exemplo., estudos do sono.
    7. Use o mouse e equipamentos específicos de ratos de modo que nem os ratos nem ratos podem sentir a presença um do outro, pois isso coloca estresse adicional aos animais.

2. Sistema Radiotelemetria EEG

Nota: O protocolo descrito é baseado em sistemas de telemetria disponíveis comercialmente usados ​​para gravações de EEG intracerebrais profundas (Figura 2) de superfície e.

  1. Usar um implante de telemetria de radiofrequência adequado para implantação em ratinhos ou ratos, por exemplo., Um transmissor de um canal ou de um transmissor de dois canais.
    Nota:. Ambos os emissores são capazes de medir vários biopotenciais, ou seja, electroencefalograma (EEG), electrocardiograma (ECG), electromiograma (EMG), mas também a actividade física e a temperatura. Eles têm um mecanismo on-off de atuação magnética. O transmissor e sensores leads são fornecidos estéreis. Se o transmissor estiverpara ser re-utilizado siga as instruções dos fabricantes para uma nova esterilização.
  2. Para a análise de gama-alta frequência (até 500 Hz), por exemplo, escolha transmissores com maior taxa nominal de amostragem (f, até 5000 Hz) e largura de banda de transmissão (B, de até 500 Hz). Em particular, considere o limite de amostragem de Nyquist-Shannon, ie., Os dados de EEG pode ser analisada até um máximo absoluto de f / 2, mas não além. Para a análise de frequência de confiança, uma largura de banda de frequência (B) de f / 10 - f / 5 é recomendada.
    Nota: A questão científica a estudar deve atender as especificações técnicas do transmissor.

3. Anesthesia and Pain Management

  1. Use narcose inalação de isoflurano.
    1. Colocar o animal numa "câmara de indução" preenchido com 4-5% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio (5% de CO 2 e 95% de O 2) L / min. Manter a desejada profundidade de anestesia com uma máscara de silício de proporcionar um fluxo de 1,5- 3,0% de isoflurano e 0,8 - 1% de oxigénio ou de carbogénio l / min (Figura 3A).
      Nota: A concentração de isoflurano apropriada varia de acordo com o peso corporal (volume de distribuição), idade, sexo e antecedentes genéticos do animal. Se o equipamento de anestesia de gás não estiver disponível, ou seja, "câmara de indução", carbogênio ou fornecimento de oxigênio, fluxômetro, vaporizador de isoflurano, sistema de limpeza, ver secção 3.2. Uma retirada pelo sistema de aspiração (varrimento sistema, Figura 3A) é para ser instalado para evitar a exposição do experimentador isoflurano (a tubagem não está mostrado no documento vídeo para demonstração).
  2. Quando aneesthetics inalação não são uma opção, execute anestesia com anestésicos injetáveis. Prepara-se uma combinação de cloridrato de esketamine (roedor dosagem de 100 mg / kg) e cloridrato de xilazina (roedor dosagem de 10 mg / kg) em NaCl a 0,9% e administrada a animais por via intraperitoneal com base no seu peso corporal.
  3. Observar os animais CAREFULLy para a profundidade da anestesia usando pitada cauda, ​​pitada pé e monitorando a taxa de respiração (ratos 150 - 220 ciclos / min; ratos 70 - 115 ciclos / min). Verificar a possibilidade de ofegante.
    Nota: Diferentes linhas de ratos e de camundongos podem apresentar diferentes sensibilidades à anestesia. O mesmo vale para os modelos de camundongos transgênicos.
    Nota: A entubação endotraqueal não é uma obrigação em roedores. Na verdade, a intubação aumenta o risco de dano para a traqueia.

4. Instrumentação Cirúrgica - Aspectos gerais

  1. Aplicar suplementar calor durante e após a cirurgia usando recirculação de cobertores quentes de água, placas de aquecimento eléctricos, lâmpadas de calor, unidades de ar quente forçado ou aquecedores de bolso para manter a temperatura corporal central. Manter o último em 36,5-38,0 ° C (98,6-100,4 ° F).
    Nota: Pequenos roedores estão predispostos a hipotermia devida à sua elevada proporção de superfície corporal (rato, 10.5 x (peso em g) 2/3; ratos, 10,5 x (peso em g) 2/3)ao volume do corpo.
  2. Evitar a dessecação da córnea e cobrir os olhos com a pomada à base de petróleo de lágrima artificial ou dexpantenol (ver documento vídeo) durante todo o processo de implantação e recuperação rápida até que o reflexo de piscar é totalmente restaurado.
  3. Instrumentos cirúrgicos autoclave (ver Tabela de Materiais) para esterilização ou colocá-los em desinfetantes.
    Nota: Uma forma elegante e rápido é o uso de um instrumento cirúrgico de esterilização à base de calor com esferas de vidro.
  4. Tem um microscópio de ampliação cirúrgico binocular e uma fonte de luz fria disponível para iluminação intensa via, guias de luz móveis flexíveis ou auto-sustentável.
  5. Usar um casaco limpo laboratório, uma máscara, uma cobertura de cabeça e luvas estéreis.
    Nota: suprimentos e instrumentos ideais podem variar de laboratório para laboratório e deve atender aos requisitos específicos do laboratório e institucionais.

5. Cirurgia - Colocação Transmissor

  1. Retire o corpo hair do couro cabeludo de totalmente anestesiados ratos / ratos, utilizando uma máquina de barbear. Limpar a área raspada utilizando um desinfectante, por exemplo, etanol a 70% e uma esfoliação base de iodo. Evitar a irritação da pele ou da inflamação devido à exposição excessiva. Colocar o animal em decúbito ventral sobre uma manta de aquecimento para manter a temperatura corporal durante a anestesia.
  2. Utilizando um bisturi, fazer uma incisão na linha média do couro cabeludo da testa (de modo que a bregma craniométrica marco torna-se visível) para o pescoço (de modo a que o músculo torna-se visível trapezoidal). A partir do local da incisão da nuca e usando uma tesoura cirúrgica, abra uma bolsa subcutânea ao longo do flanco lateral do animal por dissecção romba.
  3. Injectar 1 mL de NaCl 0,9% na bolsa subcutânea. Coloque o transmissor com os fios de detecção orientado cranial dentro da bolsa subcutânea no flanco perto da região abdominal ventral. Se o transmissor tem uma presilha de sutura, fixar o transmissor ao dorsal da pele / lateral usando uma ou mais stiches (sobre-e-mais de suturas).
    Note-se que a fixação do transmissor não é uma obrigação. Preste especial atenção à prevenção da contaminação do local da cirurgia e implante transmissor. Cortinas deve ser utilizado para isolar adequadamente estéril a partir de áreas de não-estéreis.
  4. Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.

6. estereotáxica superfície do eletrodo Implantação

  1. Colocar o animal sobre a armação estereotáxica sob anestesia e posicionar cuidadosamente a cabeça com a ajuda das barras e o grampo nariz de modo a que as bregma e lambda craniometrics marcos do crânio estão ao mesmo nível (Figura 3B). Não danificar o ouvido interno utilizando barras de ouvido. Cubra barras de ouvido com bolas de algodão, se necessário. Este precauções permite a fixação firme da cabeça dentro do quadro estereotáxico.
  2. Limpe o periósteo com pontas de algodão sem danificar os músculos temporal e occipital. Pré-tratar a fina camada superficial deo crânio com 0,3% de H 2 O 2 para o crânio rato e 3% de H 2 O 2 para o crânio de ratos. Este processo expõe claramente cranianos marcos de sutura e craniometrics tais como bregma e lambda (Figura 4B, C).
  3. Use uma configuração estereotáxica especial, totalmente equipado para camundongos e ratos incluindo quadro estereotáxico com barras de ouvido e pinça o nariz para camundongos e ratos, respectivamente adaptada-size. Certifique-se de que o quadro estereotáxico inclui uma máscara de gás anestésico com conexões para o evaporador isoflurano eo módulo limpador isoflurano.
    Nota: A configuração estereotáxica 3D computadorizado com um específica do cérebro do rato e rato coordenar software, incluindo uma interface de usuário para navegação e atlas 3D, permitindo uma vista axial, coronal e sagital é recomendado.
  4. Montar uma broca de precisão no braço vertical do quadro estereotáxico. Use um lápis ou caneta montada no braço vertical deixando uma pequena marca nas coordenadas de escolha no topo do crânio senenhum sistema estereotáxico informatizado está disponível.
  5. Faça furos cuidadosamente levando em consideração que camundongos e ratos severamente diferem na espessura do osso neurocraniano. Além disso, note que a espessura dos ossos cranianos murídeo depende fortemente da localização, por exemplo, em ratinhos, OS frontale: secção de linha média: 320-390 uM, secção lateral: 300-430 ^ M; OS parietale: secção de linha média: 210 - 250 mm, secção lateral: 200 - 210 mm; OS occipitale: a seção da linha média: 600 - 730 mm, secção lateral: 380-420 mm).
  6. Faça furos pressão livre em velocidade máxima.
    Nota: Isto evita uma aplanação tónico do crânio, o que pode resultar em um avanço brusco da cabeça de perfuração e o potencial de danos principalmente na área cortical. Para craniotomia, um sistema de perfuração motor de precisão de alta velocidade de neurocirurgia é altamente recomendado.
  7. Faça furos rebarba nas coordenadas de escolha com diâmetro de cabeça de perfuração típicade 0.3 - 0.5 mm.
    Nota: O diâmetro dos orifícios pode ser menor, dependendo do diâmetro do eléctrodo. Como regra geral, quanto menor for o diâmetro, a menos danos é produzido.
  8. Dobre a ponta do eléctrodo de detecção dos transmissores que serve como eletrodo peridural e colocá-lo diretamente sobre a dura-máter no buraco nas coordenadas de escolha. Como alternativa, use parafusos corticais e mecanicamente anexá-los aos fios de detecção do transmissor (Figura 4A).
  9. . Para gravações a partir da superfície, por exemplo, o córtex motor murino M1 / M2, posicionar o eléctrodo, por exemplo, em: craniana de 1 mm, lateral, 1,5 mm (hemisfério esquerdo). Coloque o eletrodo de referência epidural no córtex cerebelar: bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (hemisfério esquerdo) ou bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (hemisfério direito) (Figura 4D).
    Nota: O cerebelo serve como uma referência, uma vez que é uma região electroencephalographically silenciosa. Stereotaxic coordenadas pode ser derivada a partir de Atlas estereotáxicas padrão para ratos e ratazanas.
  10. Fix eletrodos com ionômero de vidro dentário (à base de água), o que é extremamente difícil e dá uma forte adesão à neurocranium subjacente.
    Nota: Se ionômero de vidro dentário é utilizado, sem parafusos de fixação são necessários para garantir os eletrodos.
  11. Deixar o cimento para secar durante 5 min. Feche o couro cabeludo com sobre-e-mais de suturas com não absorvível 5-0 / 6-0 material de sutura. Alternativamente, cola de pele pode ser utilizado. acompanhar de perto a qualidade das gravações de EEG com base no local de implantação do eletrodo. Nota: A ossificação dos orifícios perfurados pode ocorrer que tem a capacidade para levantar-se os eléctrodos com o tempo. Isso pode prejudicar a qualidade de EEG devido a EMG e ECG contaminação e pode, assim, limitar a duração da gravação ideal.
  12. Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.
  13. posição do eletrodo Validar EEG post mortem.
    1. para a eutanásia, Colocar o animal (s) numa câmara de incubação e introduzir 100% de dióxido de carbono. Utilize uma taxa de enchimento de 10% - 30% do volume da câmara por minuto com dióxido de carbono adicionado ao ar existente na câmara de incubação. Isto é apropriado para alcançar inconsciência rápida com o mínimo de angústia para os animais.
      Nota: Evitar a exposição súbita de animais conscientes a concentrações de dióxido de carbono> 70% como esta tem sido mostrado para ser angustiante.
    2. Observe cada rato / rato por falta de respiração e cor dos olhos desapareceu. Manter CO 2 fluxo para um mínimo de 1 minuto seguinte parada respiratória. tempo esperado para a inconsciência é geralmente dentro de 2 a 3 min.
    3. Se forem observados dois sinais, em seguida, remover os roedores da gaiola; caso contrário, continue expondo-as em CO 2. Se inconsciência não ocorreu dentro de 2 a 3 min, verificar a taxa de enchimento da câmara.
    4. Para verificar a colocação do eletrodo correto, extirpar cérebros post mortem, por exemplo., Na sequência de CO 2 a eutanásia e corrigi-los em paraformaldeído a 4% em PBS (pH 7,4) durante a noite. Alternativamente, realizar perfusão cardíaca dos animais utilizando-se solução salina tamponada com fosfato gelada (PBS; pH 7,4), seguido por paraformaldeído a 4% solução (PFA) dissolvido em PBS.
    5. cérebros de sufixo para 2-4 horas em PFA a 4%, à TA, seguido por crioprotecção em 30% de sacarose em PBS e armazenar cérebros a 4 ° C até posterior processamento.
    6. Usando matriz de espécime para o seccionamento criostato, congelar cérebros em um bloco estereotáxica e cortar 60 mm cortes coronais usando um criostato. fatias de montagem em lâminas de vidro, secar ao ar, e mancha com azul Nissl usando técnicas padrão para visualizar o canal ramo e ex-posição do eletrodo.
      Nota: Esta abordagem também revela se os eléctrodos de superfície foram colocadas a profundidade acidentalmente, deixando um impacto menor na parte superior do córtex.

7. estereotáxica profundo intracerebral EEG Eletrodo Implantatíon

  1. Pré-tratar o couro cabeludo e do crânio do animal como descrito nas secções 6.1 - 6.2. Selecione o tipo de eletrodos profundos com cuidado, levando em consideração suas características materiais, por exemplo., Diâmetro e impedância e possível ligação com leads de detecção do transmissor.
    Nota: eletrodos Parylene revestido de aço e de tungstênio são comumente usados. As características do eletrodo tem que se adequar às necessidades experimentais individuais. Se os eléctrodos não são fornecidos estéreis, eles devem ser incubadas em 70% de etanol antes do uso. Como os eléctrodos são revestidas com esta finalidade experimental, uma esterilização à base de calor não é aplicável.
  2. Faça furos nas coordenadas de escolha conforme descrito no capítulo 6, utilizando o sistema estereotáxico. Para direcionar a região CA1 murino, por exemplo, que serve como uma área do cérebro intensivamente investigadas, colocar o eléctrodo diferencial nas seguintes coordenadas referentes à bregma: caudal de 2 mm lateral, 1,5 mm (hemisfério direito)e dorsoventral (profundidade) 2 mm. Coloque um eletrodo de referência epidural no córtex cerebelar, por exemplo., Bregma -6 mm, lateral do bregma 1 mm (esquerda ou direita hemisfério) (Figura 4D, E).
    Nota: O eléctrodo cerebelar serve um eléctrodo de pseudo-referência na região silenciosa do cerebelo. coordenadas estereotáxicas pode ser derivada a partir de Atlas estereotáxicas padrão para ratos e ratazanas.
  3. Encurtar os eléctrodos de profundidade para o comprimento necessário, dependendo de como profundamente no cérebro que vai ser inserido. Conecte a parte extracraniana do eletrodo para a hélice de aço inoxidável do cabo transmissor dobrando ambas as secções a um ângulo de 90 ° entre os dois.
  4. Prenda o eletrodo profundo para o eléctrodo de detecção do transmissor mecanicamente. Não solde, sempre que possível, pois isso pode provocar o ruído significativo na gravação de EEG. Expor a hélice de aço inoxidável do chumbo transmissor através da remoção de um pequeno troço do isolamento exterior de silicone na ponta dea liderança transmissor usando uma lâmina de bisturi estéril.
  5. Religar a liderança do transmissor para o eletrodo cerebral profunda. Garanta uma ligação adequada e estável de ambos os componentes (Figura 4F). Anexar o eléctrodo implantado (que está mecanicamente ligado ao cabo transmissor) ao braço vertical do dispositivo estereotáxico.
  6. Fixe o eletrodo com ionômero de vidro dentário (à base de água), o que é extremamente difícil e dá uma forte adesão à neurocranium subjacente. Deixar o cimento para secar durante 5 min. Feche o couro cabeludo com sobre-e-mais de suturas com não absorvível 5-0 / 6-0 material de sutura. Alternativamente, cola de pele pode ser utilizado.
  7. acompanhar de perto a qualidade das gravações de EEG com base no lado do implante de eletrodos.
    Nota: A ossificação dos orifícios perfurados pode ocorrer que tem a capacidade para levantar-se os eléctrodos com o tempo. Isso pode resultar em redução da qualidade EEG devido a EMG e ECG contaminação e pode, portanto, limitar a rec idealduração ording. Isto é de especial relevância para a colocação do eletrodo de profundidade.
  8. Para cuidados pós-operatórios e controle da dor, consulte a secção 8.
  9. Validar EEG pós colocação do eletrodo mortem como descrito na secção 6.13.

Cuidados 8. Pós-operatório e controle da dor pós-operatória

  1. Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal.
  2. Não devolva um animal que foi submetido a uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado.
  3. Para pós-operatória gestão da dor, escolha uma droga de um dos seguintes grupos: opióides narcóticos, opióides agonistas / antagonistas, a2 agonistas, anestesia local e medicamentos anti-inflamatórios não esteróides (AINE) 55-60 Por favor, note que, devido à. a gravidade da cirurgia de um tratamento analgésico 3 dias é recomendável.
    1. Se estiver usando a buprenorfina, administrar as seguintes doses: mouse: 0,05- 0,1 mg / kg, ip, sc, cada 6-12 horas; rato: 0,01-0,05 mg / kg, ip, sc cada 8 - 12 h.
    2. Se estiver usando butorfanol, administrar o dose seguinte: mouse: 1.0 - 5.0 mg / kg, sc, a cada 4 horas; ratazana: 2,0 - 2,5 mg / kg, sc, a cada 4 h.
    3. Se usar tramadol, administrar as seguintes doses: rato, rato: 10 - 30 mg / kg, ip
    4. Se usando flunixina, administrar a dose seguinte: rato: 2,5 mg / kg, sc, a cada 12 h; rato: 1.1 mg / kg, sc, a cada 12 h.
    5. Se utilizando cetoprofeno, administrar a dose seguinte: rato: 5 mg / kg, sc, a cada 12-24 h; rato: 5 mg / kg, sc, a cada 12-24 horas.
    6. Se estiver usando dipirona, administrar as seguintes doses: rato, ratazana: 100 mg / kg, ip, a cada 8 horas.
    7. Se estiver usando meloxicam, administrar as seguintes doses: rato, rato: 1 mg / kg sc, a cada 24 horas.
    8. Se usando carprofeno, administrar a dose seguinte: rato: 5-10 mg / kg, sc, a cada 12-24 h; rato: 2,5-5,0 mg / kg, sc, a cada 12-24 horas.
    9. Se estiver usando acetaminophen, administrar a dose seguinte: rato: 300 mg / kg, p.o., a cada 4 horas; rato: 100 - 300 mg / kg, a cada 4 h.
    10. Se estiver usando lidocaína (como analgésico adjunto), administrar as seguintes doses: rato, rato: 1-4 mg / kg sc
  4. Quando se utiliza o carprofeno (dosagem roedor 5-10 mg / kg sc, diluído em 0,9% de NaCl) para longa duração pós-operatório a gestão da dor, a injecção inicial de 10 - 15 minutos antes do final da instrumentação cirúrgica e repetir para dois subsequente dia uma vez por dia.
  5. No pós-operatório, alimentar peletes humedecidos, a fim de facilitar a absorção de alimentos. Cuidadosamente observar comida (~ 15 g / 100 g / d; ~ 5 g / 24 h) e de água (~ 15 ml / 100 g / d; ~ 5 ml / 24 horas) consumo.
  6. Monitorar os animais de perto para o retorno de suas posturas e comportamentos normais.
    Nota: A administração sistêmica de antibióticos como enrofloxacina ou Trimetroprim-sulfonamidas é frequentemente recomendada, mas não uma necessidade absoluta, a menos sinais inflamatórios de meningite ou encefalite no the locais de implantes são detectados.
  7. Dê ratos pelo menos 10 a 14 dias adicionais para se recuperar totalmente antes de iniciar as gravações de EEG para análise posterior.
    Nota: tarefas experimentais específicos podem exigir períodos mais longos de recuperação.
  8. Follow-up recuperação pós-operatória após a implantação, avaliando o desenvolvimento pós-cirúrgico de peso corporal. A redução máxima de peso corporal é normalmente observada em torno do dia 4 - Cirurgia de 5 pós seguido de um ligeiro, mas constante aumento de peso durante a 10 - período de recuperação de 14 dias.

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Resultados

Esta seção ilustra exemplos obtidos a partir de, gravações de EEG intracerebrais profundas superfície e. Inicialmente deve-se afirmar que as gravações da linha de base em condições fisiológicas são obrigatórios antes gravações posteriores seguintes por exemplo, o tratamento farmacológico. Tais gravações de linha de base podem fornecer informações valiosas sobre a interdependência funcional da ritmicidade cérebro com diferentes estados comportamentais ou dormir / ritmicidade circ...

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Discussão

Implantável radiotelemetria EEG é de relevância central, pois é uma técnica não-restrição permitindo que animais experimentais para realizar seu repertório completo do comportamento 1,3. Isto é de grande interesse como a abordagem de telemetria permite não só EEG espontâneo, mas também gravações sob tarefas cognitivas e configurações analíticas circadianos, tais como T-labirinto, labirinto radial, labirinto de água, as tarefas de privação de sono ou sempre que uma gravação de EEG é necessário ou útil durante ...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer à Dra. Christina Ginkel (Centro Alemão de Doenças Neurodegenerativas, DZNE), Dra. Michaela Möhring (DZNE) e Dr. Robert Stark (DZNE) pela assistência na criação de animais e cuidados com a saúde animal. Este trabalho foi apoiado financeiramente pelo Instituto Federal de Medicamentos e Dispositivos Médicos (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM) Bonn, Alemanha.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Carprofeno (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slö sung)PfizerPZN 0110208
Microscópio de ampliação cirúrgica binocular de 20 ml Zeiss Stemi 20000000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Bulldog serrefineF.S.T.18051-28de28 mm
(Macrolon)Techniplast1264C, 1290D
Fonte de luz friaSchott KL2500 LCD9.705  202encomendados na Th.Geyer
Aplicadores de ponta de algodão (estéreis)Carl Roth EH12.1
Dexpantenol (Bepanthen Wund- und Heilsalbe)BayerPZN: 1578818
Cortinas (estéreis)HartmannPZN 0366787
70% de etanolCarl Roth 9065.5
Solução de peróxido de hidrogênio a 0,3%/3% Sigma95321Solução estoque a 30% 
Luvas (estéreis)Unigloves1570
Cimento de ionômero de vidros dentáriosKentDental /NORDENTA957 321
Solução de glutaraldeído a 2%SigmaG6257
Graefe Fórceps curvo, serrilhadoFST11052-10
Halsey Micro Needle Holder-Tungsten CarbideF.S.T.12500-1212.5 cm
Esterilizador de instrumentos cirúrgicos à base de calorF.S.T.18000-50
Almofada de aquecimentoAEG HK5510520010encomendada na myToolStore
Broca dental de alta velocidadeAdeorSI-1708
Tesoura de íris extra fina F.S.T.14058-099 cm
Sistema de estupefacientes por inalação (isoflurano)Harvard Apparatus GmbH34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230
IsofluranoBaxter 250 mlPZN 6497131
CetaminaPfizerPZN 07506004
Lactato Ringer» s solução (estéril)BraunL7502
Lexar-Baby Tesoura-reta, 10 cmF.S.T.14078-1010 cm
Solução de coloração NisslArmin BaackBAA31712159
Material de sutura não absorvível 5-0/6-0 (estéril)SABANA (Sabafil)N-63123-45
Covidien (Sofsilk)S1172, S1173
Halsey Porta-agulhasF.S.T.12001-1313 cm
Almofadas (estéreis)ReWa Krankenhausbedarf2003/01
0,9% de solução salina (NaCl, estéril)BraunPZN:8609255
Lâminas de bisturi com cabo (estéril)propraxis2029/10
Fórceps de padrão padrãoF.S.T.11000-12, 11000-1412 cm e 14,5 cm de comprimento
Eletrodos de aço e tungstênio revestidos com parileno FHC Inc., EUA)UEWLGESEANND
Quadro estereotáxicoNeurostar51730Mencomendado em Stoelting
(Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic)
Fitas (estéreis)BSN medical GmbH & Co. KG626225
TA10ETA-F20 DSI270-0042-001XTransmissor de radiofrequência 3.9 g, 
3,9 g, 1,9 ml, faixa de tensão de entrada ± 2,5 mV,
largura de banda do canal (B) 1 - 200 Hz, 
taxa de amostragem nominal (f) 1.000 Hz (f = 5B)
faixa de operação de temperatura 34 - 41 ° C
vida útil da bateria garantida 4 meses
TL11M2-F20EET DSI270-0124-001X Transmissor deradiofrequência 
3,9 g, 1,9 ml, faixa de tensão de entrada ± 1,25 mV,
largura de banda do canal (B) 1 - 50 Hz, 
taxa de amostragem nominal (f) 250 Hz (f = 5B)
faixa de operação de temperatura 34 - 41 ° C
vida útil da bateria garantida 1,5 meses
Pinça de tecido- 1x2 Dentes 12 cmFST11021-12 12cm de comprimento
Tesoura de íris de carboneto de tungstênioFST14558-1111,5 cm
Vibroslicer 5000 MZMicroscopia EletrônicaCiências 5000-005
Xilazina (Rompun)BayerPZN: 1320422
Gaiolas

Referências

  1. Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
  2. Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
  3. Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
  4. Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
  5. Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
  6. Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
  7. Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
  8. Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
  9. Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
  10. Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
  11. Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
  12. Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
  13. Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
  14. Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
  15. Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
  16. Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
  17. Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
  18. Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
  19. Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
  20. Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
  21. De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
  22. Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
  23. Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
  24. Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
  25. Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
  26. Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
  27. Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
  28. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  29. Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
  30. Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
  31. Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
  32. Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
  33. Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
  34. Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
  35. Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
  36. Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
  37. Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
  38. Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
  39. Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
  40. Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
  41. Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
  42. Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
  43. Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
  44. Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
  45. Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
  46. Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
  47. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
  48. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
  49. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
  50. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
  51. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
  52. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
  53. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
  54. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
  55. Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
  56. Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
  57. Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
  58. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  59. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
  60. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
  61. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
  62. Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).

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