Medição de granulócitos e monócitos fagocitose e oxidativo Atividade Burst no Sangue

A explosão de granulócitos e monócitos fagocitose / oxidativo (OB) ensaio da atividade é uma técnica simples e direta que é frequentemente usado para reunir informações sobre a função imunológica inata após o exercício prolongado e intenso. ^1-4 Ao estudar a resposta do sistema imunológico a um estímulo, granulócitos e monócitos são de particular interesse porque eles desempenham um papel central na defesa do hospedeiro e são as primeiras células do sistema imunológico a se acumular no local de infecção. ⁵ neutrófilos, um tipo de granulócitos, são as primeiras células de se translocar para o músculo danificado tecidos após o exercício intenso. ⁶ fagocitose ea atividade de OB são as medidas mais comuns da função de granulócitos e monócitos, ⁷ e são preferidos como indicadores da função celular imune inato por causa de seu papel central, tanto no processo de infecção e o processo de reparação.

O ensaio descrito no presente Utili manuscritozes um citómetro de fluxo de base para proporcionar uma determinação quantitativa da fagocitose de granulócitos e monócitos e atividade de OB no sangue total. O uso de sangue inteiro nesta técnica é vantajosa porque permite o ensaio a ser conduzido sem um procedimento de purificação que consomem tempo. Este ensaio pode ser facilmente modificado para acomodar uma variedade de modelos de investigação e de capacidades de laboratório. Por exemplo, Liao et al., Utilizou uma técnica semelhante para demonstrar que a actividade dos neutrófilos OB é aumentada e neutrófilos fagocitose é diminuída após lesão cerebral traumática. ⁸ Num outro exemplo, McFarlin et al. Descrevem uma modificação elegante desta técnica que utiliza aloficocianina (APC ) -conjugated CD66b e de alto desempenho conjunto rotulagem CD45 APC conjugada com a citometria de fluxo baseada em imagem para classificar os granulócitos em termos de suas atividades fagocitose e OB. ^7,9

Nosso grupo de pesquisa tem usado várias adaptações desta technique como um indicador da função imune inata em populações com sobrepeso, obesas, e atléticas por quase 20 anos. ^10,11 O texto abaixo irá fornecer o leitor com instruções passo-a-passo para a realização deste ensaio e destacar as áreas que o leitor possa se ​​adaptar para atender às necessidades de suas pesquisas.

NOTA: Todos os procedimentos de recolha de sangue foram conduzidos de acordo com as diretrizes estabelecidas pela Appalachian State University (ASU) Institutional Review Board (IRB).

Ensaio 1. Preparação

1. Reunir, preparar e organizar os materiais especificados para o procedimento (por favor, consulte a Tabela de materiais específicos / Equipamentos).
   1. Rotular 12 x 75 mm tubos.
      1. Etiqueta de dois tubos para cada participante: um tubo para o ensaio de fagocitose (rotular este tubo com tinta preta e um "F" para isotiocianato de fluoresceína [FITC]) e um tubo para o ensaio de actividade de OB (rotular este tubo com tinta vermelha e um " H "para dihydroethidium [HE]).
         NOTA: O uso de estéreis 12 x 75 mm tubos é recomendado para minimizar a ativação celular indesejada e aumento associado no ruído de fundo.
      2. Rotular três tubos para os controles de análise: um tubo para o ensaio de fagocitose (controlo de FITC: rotular esse tubo com black tinta e um "F"), um tubo para o ensaio de atividade de OB (HE controle: rotular esse tubo com tinta vermelha e um "H"), e um tubo para o controle negativo (Blood apenas: rotular esse tubo com tinta verde e "somente o sangue").
   2. Preparar soluções de reserva, pelo menos, um dia antes do dia do ensaio.
      1. Prepara-se o soro fisiológico tamponado com fosfato estéril (PBS). Diluir 100 ml de 10x PBS com 900 ml de 18,2 mohms H ₂ O. Filtro de esterilizar com um filtro de 0,2 um. Armazenar a 4 ° C até à sua utilização.
      2. Prepare o PBS-glicose estéril. Dissolve-se 1,0 g de glucose em 100 ml de PBS. Filtro de esterilizar com um filtro de 0,2 um. Armazenar a 4 ° C até à sua utilização.
      3. Preparar o tampão de citrato 0,1 M estéril. Dissolve-se 1,2 g de ácido cítrico e 1,1 g de citrato de sódio em 100 ml de 18,2 mohms H ₂ O. Ajustar o pH para 4,0. Filtro de esterilizar com um filtro de 0,2 um. Armazenar a 4 ° C até à sua utilização.
      4. Preparar a solução estoque HE. Resuspend 1,0 mg de HE em 1,0 ml de sulfóxido de dimetilo (DMSO). Misturar suavemente, alíquota, e armazenar a -20 ° C até à sua utilização.
      5. Preparar a solução de estoque marcado com FITC Staphylococcus aureus (S. aureus) (2 x 10 ⁹ partículas / ml). Ressuspender 10 mg de S. marcado com FITC aureus em 1,5 ml (ou quantidade adequada) de PBS. Divide-se em três 500 mL alíquotas e sonicate de acordo com a recomendação do fabricante. Alíquotas e armazenar a -20 ° C até à sua utilização.
      6. Prepare o S. não marcado solução estoque aureus (2 x 10 ⁹ partículas / ml). Ressuspender 100 mg de S. não marcado aureus em 15 ml (ou quantidade adequada) de PBS. Divida em trinta 500 mL alíquotas e sonicate de acordo com a recomendação do fabricante. Alíquotas e armazenar a -20 ° C até à sua utilização.
   3. Preparar soluções de trabalho de fresco no dia do ensaio.
      1. Preparar a solução de trabalho HE. Transferem-se 10 ul desolução estoque descongelado HE para 990 ul de PBS-glicose. Proteger da luz e manter em gelo até à sua utilização.
      2. Prepara-se o S. marcado com FITC Solução de trabalho de aureus (133,333 partículas / ul). Transferir 70 uL de descongelado S. marcado com FITC solução estoque aureus para 980 ul de PBS. Proteger da luz e manter em gelo até à sua utilização.
      3. Prepare o S. não marcado Solução de trabalho de aureus (133,333 partículas / ul). Transferir 70 uL de S. descongeladas não marcado solução estoque aureus para 980 ul de PBS. Proteger da luz e manter em gelo até à sua utilização.
      4. Preparar a solução de têmpera. Adicionar 750 ul de solução de azul de tripano a 0,4% para 11,25 ml de tampão de citrato 0,1 M estéril. Tenha em um banho de gelo-água até à sua utilização.
   4. Tenha um phlebotomist certificada tirar sangue de acordo com as diretrizes da Organização Mundial da Saúde para a retirada de sangue.
      1. Tirar sangue em um 4 ml tubo de colheita de sangue contendo K ₂ EDTA. Dentrotubo de recolha de sangue vert de acordo com as instruções do fabricante. Manter o tubo de recolha de sangue à temperatura ambiente num agitador rotativo de bancada até à sua utilização. Utilize este sangue para o hemograma completo (CBC) com a análise de células brancas do sangue (WBC) diferencial descrito no Passo 1.2.1.
      2. Tirar sangue em tubo de recolha de um 4 ml de sangue contendo heparina de lítio. Inverta tubo de recolha de sangue de acordo com as instruções do fabricante. Mantenha tubo de coleta de sangue à temperatura ambiente num agitador de bancada até o uso. Use este sangue para o ensaio de fagocitose de monócitos e granulócitos e a actividade de OB descrito no Passo 2.
2. Determinar a quantidade de bactérias (por exemplo, S. aureus), que irá ser necessária para completar o ensaio para cada amostra.
   1. Usar um analisador de hematologia para executar um CBC com diferencial WBC análise no sangue, tal como descrito nas instruções do fabricante. Tome nota do número de leucócitos (em células / ml),% de neutrófilos, e%valores de monócitos.
   2. Use as equações abaixo para determinar as contagens de neutrófilos e monócitos para cada amostra.
      Contagem de neutrófilos (em células / mL) =% × Neutrófilos WBC (em células / ml)
      Contagem de monócitos (em células / mL) =% de monócitos × WBC (em células / ml)
   3. Use as equações abaixo para determinar a contagem de fagócitos para cada amostra e o número de fagócitos, em 100 ul de amostra.
      Contagem de fagócitos (no células / mL) = número de neutrófilos (em células / ml) + contagem de monócitos (em células / ml)
      Número de fagócitos em 100 ul = (contagem Fagocitário (em células / ml)) / 10
   4. Utilizar a equação abaixo para determinar o número de bactérias (por exemplo, S. aureus) necessários para cada amostra e a quantidade de S. marcado com FITC aureus ou não marcado S. aureus solução de trabalho (133,333 partículas / ml) que deve ser adicionada a cada tubo.
      NOTA: A bactéria alvo: relação de fagócitos é de 8: 1.
      Número de bactérias necessárias =Número de fagócitos, em 100 ul de 8 ×
      O volume de solução de trabalho com FITC ou não marcada necessária (em ul) = (número de bactérias necessárias) / (133,333 partículas / ul)

2. Execute Assay

1. Prepare sangue total para o ensaio.
   1. Para cada tubo de controlo participante e, utilizar uma pipeta de ponta prolongada de comprimento para transferir 100 ul de sangue inteiro a partir do tubo de recolha de sangue com heparina de lítio para a parte inferior de um tubo adequadamente rotulados de 12 x 75 mm. Substituir caps.
      NOTA: Tenha cuidado para evitar que o sangue nas laterais dos 12 x 75 mm tubos.
   2. Usar uma micropipeta para adicionar 10 ul de solução de HE aos tubos marcados com tinta vermelha e um "H", incluindo o tubo de controlo de HE de trabalho. Substitua as tampas e vortex brevemente.
   3. Incubar todos os tubos em um banho de água a 37 ° C durante 15 min. Em seguida, transferir imediatamente todos os tubos para um banho de gelo-água durante 12 min.
      NOTA: Use um rack de metal abertae agite a cremalheira cada 5 minutos para assegurar que os tubos são rápida e adequadamente aquecida ou refrigerada.
2. Adicionar bactérias (ou seja, S. aureus) para os tubos de amostra e de controlo.
   1. Usar uma micropipeta para adicionar a quantidade adequada (calculado no passo 1.2.4) de S. não marcado Solução de trabalho de aureus aos tubos marcados com tinta vermelha e um "H", incluindo o tubo de controlo de HE. Substitua as tampas e vortex brevemente.
   2. Usar uma micropipeta para adicionar a quantidade adequada (calculado no passo 1.2.4) de S. marcado com FITC Solução de trabalho de aureus aos tubos marcadas com tinta preta e um "M", incluindo o tubo de controlo de FITC. Substitua as tampas e vortex brevemente.
   3. Vortex o "sangue apenas" tubo de controlo, mas não adicionar qualquer um dos tipos de bactérias (por exemplo, S. aureus) para ele.
   4. Incubar todos os tubos em um banho de água a 37 ° C durante 20 min. Use um rack de metal aberta e gentilmente agite o suporte a cada 5 minutospara assegurar que os tubos são de forma rápida e adequadamente aquecida. Após o período de incubação, transferir imediatamente todos os tubos para um banho de gelo-água durante 1 min.
3. Lavam-se as células.
   1. Usar uma pipeta de repetição para adicionar 100 ul de solução de paragem gelada a todos os tubos. Substitua as tampas, vortex brevemente, e depois incubar todos os tubos em gelo durante 1 min.
   2. Usar uma pipeta de repetição para adicionar 1 mL de PBS arrefecido em gelo a todos os tubos. Vortex brevemente, e em seguida, adicione um adicional de 2 ml de PBS gelado para todos os tubos e substituir as tampas. Centrifugar todos os tubos durante 5 min a 4 ° C e 270 xg, e, em seguida, aspirar o sobrenadante.
   3. Repita o passo 2.3.2 uma vez (total de 2 lavagens).
4. Preparar as amostras para citometria de fluxo.
   1. Usar uma pipeta de repetição para adicionar 50 uL de soro fetal de bovino gelada a todos os tubos. Resumidamente vortex todos os tubos.
   2. Transferir todos os tubos para um carrossel apropriado e usar uma estação de trabalho automatizado preparação lise celular com cel vermelhas do sanguel (RBC), que fixa a lise e WBC reagentes para lisar os glóbulos vermelhos e fixar os glóbulos brancos, como descrito nas instruções do fabricante.
   3. Após a lise celular automatizado de execução da estação de trabalho de preparação foi concluída, enrole tubos em papel de alumínio e armazenar em um C geladeira a 4 ° até que a citometria de fluxo análise pode ser realizada.

3. Fluxo de Aquisição Citometria

1. Configuração do sistema de citometria de fluxo.
   1. Aqueça o citometria de fluxo do sistema, conforme o manual de instruções fornecido pelo fabricante. Em seguida, verificar os níveis de reagente e do tanque de resíduos. Se necessário, encher os tanques de reagentes e / ou esvaziar o tanque de resíduos.
   2. Use o recurso "Painel Clean" para executar o sistema de ciclo limpo. Em seguida, executar as fluorosferas de alinhamento e de verificação de fluidos, e assegurar que o coeficiente de meia-pico de variação (HPCV) para cada detector está dentro do intervalo pré-definido descrito no controle de qualidade (QC) protocolos fornecidos pelo fabricanter.
2. Criar aquisição específicos de ensaio e protocolos de configuração do instrumento.
   1. Criar protocolos de aquisição específicas de ensaio para os ensaios de fagocitose e atividade OB.
      NOTA: Os protocolos de aquisição aqui descritos podem ser adaptados para uso em qualquer citómetro de fluxo com um laser azul (488 nm), um filtro (530/30) para FITC, e um filtro (575/26) para HE.
      1. Abra a citometria de fluxo software de aquisição de sistema e criar um "New Protocol".
      2. Escolha o "parâmetro FL1" para o ensaio de fagocitose (FITC) e o "parâmetro FL2" para o ensaio de actividade de OB (HE).
      3. Criar as parcelas (ou seja, dispersão para a frente [FSC] vs. lado de dispersão [SSC] gráfico de pontos, FL1 histograma, FL2 histograma) necessária para a aquisição.
      4. Criar regiões poligonais para o WBC (glóbulos brancos), de granulócitos e monócitos populações sobre a trama SSC FSC vs. e criar regiões lineares sobre os histogramas FL1 e FL2. Definir a & #34; Pare de Contagem "de 50.000 eventos para o portão WBC.
      5. Salvar os protocolos com nomes específicos do ensaio.
   2. Criar uma configuração do instrumento de protocolos específicos do ensaio para os ensaios de fagocitose e a actividade de OB.
      1. Arraste e solte os "protocolos específicos do ensaio de aquisição" (definido no passo 3.2.1) a partir do "Resource Explorer" para a "Aquisição Manager" na citometria de fluxo software de aquisição de sistema.
         NOTA: As informações adicionadas desta forma será sempre aparecem no final da lista de trabalho.
      2. Insira as informações de exemplo para a lista de trabalho, e salvar a lista de trabalho.
      3. Retire os tubos da amostra de controlo a partir do 4 ° C frigorífico e permitir que eles atinjam a temperatura ambiente durante 15 min. Então, vortex brevemente cada tubo de amostra de controlo.
      4. Use os "protocolos de aquisição específico do ensaio" definidos no Passo 3.2.1 para executar a amostra de controlo negativo (ou seja, somente no sangue) e o controlo positivoamostras (isto é, HE controlo, controlo de FITC) através do sistema de citometria de fluxo. Reveja os histogramas e ajustar o tubo fotomultiplicador (PMT) tensões dos canais ficoeritrina (PE) FITC e conforme necessário.
      5. Vortex as amostras de controlo e transferi-los para a citometria de fluxo carrossel sistema de acordo com a ordem na lista de trabalho. Em seguida, coloque o carrossel na câmara de amostragem e clique no botão Citómetro Toolbar "Iniciar" para aquisição de dados para as amostras de controlo. Salve o "xxx Configuração Pro" protocolo de configuração.
3. Adquirir amostras de estudo sobre o sistema de citometria de fluxo.
   1. Retire os tubos da amostra de estudo a 4 ° C frigorífico e deixar equilibrar à temperatura ambiente durante 15 min.
   2. Enquanto as amostras de equilíbrio, arraste os protocolos de aquisição específicos de estudo pré-definidos para o espaço da lista de trabalho para fazer uma lista de trabalho do projeto.
   3. Confirmar que o "protocolo de definição" está ligada à &# 34;. Protocolos de configuração específica de ensaio "definidos no Passo 3.2.2 Em seguida, digite as informações de identificação (por exemplo, nome estudo, desenhar número, número de visita, sujeitos ID) para cada tubo na lista de trabalho.
   4. Após o período de equilíbrio de 15 min, as amostras de estudo de vórtice e transferi-los para a citometria de fluxo carrossel sistema de acordo com a ordem na lista de trabalho. Em seguida, coloque o carrossel na câmara de amostragem e clique no botão Citómetro Toolbar "Iniciar" para adquirir dados para as amostras de estudo.
   5. Rever a qualidade dos dados, inspecionando a eficiência RBC lise e a distribuição subgrupo de células WBC, proporções, contagens absolutas e intensidades de fluorescência no painel relatório de cada amostra.
      NOTA: A qualidade dos dados é considerado aceitável se a todos esses critérios estão dentro de seus limites pré-definidos. Se todos os critérios não forem cumpridos, a amostra deve ser reprocessado.
   6. Limpo e desligar o sistema de citometria de fluxo. Armazenar a citometria de fluxodados sobre dois discos de computador diferentes para evitar a perda acidental de dados.

Análise 4. Dados

1. Realizar a análise fagocitose.
   1. Consolidar todos os arquivos de dados de dados de modo de amostra e lista de controle (LMD) fagocitose (ie, F-identificadas) em uma única pasta. Em seguida, abra a citometria de fluxo de software de análise e arrastar os arquivos para o espaço amostral.
   2. Defina o WBC, granulócitos, monócitos e de linfócitos portões.
      1. Dê um duplo clique no nome do arquivo para abrir qualquer uma das "amostras de controlo FITC". Use os menus suspensos para definir o eixo-x para "FSC" e "linear" e o eixo-y para "SSC" e "linear".
      2. Utilize o "selector portão polígono" para preparar um portão da população WBC total.
         NOTA: Certifique-se de incluir todas as células nas bordas do gráfico. Rotular esta porta "WBC".
      3. Dê um duplo clique sobre o "novo portão WBC" e usar o dropmenus para definir o eixo-x para "FSC" e "linear" e o eixo dos y para "SSC" e "linear".
      4. Utilize o "selector portão polígono" para definir o "Granulócitos gate" e monócitos gate ", e depois usar o" selector portão elíptica "para definir a" Linfócitos gate ". Rotular cada portão em conformidade. Arraste os" dados de porta (%) "off para o lado para que as células são facilmente visualizados.
   3. Defina a "fagocitose portão positivo" e "A fagocitose portão Negativo" para as populações de granulócitos e monócitos.
      1. Dê um duplo clique sobre o "amostra de controlo FITC" utilizado no Passo 4.1.2.1. Em seguida, clique sobre o "portão de granulócitos" e usar os menus drop-down para definir o eixo-x para "FL1" e "Log" eo eixo y para "SSC" e "Linear".
      2. Utilize o "selector portão quadrado" para definir uma "fagocitose gate negativo" e um "fagocitose Positive gate ".
         Observação: Uma vez que as amostras de controlo não recebeu FITC (ou seja, S. aureus) estímulos bacterianas, todas as células devem ser teoricamente fagocitose negativo. Usar discrição ao estabelecer os limites para essas populações.
      3. Repita o passo 4.1.3.1 e 4.1.3.2 Passo para a população de monócitos.
   4. Adicionar estatísticas para a "% de WBC", "a intensidade de fluorescência", e "células positivas% de fagocitose" para as populações de granulócitos e monócitos.
      1. Clique na "amostra de controlo FITC" utilizado no Passo 4.1.2.1. Destaque o "Granulócitos gate" e clique em "Área de trabalho" e "Adicionar Estatística". Realce "Média Geométrica" ​​e "FL1 Log" e clique em "Adicionar". Em seguida, escolheu o "Frequência de Pais" estatística e clique em "Adicionar".
         NOTA: Este vai dar a intensidade de fluorescência (média geométrica) de toda a população de granulócitos ea percentagem de WBC (progenitor) que são granulócitos.
      2. Clique na "amostra de controlo FITC" utilizado no Passo 4.1.2.1. Destaque o "fagocitose portão positivo" da população de granulócitos e clique em "Área de trabalho" e "Adicionar Estatística". Realce "Média Geométrica" ​​e "FL1 Log" e clique em "Adicionar". Em seguida, escolha a opção "Frequência de Pais" estatística e clique em "Adicionar".
         NOTA: Este vai dar a intensidade de fluorescência (média geométrica) dos granulócitos positivos fagocitose e a percentagem de granulócitos (pai) que são fagocitose positivo.
      3. Repita o passo 4.1.4.1 e 4.1.4.2 Passo para a população de monócitos.
      4. Clique na "amostra de controlo FITC" utilizado no Passo 4.1.2.1. Destaque o "Linfócitos gate" e clique em "Área de trabalho" e "Adicionar Estatística". Destaque a "Frequência de Pais" estatística e clique em "Adicionar".
         NOTA: Estevai dar a percentagem de WBC (progenitor) que são linfócitos.
      5. Destaque todas as portas e estatísticas criadas na amostra de controlo FITC utilizada no Passo 4.1.2.1. Arrastá-los para "Todos os Amostras" no painel "Grupo" no topo da tela.
         NOTA: Isto irá aplicar essas configurações para todas as amostras de estudo.
      6. Salve e trabalho nome como um arquivo .wsp na mesma pasta que contém a pasta LMD.
   5. Ajustar portões de amostras individuais.
      1. Clique na "primeira amostra" no conjunto de dados e confirmar que o portão WBC se encaixa adequadamente a distribuição de células na tela. Se isso não acontecer, clique e arraste as bordas do porta ajustar o portão para que a amostra. Clique na "seta para a direita" (ie, "˃") para avançar para a próxima amostra. Repita este passo até que todas as amostras foram revistos.
      2. Clique no "gate WBC" para a primeira amostra no conjunto de dados e confirmar que o "Granulocyte portão "," monócitos gate "e" Linfócitos gate "para cada amostra encaixam adequadamente a distribuição de células na tela. Ajuste conforme necessário. Clique no botão" seta para a direita "(ie," ˃ ") para avançar para a próxima amostra .
      3. Repita o passo 4.1.5.2 até que todas as amostras foram revistos. Em seguida, clique em "Save".
   6. Exibir os dados em um programa de planilha eletrônica.
      1. Clique no ícone "Editor de Tabela" no topo da tela. Clique em "Editar", "Palavras-chave", e "$ DATE" para incluir a data de amostragem na planilha final. Em seguida, clique em "Editar", "Palavras-chave" e "@ SAMPLEID1" para incluir a identificação de amostragem na planilha final. Repita o procedimento para "@ SAMPLEID2", "@ SAMPLEID3" e "@ SAMPLEID4".
      2. Ajuste a tela "Editor de Tabelas" ea tela "amostra" para que ambos possam ser visualizados na tela do computador. Select qualquer "amostra" na folha de amostra. Em seguida, arraste cada estatística de interesse para o "Editor de Tabelas".
         1. Arraste o "Freq. De Pais" estatística listados sob o "portão de granulócitos" para o "Editor de Tabelas". Digite "% WBC como Granulócitos" sob a coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         2. Arraste a estatística "Média Geométrica" ​​listados sob o "portão de granulócitos" para o "Editor de Tabelas". Digite "Média Geométrica de fluorescência, Granulócitos" sob a coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         3. Arraste o "Freq. De Pais" estatística listado sob o "Granulócitos / A fagocitose positiva porta" para o "Editor de Tabelas". Digite "% Fagocitose Granulócitos positivos" na coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         4. Arraste a estatística "Média Geométrica" ​​listados sob o "Granulócitos / A fagocitose positiva gate" para the "Editor de Tabelas". Digite "Média Geométrica de fluorescência, fagocitose Granulócitos positivos" na coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         5. Arraste o "Freq. De Pais" estatística listados sob o "portão de monócitos" para o "Editor de Tabelas". Digite "% WBC como monócitos" sob a coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         6. Arraste a estatística "Média Geométrica" ​​listados sob o "portão de monócitos" para o "Editor de Tabelas". Digite "Média Geométrica de fluorescência, monócitos" sob a coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         7. Arraste o "Freq. De Pais" estatística listado sob o "monócitos / A fagocitose positiva porta" para o "Editor de Tabelas". Digite "% Fagocitose monócitos positivos" na coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
         8. Arraste a estatística "Média Geométrica" ​​listados sob o "monócitos / Phagocytose Positivo porta "para o" Editor de Tabelas ". Digite" Média Geométrica de fluorescência, fagocitose monócitos positivos "no âmbito do" "coluna do" Nome do Editor de Tabelas ".
         9. Arraste o "Freq. De Pais" estatística listado sob o "Linfócitos porta" para o "Editor de Tabelas". Digite "% WBC como linfócitos" sob a coluna "Nome" do "Editor de Tabelas".
      3. Arraste e solte os parâmetros visíveis no "Editor de tabela" até que eles estão dispostos na ordem de preferência.
      4. Clique em "Save". Em seguida, clique em "Criar Mesa" para exibir os dados em um formato de planilha. Clique em "salvar como" para salvar e trabalhar nome como .xlsx arquivo.
2. Repita Passo 4.1 para o ensaio de actividade de OB (ou seja, H-rotulado) amostras e controlar os ficheiros de dados LMD.
   NOTA: Certifique-se de substituir todas as referências a fagocitose com referências a atividade OB.