É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Estimulação Magnética Transcraniana repetitiva para o Hemisfério unilateral do cérebro de rato

12.2K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/54217

⸱

22 de outubro de 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Rehabilitation Medicine, Chungnam National University Hospital, Daejeon, 2Department of Biomedical Engineering, Seoul National University College of Medicine, 3Institute of Medical and Biological Engineering, Medical Research Center, Seoul National University, 4Department of Biomedical Engineering, Seoul National University Hospital, 5Department of Nuclear Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine, 6Department of Rehabilitation Medicine, Gangwon Do Rehabilitation Hospital, 7Department of Rehabilitation Medicine, Seoul National University Hospital, Seoul National University College of Medicine

Neste artigo

Resumo

Aplicamos estimulação magnética transcraniana repetitiva (EMTr) no hemisfério unilateral do cérebro de ratos, colocando uma bobina de 25 mm em forma de 8 1 cm lateral ao vértice da linha biauricular e angulando a bobina em 45°. Um sistema interno de resfriamento de água foi usado para rTMS por mais de 20 min.

Resumo

Modelos anteriores de roedores de estimulação magnética transcraniana repetitiva (rTMS) adotaram estimulação de todo o cérebro em vez de rTMS hemisférica unilateral, que é diferente dos protocolos usados para seres humanos. Relatamos uma aplicação bem-sucedida de rTMS ao hemisfério unilateral do cérebro de ratos. A EMTr foi administrada com um protocolo de estimulação de baixa frequência (1 Hz), alta frequência (20 Hz) ou simulada em um lado do cérebro usando uma pequena bobina de 25 mm em forma de 8. Colocamos o centro da bobina 1 cm lateral ao vértice na linha biauricular e angulamos a bobina 45° em relação ao solo para minimizar um potencial efeito direto da EMTr no córtex contralateral. Também usamos um sistema interno de resfriamento a água para permitir a estimulação magnética repetitiva por mais de 20 minutos, mesmo em uma frequência de estimulação de 20 Hz. Aumentos nas transcrições de genes precoces imediatos (Arc, Junb e Egr2) foram maiores após a EMTr do que após a estimulação simulada. Após 5 dias consecutivos de 20 minutos de EMTr de 1 Hz, a expressão de mRNA de bdnf foi significativamente maior no córtex estimulado do que no lado contralateral. O modelo aqui apresentado elucidará os mecanismos moleculares da EMTr, permitindo a análise da diferença inter-hemisférica em seu efeito.

Introdução

Transcraniana repetitiva estimulação magnética (rTMS), uma ferramenta para a estimulação do cérebro não-invasivo e neuromodulação, tem sido aplicada no tratamento de várias condições, tais como dor central 1,2, 3 depressão, enxaqueca 4, e mesmo acidente vascular cerebral 5-7. Rápida mudança de corrente eléctrica através de bobinas na cabeça induz um campo eléctrico sobre o córtex cerebral e uma activação neuronal resultante. A excitabilidade do córtex cerebral pode ser modulada pela rTMS, que podem durar por mais do que 30 minutos após a estimulação é terminada.

Mecanismos sugeridos dos EMTr pós-efeito incluem potenciação de longa duração / depressão-como efeito 8, mudança transitória no equilíbrio iônico 9, e alterações metabólicas 10. Além disso, Di Lazzaro et ai. sugerem que a estimulação-explosão teta intermitente afecta as entradas sinápticas excitatórias para neurónios do tracto piramidal, tanto no estimuladase no hemisfério contralateral 11.

limitações significativas, no entanto, têm impedido pesquisadores de traduzir provas on-banco para situações clínicas. Em primeiro lugar, em estudos com animais anteriores, a EMTr foi usado para a estimulação do cérebro inteiro 12. Estimulação do cérebro inteiro é bastante diferente dos protocolos utilizados em estudos com seres humanos 9. O outro problema está relacionado com a duração de estimulação. Isto é, pelo menos parcialmente atribuível ao facto de que um sistema de arrefecimento eficaz não estava disponível para as pequenas bobinas no passado.

Nos últimos anos, os artigos seminais foram publicados sugerindo a forma de ultrapassar estas dificuldades no experimento a rTMS sobre o pequeno cérebro animal. Por estes modelos animais, foi revelado que o cérebro de rato também mostra alterações excitabilidade cortical similares como em humanos em resposta a rTMS de baixa frequência 13. Mais importante ainda, os mecanismos celulares e moleculares da rTMS são cada vez mais being investigada utilizando modelos animais de EMTr. Um caso em questão é que um tipo distinto de interneurônio inibitória é conhecido por ser mais sensível à teta intermitente explosão estimulação 14. modelos de roedores de EMTr, assim, oferecer novas oportunidades para explorar questões muito procurado sobre as bases moleculares das alterações induzidas EMTr. Se os pequenos modelos animais de EMTr pode ser usado em mais laboratórios, pode extremamente acelerar e reforçar a investigação nesta área.

Estamos agora descrever como aplicar EMTr para o hemisfério unilateral do cérebro de rato, uma extensão do trabalho anterior 15. mudanças induzidas pela estimulação foram avaliados por meio de tomografia micro-Positron Emission (PET) e microarrays de mRNA para estudar mudanças induzidas EMTr de no córtex cerebral estimulada.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos que utilizam animais foram revistos e aprovados pelo Comitê de Cuidado e Uso Institucional Animal do Hospital da Universidade Nacional de Seul.

1. Configuração Experimental

  1. preparação animal
    1. Permitir ratos Sprague-Dawley de 1 semana para se adaptar ao seu novo ambiente antes de iniciar a experiência.
      Nota: Embora 8 semanas ratos velhos foram usadas no presente estudo, um desenvolvimento ou adulto cérebro pode ser escolhido de acordo com as hipóteses de pesquisa.
  2. anestesia inalatória para a indução
    1. Induzir e manter anestesia com 5% e 2% de isoflurano dissolvido em 40% / 60% e 25% / 75% de oxigénio / azoto, através de um cone de nariz e da câmara, respectivamente. Ajustar a profundidade da anestesia com o nível de abolir o reflexo de retirada pedal para pitada dedo do pé para confirmar anesthetization adequada.
      NOTA: Usando animais despertadas pode ser uma escolha melhor em termos de translação, mas há dificuldade para conter durante a EMTr e they são propensas ao estresse excessivo.
    2. Monitorar a temperatura corporal com uma sonda rectal e mantê-la a 37 ° C usando um cobertor homeotérmico. Monitorização da profundidade anestésica usando pedal reflexo de retirada, temperatura, freqüência respiratória e freqüência cardíaca.
  3. A transição para a anestesia intravenosa para manutenção
    1. Prepare a cauda com um algodão embebido em álcool. Cateterização de uma veia lateral da cauda com um cateter venoso 24 de bitola para a transição para a anestesia IV (Figura 1A). Carga de propofol por via intravenosa (1 mg / kg [· min] durante 10 min, utilizando 10 mg / ml de emulsão) para os animais. Descontinuar o isoflurano 5 minutos após o início do carregamento propofol.
    2. Manter propofol sedação a uma taxa de infusão de 500 - 700 ng / (kg • min) durante todo o experimento, como em um estudo anterior 16. Suplemento de oxigênio em 0,8 L / min através de um cone do nariz.
      NOTA: A anestesia com propofol é reduzir a potencial supressão da excitabilidade cortical pelo inalagente ção 17-19. No entanto, não é obrigatória a anestesia em experiências rTMS, e animais acordado também pode ser usado. métodos de anestesia deve ser decidida tendo em conta as hipóteses de pesquisa.
    3. Use pomada veterinária nos olhos para evitar a secura e sob anestesia.
    4. Aplicar estimulação magnética (ver Seção 2) 10 min após a transição completa para a anestesia iv.
  4. condições de recuperação
    1. Monitorar os sinais vitais durante a fase de recuperação. Não deixe o animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Se um animal foi submetido a cirurgia, não devolvê-lo para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado.
      NOTA: Se a cirurgia para um modelo de doença é realizado, é necessário pós-cirúrgica gestão da dor. No entanto, a gestão da dor não é necessário para este experimento EMTr.

Estimulação Magnética Transcraniana repetitiva 2.

  1. Estimulador e serpentina
    1. Aplicar a estimulação por meio de um estimulador repetitivo que proporciona estímulos bifásica através de uma forma de 8 bobina de 25 mm. Localizar o centro da bobina de 0,5 cm lateral para o vértice na linha biauricular, e angulate a bobina 45 ° em relação ao chão.
      NOTA: A intensidade de campo magnético máximo da bobina é de 4,0 T. A bobina magnética é montada firmemente num suporte embutido.
  2. limiar motor
    1. Determinar o limiar motor (MT) no ponto de acesso, com o centro da bobina posicionadas 0,5 cm lateral para o vértice na linha biauricular e com a parte plana da superfície para a calvária. Esta é a mesma metodologia utilizada em estudo anterior 20.
      NOTA: Definir MT como a intensidade mínima de estímulo evocando 5 ou mais palpáveis ​​contrações na pata dianteira contralateral por 10 estímulos consecutivos. Verificar se a estimulação é principalmente causando contração muscular contralateral para garantir a estimulação unilateral.
  3. Aplicação de EMTr
    1. Aplicar a EMTr 10 min, após estabilização da anestesia profunda. Colocar o centro da bobina no local da rTMS alvo, seleccionado a partir de córtices cerebrais, dependendo questões de pesquisa. Em seguida, incline a bobina para assegurar o contacto directo entre o centro da bobina e a superfície do crânio no ponto de estimulação.
      NOTA: Por exemplo, os angulate bobina 45 ° em relação ao chão para minimizar efeitos directos potenciais da rTMS no córtex contralateral (Figura 1B e 1C).
    2. Submeter os animais a uma sessão de 20 e mínimo de EMTr do hemisfério unilateral. Usando o console software, entregar EMTr com uma baixa frequência (1 Hz), de alta frequência (20 Hz), ou protocolo de estimulação sham, e definir a intensidade de estimulação de 100-110% do MT.
    3. Execute um estímulo Hz sem descanso. Usando a entrada do console software "1200" tiros para "20" min). Para a estimulação de 20 Hz, a conduta 2 segundos de estimulação, seguido por 28sec de descanso. Usando a entrada do console software "1.600" tiros para "20" min.
    4. Para a estimulação sham, inclinar a bobina perpendicular (90 ° de rotação) para a calvária e colocar a borda bobina de 2 cm de distância da superfície da cabeça (Figura 1D). Fixar o suporte da bobina firmemente ao aparelho principal; não há necessidade de manter a bobina à mão durante a experiência.
      NOTA: Para compensar os efeitos não específicos acústicos e outros, protocolos sham distintas devem ser usados ​​para protocolos de estimulação distintas. Por exemplo, a estimulação sham 1 Hz pode ser usado para 1-Hz rTMS experiências.
  4. O arrefecimento da bobina
    1. Use um sistema de refrigeração de água para permitir a estimulação magnética repetitivo por mais de 20 minutos a 1 e 20 Hz frequências de estimulação (Figura 2). Circular a água gelada em torno de todo o comprimento da bobina durante a experiência para evitar o sobreaquecimento, embora a temperatura da serpentina ou estimulador não é monitorado.
      NOTA: bobinas de rato arrefecidos comercialmente disponíveis também podem ser utilizados.
    2. Se possível, monitorar a temperatura da bateria visualizando o indicador de aquecimento da máquina EMTr. NOTA: Não houve consequências adversas relacionadas com a estimulação EMTr. Há, no entanto, um risco de queimadura potencial se etiquetas de identificação ouvido de metal são usados ​​próximos a bobina estimulante.

3. Micro Positron Emission Tomography

  1. preparação animal
    1. Realizar anestesia inalação para indução e anestesia iv para manutenção (veja o passo 1.2.1 e 1.3.1). Aplicar-1 Hz rTMS a um animal durante 10 minutos a uma intensidade de estimulação de 100-110% do MT.
    2. Cinco minutos depois de terminar a estimulação rTMS, injectam-se 1 mCi de 2- [F-18] f luoro-desoxiglucose (FDG 18) dissolvido em 0,5 ml de solução salina normal por via intravenosa através de um cateter na veia da cauda. Permitir 30 min para 18 de captação de FDG. NOTA: Coloque o rato sob anestesia durante toda a micro-PEexperimento T.
  2. análise de imagem
    1. Usar um scanner PET para imagens do cérebro para reafirmar a unilateralidade da estimulação. Reconstruir imagens com um algoritmo iterativo 3-D. Para avaliar as alterações no metabolismo induzidas pela rTMS, identificar as regiões de interesse (ROI) nas imagens das secções de cérebro transversais 21.
  3. Eutanásia
    1. Após a realização de imagens micro-PET, a eutanásia dos ratos numa câmara de pré-cheio com dióxido de carbono enquanto os ratos são em anestesia profunda.

4. mRNA Microarray

  1. Eutanásia
    1. Induzir e manter anestesia com 5% e 2% de isoflurano dissolvido em 40% / 60% e 25% / 75% de oxigénio / azoto, através de um cone de nariz e da câmara, respectivamente. Anestesiar profundamente ao nível de abolir o reflexo de retirada pedal para pitada dedo do pé antes de ser decapitado.
    2. Decapitar os ratos para a eutanásia 5 min após 1 sessão de 1-Hz EMTr.
  2. colheita de tecidos
    1. Lay out materiais e instrumentos cirúrgicos na ordem de uso, incluindo toalhas dobradas de papel, um rongeur óssea, microtesoura, maiores tesoura cirúrgica, um microforcep, uma lâmina de bisturi n º 10 ou 11, um com tampa de 10 cm placa de petri de vidro cheio de gelo e tubos de 1,5 ml. Prepare um saco de plástico para reciclagem de carcaça.
    2. Faça uma incisão na pele na linha média na anterioposteriorly crânio. Sem rodeios dissecar os tecidos moles e músculos que rodeiam com uma tesoura cirúrgica, e retire o pedaço do osso do crânio utilizando um rongeur óssea. dissecar rapidamente o cérebro fresco cuidadosamente do crânio. Em seguida, colocá-lo em gelo usando as micropinças e microtesoura. Lavar o tecido cerebral em solução salina normal gelada.
    3. Transferir o cérebro imediatamente gelo seco, e, subsequentemente, armazená-lo a -80 ° C em um tubo até ulterior processamento.
    4. Descongelar o tecido cerebral antes da colheita.
    5. Coloque o lado dorsal do cérebro, e colher o tecido cerebral do stimulated córtex cerebral (ao redor do ponto quente no córtex motor primário) em gelo usando os microfórceps e microtesouras. Colocar o tecido recolhido no tubo de 1,5 ml.
  3. preparação de ARN
    1. Extrair o ARN total a partir de homogenatos de tecidos, utilizando o reagente de lise 22. Processo com a digestão DNase e procedimentos de limpeza. Quantificar as amostras de ARN e alíquotas e armazená-las a -80 ° C até à sua utilização.
    2. Para o controlo de qualidade, avaliar a pureza e integridade do RNA por electroforese em gel desnaturante, a uma razão OD de 260: 280, e analisá-las num analisador disponíveis comercialmente.
  4. Rotulagem e purificação
    1. Amplificar e purifica-se o ARN total utilizando um estojo de amplificação de ARN comercialmente disponível para se obter cRNA biotinilado. Resumidamente, inverter-transcrever 550 ng de ARN total em ADNc utilizando um iniciador de T7 de oligo (dT). Sintetizar e in vitro transcrever a segunda cadeia de cDNA e, em seguida, rotulá-la com biotina-NTP.
    2. após purificação, quantificar ADNc utilizando um espectrofotómetro.
  5. Hibridação e exportação de dados 23
    1. Utilizar a beadchip expressão para a análise de expressão de ARNm. Hibridizam os 750-NG amostras de cDNA marcadas para cada matriz talão expressão rat-12 para 16-18 horas a 58 ° C. Realizar a detecção de sinal de matriz, utilizando estreptavidina-Cy3.
    2. matrizes de digitalização com um scanner confocal. Executar o processamento de exportação de dados de matriz e análise usando um software disponível comercialmente.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Quinze 8 semanas de idade do sexo masculino ratos Sprague-Dawley foram utilizados para a análise de confiabilidade entre avaliadores separada de determinação MT. Usando palpação dos espasmos musculares, os MTs foram obtidos em todos os ratos e medido como 33,00 ± 4,21% máxima saída do estimulador (% MSO) e 33,93 ± 0,88% MSO, respectivamente, por dois pesquisadores independentes. viés de Bland-Altman foi -0,93, e os limites de 95% de concordância foram -9,13 para 7,26%.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O objetivo principal deste estudo foi a introdução de um modelo animal de EMTr unilaterais. Embora a estimulação unilateral é uma das características mais fundamentais da investigação EMTr humanos, muitos estudos não adoptaram-lo em pequenos animais. No entanto, Rotenberg et ai. 15 gravada eurodeputados contralaterais com estimulação de 100% MT utilizando uma bobina Figura-8 com um diâmetro exterior lóbulo de 20 mm, enquanto que a estimulação com 112,5% e 133,3% MT produzido ipsilaterais, bem c...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Korea Research Foundation Grant financiada pelo governo coreano (KRF-2008-313-E00458). Os autores agradecem a Jin-Joo Lee pela assistência técnica.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Manta homeotérmica com sonda retalAparelho Harvard507222F
Isoflurano (Forano sol.)Choongwae
Propofol (Provive Inj. 1% 20 ml)Claris Lifesciences
Estimulador magnético repetitivo (Magstim Rapid2)Magstim Company Ltd
25 mm bobina em forma de 8Magstim Company Ltd1165-00
PET-CTGE Healthcare
QIAzol Lysis ReagentQiagen(Patente dos EUA nº 5.346.994)
Mini kit de tecido lipídico RNeasyQiagen74804
RNeasy Mini colunas de rotaçãoQiagen(Mat No. 1011708)
Agilent 2100 BioanalyzerAgilent Technologies
Ambion Illumina kit de amplificação de RNAAmbion
Nanodrop EspectrofotômetroNanoDrop NanoDropND-1000
Illumina RatRef-12 Expressão BeadChipIllumina, Inc.
Amersham fluorolink estreptavidina-Cy3GE Healthcare Bio-Sciences

Referências

  1. Lefaucheur, J. P., et al. Neurogenic pain relief by repetitive transcranial magnetic cortical stimulation depends on the origin and the site of pain. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 75 (4), 612-616 (2004).
  2. Hirayama, A., et al. Reduction of intractable deafferentation pain by navigation-guided repetitive transcranial magnetic stimulation of the primary motor cortex. Pain. 122 (1-2), 22-27 (2006).
  3. O'Reardon, J. P., et al. Efficacy and safety of transcranial magnetic stimulation in the acute treatment of major depression: a multisite randomized controlled trial. Biol Psychiatry. 62 (11), 1208-1216 (2007).
  4. Brighina, F., et al. Facilitatory effects of 1 Hz rTMS in motor cortex of patients affected by migraine with aura. Exp Brain Res. 161 (1), 34-38 (2005).
  5. Lefaucheur, J. P. Stroke recovery can be enhanced by using repetitive transcranial magnetic stimulation (rTMS). Neurophysiol Clin. 36 (3), 105-115 (2006).
  6. Khedr, E. M., Ahmed, M. A., Fathy, N., Rothwell, J. C. Therapeutic trial of repetitive transcranial magnetic stimulation after acute ischemic stroke. Neurology. 65 (3), 466-468 (2005).
  7. Fregni, F., et al. A sham-controlled trial of a 5-day course of repetitive transcranial magnetic stimulation of the unaffected hemisphere in stroke patients. Stroke. 37 (8), 2115-2122 (2006).
  8. Pascual-Leone, A., Valls-Sole, J., Wassermann, E. M., Hallett, M. Responses to rapid-rate transcranial magnetic stimulation of the human motor cortex. Brain. 117 (4), 847-858 (1994).
  9. Ridding, M. C., Rothwell, J. C. Is there a future for therapeutic use of transcranial magnetic stimulation). Nat Rev Neurosci. 8 (7), 559-567 (2007).
  10. Valero-Cabre, A., Payne, B. R., Pascual-Leone, A. Opposite impact on 14C-2-deoxyglucose brain metabolism following patterns of high and low frequency repetitive transcranial magnetic stimulation in the posterior parietal cortex. Exp Brain Res. 176 (4), 603-615 (2007).
  11. Di Lazzaro, V., et al. The physiological basis of the effects of intermittent theta burst stimulation of the human motor cortex. J Physiol. 586 (16), 3871-3879 (2008).
  12. Post, A., Keck, M. E. Transcranial magnetic stimulation as a therapeutic tool in psychiatry: what do we know about the neurobiological mechanisms. J Psychiatr Res. 35 (4), 193-215 (2001).
  13. Muller, P. A., Dhamne, S. C., Vahabzadeh-Hagh, A. M., Pascual-Leone, A., Jensen, F. E., Rotenberg, A. Suppression of motor cortical excitability in anesthetized rats by low frequency repetitive transcranial magnetic stimulation. PLoS One. 9 (3), 91065(2014).
  14. Funke, K., Benali, A. Modulation of cortical inhibition by rTMS - findings obtained from animal models. J Physiol. 589 (18), 4423-4435 (2011).
  15. Rotenberg, A., et al. Lateralization of forelimb motor evoked potentials by transcranial magnetic stimulation in rats. Clin Neurophysiol. 121 (1), 104-108 (2010).
  16. Beom, J., Kim, W., Han, T. R., Seo, K. S., Oh, B. M. Concurrent use of granulocyte-colony stimulating factor with repetitive transcranial magnetic stimulation did not enhance recovery of function in the early subacute stroke in rats. Neurol Sci. 36 (5), 771-777 (2015).
  17. Haghighi, S. S., Green, K. D., Oro, J. J., Drake, R. K., Kracke, G. R. Depressive effect of isoflurane anesthesia on motor evoked potentials. Neurosurgery. 26, 993-997 (1990).
  18. Fishback, A. S., Shields, C. B., Linden, R. D., Zhang, Y. P., Burke, D. The effects of propofol on rat transcranial magnetic motor evoked potentials. Neurosurgery. 37 (5), 969-974 (1995).
  19. Rohde, V., Krombach, G. A., Baumert, J. H., Kreitschmann-Andermahr, I., Weinzierl, M., Gilsbach, J. M. Measurement of motor evoked potentials following repetitive magnetic motor cortex stimulation during isoflurane or propofol anaesthesia. Br J Anaesth. 91 (4), 487-492 (2003).
  20. Lee, S. A., Oh, B. M., Kim, S. J., Paik, N. J. The molecular evidence of neural plasticity induced by cerebellar repetitive transcranial magnetic stimulation in the rat brain: a preliminary report. Neurosci Lett. 575, 47-52 (2014).
  21. Fu, Y. K., et al. Imaging of regional metabolic activity by (18)F-FDG/PET in rats with transient cerebral ischemia. Appl Radiat Isot. 67 (18), 1743-1747 (2009).
  22. Silveyra, P., Catalano, P. N., Lux-Lantos, V., Libertun, C. Impact of proestrous milieu on expression of orexin receptors and prepro-orexin in rat hypothalamus and hypophysis: actions of Cetrorelix and Nembutal. Am J Physiol Endocrinol Metab. 292 (3), 820-828 (2007).
  23. Zidek, N., Hellmann, J., Kramer, P. J., Hewitt, P. G. Acute hepatotoxicity: a predictive model based on focused illumina microarrays. Toxicol Sci. 99 (1), 289-302 (2007).
  24. Hsieh, T. H., Dhamne, S. C., Chen, J. J., Pascual-Leone, A., Jensen, F. E., Rotenberg, A. A new measure of cortical inhibition by mechanomyography and paired-pulse transcranial magnetic stimulation in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 107 (3), 966-972 (2012).
  25. Salvador, R., Miranda, P. C. Transcranial magnetic stimulation of small animals: a modeling study of the influence of coil geometry, size and orientation. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 674-677 (2009).
  26. Parthoens, J., Verhaeghe, J., Servaes, S., Miranda, A., Stroobants, S., Staelens, S. Performance Characterization of an Actively Cooled Repetitive Transcranial Magnetic Stimulation Coil for the Rat. Neuromodulation. , (2016).
  27. Toro, R., et al. Brain size and folding of the human cerebral cortex. Cereb Cortex. 18 (10), 2352-2357 (2008).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Explorar mais artigos

rTMS unilateralestimulação cerebral de ratobobina em oitosistema de resfriamento a águadeterminação do limiar motorgenes imediatos precocesexpressão de BDNFmetabolismo da glicosediferenças inter-hemisféricas
Estimulação Magnética Transcraniana repetitiva para o Hemisfério unilateral do cérebro de rato
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.