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Artigo de método

Trophoblast primário humano Cultura celular modelo para estudar os efeitos protetores da melatonina contra a hipóxia / Disruption induzida pela reoxigenação

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DOI:

10.3791/54228

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30 de julho de 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1INRS-Institut Armand-Frappier

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este manuscrito apresenta um modelo in vitro único de células citotrofoblásticas vilosas humanas imunopurificadas cultivadas sob hipóxia/reoxigenação. Este modelo é adequado para estudar os efeitos protetores de tratamentos promissores, como a melatonina, nas complicações da gravidez associadas ao aumento do estresse oxidativo e à alteração da função placentária.

Resumo

Este protocolo descreve como as células citotrofoblásticas vilosas são isoladas das placentas a termo por sucessivas digestões enzimáticas, seguidas de centrifugação por densidade, isolamento de gradiente de meio e purificação imunomagnética. Como observado in vivo, as células citotrofoblásticas vilosas mononucleadas em cultura primária se diferenciam em células sinciciotrofoblásticas multinucleadas após 72 horas. Em comparação com a normóxia (8% O2), as células citotrofoblásticas vilosas que sofrem hipóxia/reoxigenação (0,5% / 8% O2) sofrem aumento do estresse oxidativo e apoptose intrínseca, semelhante ao observado in vivo em complicações da gravidez, como pré-eclâmpsia, parto prematuro e restrição de crescimento intrauterino. Nesse contexto, os trofoblastos vilosos primários cultivados em condições de hipóxia/reoxigenação representam um sistema experimental único para entender melhor os mecanismos e vias de sinalização que são alterados na placenta humana e facilitar a busca por medicamentos eficazes que protejam contra certos distúrbios da gravidez. Os trofoblastos vilosos humanos produzem melatonina e expressam suas enzimas e receptores sintetizadores. A melatonina tem sido sugerida como tratamento para pré-eclâmpsia e restrição de crescimento intrauterino devido aos seus efeitos antioxidantes protetores. No modelo de células do citotrofoblasto viloso primário descrito neste artigo, a melatonina não tem efeito sobre as células trofoblásticas em estado normóxico, mas restaura o equilíbrio redox das células sinciciotrofoblásticas interrompidas pela hipóxia/reoxigenação. Assim, as células trofoblásticas vilosas humanas em cultura primária são uma excelente abordagem para estudar os mecanismos por trás dos efeitos protetores da melatonina na função placentária durante a hipóxia/reoxigenação.

Introdução

Durante a gravidez humana, as células citotrofoblasto da placenta, que são células mononucleadas de haste, proliferam rapidamente e se diferenciam em células quer citotrofoblasto vilosos ou extravilosas. citotrofoblastos extravilosas invadir e remodelar as artérias em espiral da parede uterina. Citotrofoblastos viloso, por outro lado, continuar a proliferar, diferenciar-se e fundem para formar trofoblasto multinucleadas (a sincício) 1. A manutenção da homeostase trofoblasto viloso é essencial para o bem-estar fetal e gravidez saudável. Na verdade, trofoblastos vilosidades permitir a troca materno-fetal de oxigênio e nutrientes, e produzir hormônios essenciais para a gravidez. Além disso, o trofoblasto é o único tipo de célula em contacto directo com a circulação do sangue materno e proporciona uma barreira física e imunológica essencial. Portanto, o sinciciotrofoblasto deve sofrer apoptose e substituição para a manutenção da homeostase e avoid placentária patologias 2-5.

A técnica desenvolvida pela Kliman et ai. 6, em 1986, para isolar citotrofoblastos vilosidades primárias a partir de placentas humanas causou uma revolução no domínio da investigação de placenta, permitindo que o estudo dos mecanismos moleculares envolvidos na diferenciação trofoblasto viloso. Esta técnica clássica, com base em digestões enzimáticas sequenciais com tripsina e DNase, seguido pelo isolamento em meio de centrifugação de densidade (partículas de sílica coloidal revestido por polivinilpirrolidona, ou Percoll) é hoje reconhecida como o padrão de ouro para o isolamento de células citotrofoblasto vilosidades. A técnica pode ser optimizado por imunopurificação magnética, um processo que separa citotrofoblastos vilosidades a partir de células não-trofoblásticas com base na expressão diferencial de antigénios específicos nas superfícies destas células. Nós escolhemos o antigénio de leucócitos humanos ABC (HLA-ABC), devido à ausência da sua expressão na célula Membran trofoblásticae 7,8.

A placenta é um órgão que sofre variações dramáticas em níveis de oxigénio durante a gravidez. No primeiro trimestre, a relação de oxigenação é fisiologicamente muito baixa (2% de O 2), mas aumenta para níveis moderados de oxigenação (8% de O2) no segundo e terceiro trimestre. Tuuli et al. 9 descrito que a reprodução in vitro do meio ambiente trophoblast dentro das vilosidades da placenta é um desafio e variações nos níveis de oxigenação pode até levar a mudanças fenotípicas. É, por conseguinte, sugerido para adoptar 8% de oxigénio como normóxia para imitar a tensão de oxigénio encontradas em vilosidades da placenta durante o terceiro trimestre da gravidez 8,9. Chen et al. 10 extensivamente estudadas diversas variáveis ​​relacionadas com a tensão de oxigênio em cultura de células trofoblasto e demonstrou a importância de determinar os níveis de oxigênio em um ambiente pericelular. Os níveis de oxigénio no vilosidades tendem a aumentardevido à vasculogénese. O fluxo de sangue no vilosidades aumentos placentários constantemente e o nível de peróxido de hidrogênio (uma espécie abundante reativas de oxigênio) é um sinal importante que controla vasculog�ese 11,12. Em complicações na gravidez, a falta de vasculog�ese gera hipóxia, e mais importante, as variações intermitentes de oxigenação (chamada hipóxia / reoxigenação). Estas condições levam a um aumento anormal de estresse oxidativo, o que compromete placentária e 13,14 viabilidade fetal. As alterações que se submetem a células trofoblásticas in vivo durante episódios de hipoxia / reoxigenação pode ser mimetizado in vitro, como segue: citotrofoblastos vilosidades são mantidas sob condições de normóxia (8% O 2) até que se diferenciam em trofoblasto. Elas são então submetidas a condições de hipóxia (0,5% de O2) durante 4 horas, seguido de um adicional de 18 h de normóxia (reoxigenação). Usando essa abordagem hipóxia / reoxigenação, trofoblastos exHiBit desregulada estado redox e níveis aumentados de apoptose intrínseca 8, como tem sido observada em certas complicações na gravidez. Assim, este é um útil modelo in vitro para avaliar novas abordagens terapêuticas e preventivas para combater a complicações na gravidez associados com placentária hipoxia / reoxigenação.

Células da placenta produzir melatonina, que tem várias funções importantes, tais como a capacidade de evitar o estresse oxidativo e disfunção placentária 15. Aqui, apresentamos os modelos de abordagem e de células experimentais utilizados para demonstrar os efeitos protectores da melatonina em células trofoblásticas da placenta, a nível molecular, celular e funcional 8.

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Protocolo

Placentas foram obtidas imediatamente após partos vaginais espontâneos de gestações sem complicações no CHUM-St-Luc Hospital, Montreal, QC, Canadá, com o consentimento do paciente informado e aprovação dos comitês de ética (CHUM-St-Luc Hospital e INRS-Institut Armand-Frappier, Laval, Quebec, Canadá).

1. Isolamento e purificação de células das vilosidades citotrofoblasto

  1. Soluções e meios de comunicação
    1. Preparar por um meio de transporte complementar do meio modificado por Dulbecco-Glucose alta de Eagle (DMEM-HG) com 1% de antibiótico vol / vol (10.000 unidades / ml de penicilina G, 100 mg / ml de sulfato de estreptomicina) e armazenar a 4 ° C.
    2. Preparar meios de cultura primária, completando DMEM-HG com v / v de soro fetal de bovino 10% (FBS), 25 mM ácido 4- (2-hidroxietil) -1-piperazinoetanossulfónico (HEPES), 1% vol / vol de antibióticos (10.000 unidades / ml de penicilina G, 100 mg / ml de sulfato de estreptomicina) e armazenar a 4 ° C. media quentes a 37 ° C antesusar.
    3. Prepare 4 L de solução salina (0,9% de cloreto de sódio peso / vol).
    4. Prepare modificado Solução Salina Equilibrada de Hank (HBSS) por adição de tampão HEPES 25 mM a 1x HBSS (pH 7,4).
    5. Preparar uma solução fresca, quatro garrafas de solução de digestão com HBSS modificado (preparada no ponto 1.1.4), sulfato de magnésio (MgSO4), o cloreto de cálcio (CaCl2), a tripsina, a desoxirribonuclease IV (ADNase IV), e 1% de antibiótico vol / vol ( 10.000 unidades / ml de penicilina G, 100 mg / ml de sulfato de estreptomicina), como mostrado na Tabela 1.
    6. Prepare gradiente de densidade media centrifugação
      1. Preparar a solução de mídia centrifugação de densidade, completando densidade media centrifugação com 10% vol / vol HBSS 10x.
      2. Preparar 14 tubos de ensaio com uma solução de centrifugação de densidade media e HBSS modificado, como descrito na Tabela 2.
      3. Misturar cada solução densidade (passo 1.1.6.2) vigorosamente antes de adicionar o seu conteúdo para o gradiente. Suavementeadicionar as soluções de densidade para um tubo de centrífuga de 50 ml de vidro com uma bomba peristáltica (1 ml / min), começando com a concentração mais elevada (70%). Evitar gotículas por drenagem das soluções contra a parede do tubo para manter a separação adequada de cada camada do gradiente.
        1. Na ausência de uma bomba peristáltica, aplicam-se as camadas muito cuidadosamente com pipetas de Pasteur.
    7. Preparar tampão de corrida final, completando o tampão de corrida (ver tabela de materiais) com 2% em vol / vol de antibiótico / antimicótico (10.000 unidades / ml de penicilina G, 100 mg / ml de sulfato de estreptomicina). Armazenar a 4 ° C.
  2. isolamento citotrofoblasto vilosidades
    Nota: Use estéril cirúrgico equipamentos, artigos de vidro, pipetas, frascos, etc.
    1. No dia do isolamento das vilosidades citotrofoblasto, em um banho de água a 37 ° C, aquecer as soluções digestões (do passo 1.1.5) e 70 mL de FBS. Nota: Use 50 ml de FBS para interromper as digestões e doremanescente 20 ml para o passo de congelação (1.2.22), que pode ser colocada em gelo uma vez descongelado.
    2. Após o parto, trazer da placenta para o laboratório em meio de transporte arrefecido com gelo (a partir do passo 1.1.1) tão rapidamente quanto possível (menos do que 1 hora).
    3. meio de transporte de descarte e sangue placentário no caixote do lixo líquido. Pesar a placenta e mergulhe em solução salina fria.
    4. Medir e analisar as seguintes características: comprimento do cordão umbilical; localização do cordão umbilical; comprimento da placenta, largura, forma (oval, discóide); cor membrana; patologias estrutura cotilédones. Nota: Os dados são apresentados na secção de resultados.
    5. Cortar o cordão umbilical ao lado de sua inserção da placenta (ou seja, na sua base com um 1 centímetro de raio círculo adicional em torno da medula). Mergulhar em 300 ml de solução fixadora tecido histológico (formalina a 10%) para posterior análise histológica.
    6. Cortar toda a placenta em cubos de 5 x 5 x 5 cm. Lavar cuidadosamente (4 vezes x ~ 1 min) em sol solução salinabuição (0,9%) para remover as células sanguíneas até que a solução salina é clara. Descartar líquido de enxaguamento.
    7. Em um vidro de relógio, remova as membranas da placenta e tecidos tritura para remover os vasos sanguíneos e calcificações. Mantenha os vasos sanguíneos firmemente com uma pinça e remover os tecidos usando as costas de uma tesoura Metzenbaum.
      1. Coloque placenta picada num funil de Buchner. Lavar com aproximadamente 100 ml de tampão de soro fisiológico. Continue picar até 30 - 35 g de tecido picada é obtido (plástico uso pesando barco e escala). Se necessário, mediu o restante da placenta para obter até três adicionais 30 - Preparações 35 g. Durante este tempo, coloque o tecido picada em um barco de pesagem no gelo.
        Nota: Esta etapa vai demorar cerca de 45 minutos a 1 hora.
    8. Adicionar a 30 - 35 g de tecido placentário triturada para um balão trypsinizing. Transferir 150 ml da solução de digestão preparada 1 (Tabela 1) ao balão trypsinizing e misture bem.
    9. Colocar o balão trypsinizing emum agitador banho-maria durante 30 min a uma velocidade de não mais do que 50 ciclos / min e misturar manualmente o balão trypsinizing cada 5 min de digestão homogénea.
    10. No final da primeira digestão, retirar o balão trypsinizing do banho de água e incliná-lo (45 ° C) durante 1 min para sedimentar o tecido placentário. Com um 10 ml pipeta estéril, remover e descartar aproximadamente 80 ml de sobrenadante. Evitar a aspiração do tecido.
    11. Transferir 100 ml de solução de digestão de 2 (Tabela 1) para o balão trypsinizing; misture bem e repita o passo 1.2.9.
    12. No final da segunda digestão, retirar o balão trypsinizing do banho de água e incliná-la 45 ° durante 1 min. Com uma pipeta de 10 ml estéril, remover 80 ml de sobrenadante e transferir cuidadosamente para um tubo de centrifugação, utilizando um filtro celular (100 um de malha). Transferir o sobrenadante filtrou-se para uma proveta contendo 2 ml de FBS a cada vez que o tubo de centrífuga é cheio.
    13. Realizar a terceira digestão como descrito para osegunda digestão (1.2.11 e 1.2.12), utilizando 75 ml de solução de digestão 3. Em paralelo, executar as etapas de 1.2.15 a 1.2.16.1 para a digestão 2.
    14. Execute o quarto digestão exatamente como a terceira digestão usando a solução de digestão 4 (75 ml), mas cobrar um montante máximo de sobrenadante. Execute as etapas de 1.2.15 a 1.2.16.1 em paralelo para a digestão 3, e, finalmente, para a digestão 4.
    15. Alíquota do sobrenadante (de digestões 2, 3 e 4) em 13,5 ml partes, cada parte em um tubo de centrífuga de 15 ml. Com um 22,8 cm de comprimento pipeta de Pasteur de vidro, muito suave e lentamente colocar 1,5 ml de FBS a parte inferior de cada tubo, a fim de criar uma camada separada. Não misture FBS e sobrenadante. Centrifugar os tubos sem freio durante 20 minutos a 1.250 xg à temperatura ambiente.
      Nota: Após a centrifugação, 4 camadas são visíveis no tubo, conforme mostrado na Figura 1 A separação de células de tripsina e trofoblasto evita a digestão celular excessiva..
    16. Com uma bomba de vácuo, ASPIRComeram e desprezar o sobrenadante (solução de digestão) e camadas de FBS, incluindo a película esbranquiçada entre as duas camadas. Ressuspender o sedimento (os trofoblastos e as camadas de células vermelhas do sangue) com 1 ml de meio de cultura de célula quente (passo 1.1.2; sem FBS e sem HEPES).
      1. Coletar células ressuspensos de todos os tubos e combiná-los em um tubo. Deixe o tubo de repousar à temperatura ambiente até que o fim de todas as digestões. Nota: Depois de todas as digestões, o rendimento habitual é de 3 tubos de células ressuspensas (um por digestão).
    17. Perfazer o volume de 15 ml com meio de cultura celular quente. Centrifugar a 1.250 xg durante 10 min à temperatura ambiente. Remover o sobrenadante com uma bomba de vácuo. Evite aspirar o pellet.
    18. Suavemente ressuspender o sedimento, obtido a partir dos 3 tubos com 1 ml de meio de cultura de célula quente. Piscina seu conteúdo em um tubo. Para obter 8 ml, completar o volume com meio de cultura celular quente.
    19. Muito gentilmente camada da suspensão de células em um grad separaçãotário com uma pipeta de Pasteur. Centrifugar sem travão durante 30 min a 507 xg à temperatura ambiente.
    20. Após centrifugação, identificar as diferentes camadas de células em gradiente com iluminação traseira. Localizar as camadas contendo trofoblasto e células contaminantes entre 40 - 50% de meio de centrifugação de densidade. Com uma bomba de vácuo, remover camadas superiores (> 50%).
    21. Recolhe células localizadas nas camadas de interesse com uma pipeta de Pasteur e transfere-os para um tubo de centrífuga de 50 ml. Completar o volume a 50 ml com meio de cultura celular. Centrifugar durante 10 minutos a 1250 xg à temperatura ambiente.
    22. Sob condições estéreis, descartar o sobrenadante, ressuspender o sedimento com 20 ml de SBF e contar o número de células utilizando um hemocitómetro. No gelo, adicionar 2,22 ml de dimetilsulfóxido estéril (DMSO) e misture delicadamente por lançando. Aliquota de 1,5 ml de suspensão de células em frascos criogénicos, congelar durante a noite a -80 ° C e transferido para um tanque de azoto líquido.
  3. purificação Trophoblast
    1. Instalar o enxaguamento e tampões em execução e uma nova coluna de filtro no aparelho magnético de purificação de acordo com as instruções do fabricante. Execute o programa "limpa" para limpar portas negativos 1, positivo 1 e 2 positiva, e depois introduzir os tubos de 50 ml em cada porta de acordo com as instruções do fabricante.
    2. Descongelar as células que foram congelados no passo 1.2.22 rapidamente num banho de água a 37 ° C. Transferir as células para um tubo de 50 ml e ressuspender as células suavemente com 20 ml de solução tampão fria corrente. Centrifugar o tubo durante 5 min a 450 xg e 4 ° C.
    3. Descartar o sobrenadante. Repita o passo de lavagem com tampão corrente fria. Contagem de células utilizando um hemocitómetro para determinar a viabilidade. Repetir a centrifugação (durante 5 min, 450 xg, a 4 ° C). Remova cuidadosamente o sobrenadante. Adicionar 1 ml de tampão de corrida frio contendo 1% vol / vol de anticorpos anti-HLA-ABC rato. Incubar a 4 ° C durante 30 min, mixing suavemente a cada 5 minutos.
    4. Adicionar 6 ml de tampão corrente fria. Centrifugar durante 5 min a 450 xg e 4 ° C. Descartar o sobrenadante e repita esta etapa. Ressuspender as células em 1 ml de tampão de corrida frio contendo 10% vol / vol de anti-rato esferas magnéticas acopladas-anticorpo secundário. Incubar a 4 ° C durante 15 minutos, misturando suavemente a cada 5 min.
    5. Adicionar 6 ml de tampão corrente fria. Centrifugar durante 5 min a 450 xg e 4 ° C. Descartar o sobrenadante e ressuspender em 5 ml de tampão fria corrente.
    6. Separaram-se as células trofoblásticas usando o instrumento de purificação magnética. Coletar células no porto negativo e adicionar 20 ml de tampão corrente fria.
      Nota: as células trofoblásticas não contêm o complexo HLA-ABC, e são, assim, separadas de outros tipos de células e dirigido para a porta de um negativo.
    7. Centrifugar durante 5 min a 450 xg e 4 ° C. Descartar o sobrenadante e gentilmente voltar a suspender as células em 20 ml de meio de cultura primária quente. Contar as células usinga hemocitômetro para determinar a viabilidade.
    8. Placa as células com as seguintes densidades: 0,15 X 10 6 células / poço em placas de 96 poços, 1,6 x 10 6 células / poço em placas de 24 poços e 4,5 x 10 6 células / poço em placas de 6 poços. Incubar as placas a 37 ° C e 5% de CO 2.
    9. Confirmar a pureza das células trofoblásticas por citometria de fluxo 16,17 e / ou 18 por imunocitoquímica.
      Nota: A pureza das células imunopurificados foi determinado usando anticorpos monoclonais conjugados com FITC contra a citoqueratina 7-vimentina e 17-19. Este protocolo é bem detalhado no Lanoix et al., 2008 7.
    10. Depois de pelo menos 4 h, lavar as células duas vezes com meio de cultura quente para remover células não ligadas e, em seguida, transferir as placas para a câmara de normoxia, o qual é composto de 8% de O2 (ver Figura 2 e na secção 2).

2. In Vitro Induction de normóxia e hipóxia / reoxigenação

  1. Operação de câmara incubadora (ver Figura 2A para set-up).
    1. Em uma câmara de fluxo laminar, colocar uma placa de Petri contendo água esterilizada na parte inferior da câmara de incubadora para evitar a secura; em seguida, colocar as placas de cultura de células previamente preparados ou frascos (passo 1.3.10) nas prateleiras superiores da câmara.
    2. Do lado de fora o capuz, anexar a câmara (abertura de entrada) para o tubo de gás (Figura 2A: 5a, b e c) para chegar ao tubo de gás (8% de O2 ou 0,5% de O2) (Figura 2A: 7). Abrir ambas as portas de entrada e de saída da câmara. Neste momento, o regulador de gás (Figura 2A: 4) deve permanecer fechada.
    3. Cuidadosamente abra a válvula reguladora de gás (Figura 2A: 4). Lavar durante 4 min com um fluxo de ar de 25 L / min para substituir completamente o ar no interior da câmara.
    4. Após a lavagem da câmara, feche o regulador de gás, em seguida, a entrada e ouportos tlet da câmara.
    5. Desligue o tubo de saída do medidor de caudal (Figura 2A: 5c) da porta de entrada da câmara e a câmara de colocar numa incubadora de cultura de células a 37 ° C.
    6. Substituir o ar actualmente presente nas placas, frascos e dissolveu-se no meio de cultura através do preenchimento com a câmara de gás 1 h após o passo 2.1.3.
    7. Repita os passos 2.1.1 a 2.1.6 para as outras composições de gás (por exemplo, 2% de O 2 para o primeiro trimestre trofoblasto cultura 9).
  2. Confirmar a porcentagem de oxigênio (Figura 2B-C)
    1. Para confirmar a concentração de oxigénio no meio de cultura celular (sem células) no interior da câmara, usar um eléctrodo de oxigénio ligado a um adaptador de oxigénio. Ligue o eléctrodo de oxigénio a um voltímetro.
    2. Criar uma curva de calibração na mesma solução (isto é, meio de cultura celular) por exposição da solução a gases com teor de oxigénio conhecida (por exemplo, 0% e21% de oxigénio). Após as leituras são estabilizados para cada concentração, introduzir o eléctrodo para o meio na câmara.
      Nota: Tome todas as medições na mesma profundidade, a fim de evitar qualquer distorção da concentração de oxigênio 10.
  3. Indução de normóxia e hipóxia / reoxigenação em trofoblastos.
    1. Após a adição de células trofoblásticas primárias para os frascos de cultura de células apropriadas, placas ou placas de Petri, realizar tratamentos, se necessário.
    2. Em paralelo, no interior da câmara, para expor as células a mistura de gás desejado para reproduzir uma condição específica a cada 24 h (Figura 3).

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Resultados

Isolamento e imunopurifica�o de células citotrofoblasto vilosidades da placenta normais prazo obtidos por parto vaginal rendeu 1 x 10 8 células viáveis. A placenta pesava 350 g, foi de 19 cm de diâmetro, 4 cm de altura com forma discóide e membranas transparentes. Nenhuma malformação cotilédones foi detectada. O cordão umbilical teve localização paracentral e um comprimento de 56 cm. A pureza foi avaliada por citometria de fluxo usando-vimentina e citoqueratina 7 marcadores....

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Discussão

Nos mamíferos, o desenvolvimento fetal é diretamente dependente da função placentária adequada. As origens do desenvolvimento de distúrbios de saúde baseiam-se na hipótese de que a causa de doenças que se manifestam mais tarde na vida pode ser rastreada até ao início do desenvolvimento e que a placenta tem um papel mecanicista na programação fetal 30-32. A placenta é o mediador chave do crescimento e desenvolvimento fetal: regula a transferência de nutrientes, protege contra as exposições prejudiciais, e tem ...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Apoiado por bolsas do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá (NSERC) (nº 262011-2009) para CV e bolsa de Pesquisa em Ciências Sociais e Comportamentais March of Dimes (#12-FY12-179) para CV e JTS; por bolsas de estudo para LSF do Ministère de l'éducation, de l'Enseignement supérieurs et de la recherche (MEESR)-Fonds de recherche du Québec (FRQ)-Nature et technologies (NT) e da Fondation Universitaire Armand-Frappier INRS, ao HC da Réseau Québécois en Reproduction-NSERC-CREATE, ao AAHT dos Institutos Canadenses de Pesquisa em Saúde (CIHR) e FRQ-Santé, e ao JBP do NSERC; por uma bolsa para o EMAS do Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) e do Programme de bourses d'excellence pour étudiants étrangers MEESR-FRQNT.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tesoura Curva MetzenbaumShandon9212equipamento cirúrgico (isolamento celular) (2 unidades)
Pinça de Estilhaços Fina 41/2 inFisherbrand13-812-42equipamento cirúrgico (isolamento celular) (2 unidades)
Tesoura 4.5 Str DissecçãoFisherbrand08-940equipamento cirúrgico (isolamento celular) (2 unidades)
Esponja de Gaze 10 cm x 10 cmCardinal Health
Assadeira de Vidro OblongoPyrex1105397Glassware (2.8 L)
Funnel BuchnerCoorstek Inc10-356EGlassware (114 mm de diâmetro)
Watch Glass pyrex9985100EMDVidraria
Solução de formalina, tamponado neutro, 10%Sigma-AldrichHT501128-4Lsolução fixadora de tecido histológico
Frascos de tripsinizaçãoWheaton355395Vidraria (1 unidade)
Tubos de cultura descartáveisKimble73750-13100Vidraria
Pasteur de vidro borossilicato (22,8 cm)FisherbrandK63B1367820CCopos
Vidro de 250 mlFisherbrandKFS14005250
Garrafas de Mídia de Vidro com TampaFisherbrandKFS14395250Glassware (8 unidades)
Tubo Corex de 50 ml Corning8422-A(1 unidade)
15 ml Tubo de Centrífuga de PoliestirenoCorning430791
50 ml Tubo de Centrífuga de PoliestirenoCorning430829
10 ml Pipeta SorológicaCorning11415038
Cell Strainer 100 μ m ForroAbsorvente 431752Corning
Scienceware1199918
500  ml Garrafas Top FilterCorningPore: 0.22  µ m / médio e preparação HBSS
2 ml Frascos criogênicosCorning430488
recipiente de congelamento, Nalgene Mr. FrostySigma-AldrichC1562-1EA
Bomba peristálticaPharmacia Fine ChemicalsP3 modelo
Banho maria agitadoFishermodelo 127
Bomba de vácuoABM4EKFS6CX-4
Cloreto de sódioFisherbrandEC231-598-3Solução salina 0,9%
Hank ' s Solução salina tamponada (Hbss)Sigma-AldrichH2387Quantidade: 9,25 (um frasco) para 1 L de solução de digestão
Ácido hidroxipiperazineetanossulfônico (Hepes)Life Technologies15630-08025 ml (1 M) para 1 L de solução de digestão
Tripsina Tipo ISigma-AldrichT80039.888 U
Desoxirribonuclease Tipo IvRoche10-104-159-001402.000 U
Cloreto de CálcioSigma-AldrichC4901100 mM
Sulfato de MagnésioBaker2500-01800 mM
Dulbecco' s Modified Eagle Medium High Glucose (Dmem)Life Technologies10564-045
Penicilina/Streptomycin SulphateHycloneSV30010
Fetal Bovine SerumCorning35-010-CV
PercollSigma-AldrichP1644Gradiente de meio de centrifugação de densidade. Volume: 36 ml
IsopropanolAcros42383-001050 ml
Dimetil SulfóxidoSigma-Aldrich472301
Automacs Separador Magnético Miltenyi BiotecModelo 003
Automacs  Colunas Miltenyi Biotec130-021-101
Automacs Running Buffer Miltenyi Biotec130-091-221http://www.miltenyibiotec.com/~/media/Images/Products/Import/0001100/IM0001131.ashx?force=1
Automacs Solução de Enxágue Miltenyi Biotec130-091-222http://www.miltenyibiotec.com/en/products-and-services/macs-cell-separation/cell-separation-buffers/automacs-rinsing-solution.aspx
Clone Purificado Anti-Human Hla Abc W6/32Affymetrix eBioscience14-9983-82anticorpo anti-rato
Microesferas Igg Anti MouseMiltenyi Biotec130048401
Placa de Poço Múltiplo -  6 Poços Com TampaCorning3335Superfície de ligação celular
Placa de poços múltiplos -  24 Poços com tampaCorning3337Superfície de ligação celular
Placa de múltiplos poços -  96 Poços com tampaCorning3300Superfície de ligação celular
Câmara de incubadora modular Billups-RothenbergMIC-101Um conjunto de dois é necessário para condições simultâneas de geração de normóxia e hipóxia/reoxigenação
Medidor de Fluxo ÚnicoBillups-RothenbergSFM3001
Filtro em Linha de 50 mmWhatman6721-5010PTFE, poro: 1.0 µ m
Regulador de GásPro StarPRS301233Um conjunto de dois é necessário para condições simultâneas de geração de normóxia e hipóxia/reoxigenação
Mangueira de Gás Classe Vi Transparente 5/16 Parker100-050701023 peças com ~ 0,5 m
17 mm Braçadeira de Mangueira de Gás AjustávelTiewrapsTHCSS-16
Cilindro de Gás Normoxia PraxairNI CDOXR1U-KTamanho K (3rd composição do trimestre: 5% CO2, 8% O2, Bal. Cilindro de Gás N2)
Normoxia PraxairNI CDOXR1U-KTamanho K (3rd composição do trimestre: 5% CO2, 0,5% O2, Bal. Microeletrodo de Oxigênio N2)
de Oxigênio MI-730Microeletrodos Adaptador3572
Reagente de Detecção de ROS: CM-H2DCFDA Kit ELISA InvitrogenC-400
β-hCGDRG internatinalEIA-4115
Anti-Vimentina purificado anticorpoeBioscience14-9897Host: camundongo
Anti-Citoqueratina 7 (FITC) anticorpo Abcamab119697Anfitrião: mouse
Alexa Fluor 488 Cabra Anti-mousse IgG H & L anticorpoLife TechnologiesA-11029
361020733dede Nylon Microeletrodos de Oxigênio INC ;

Referências

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