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Artigo de método

Engenharia tridimensionais tecidos epiteliais incorporado dentro Matriz Extracelular

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DOI:

10.3791/54283

⸱

10 de julho de 2016

 , 
1Chemical and Biological Engineering, Princeton University, 2Molecular Biology, Princeton University

Neste artigo

Resumo

Este manuscrito descreve uma técnica suave baseado em litografia para engenharia matrizes uniformes de tridimensional (3D) de tecidos epiteliais geometria definida rodeados por matriz extracelular. Este método é favorável a uma ampla variedade de tipos de células e contextos experimentais e permite o rastreio de alto rendimento de réplicas idênticas.

Resumo

A arquitetura de órgãos ramificados, como pulmões, rins e glândulas mamárias, surge através do processo de desenvolvimento da morfogênese ramificada, que é regulada por uma variedade de sinais solúveis e físicos no microambiente. Descrito aqui é um método criado para estudar o processo de morfogênese ramificada, formando tecidos epiteliais tridimensionais (3D) projetados de forma e tamanho definidos que estão completamente embutidos em uma matriz extracelular (ECM). Este método permite a formação de matrizes de tecidos idênticos e permite o controle de uma variedade de fatores ambientais, incluindo geometria do tecido, espaçamento e composição da MEC. Este método também pode ser combinado com técnicas amplamente utilizadas, como microscopia de força de tração (TFM), para obter mais informações sobre as interações entre as células e o ECM circundante. O protocolo pode ser usado para investigar uma variedade de processos celulares e teciduais além da morfogênese ramificada, incluindo a invasão do câncer.

Introdução

O desenvolvimento de tecidos epiteliais ramificada, conhecidos como ramificação morfogênese, é regulado por, e fatores ambientais físicas derivadas de células. Na glândula mamária, ramificação morfogênese é um processo iterativo pelo qual guiou a migração de células coletiva cria uma arquitetura de árvore. O primeiro passo é a formação de gemas primário dos canais de leite, seguido pela iniciação e alongamento ramo 1,2. Invasão de filiais no estroma circundante é induzida pela liberação sistêmica de hormônios esteróides na puberdade. Botões novos primários, em seguida, iniciar a partir das extremidades dos ramos existentes, e este processo continua a criar uma árvore epitelial 3. Embora muitos sinais bioquímicos importantes foram identificados, uma compreensão abrangente dos mecanismos celulares biológica que norteiam este processo de desenvolvimento complexo actualmente não existe. Além disso, estudos sobre os mecanismos sobre as influências das pistas específicas são difíceis de desconstruir a partir experimentos in vivo, perturbações e medições espaço-temporais como precisas muitas vezes não são possíveis.

Tridimensionais técnicas de cultura (3D), como a cultura inteira órgão, Organóides primários, e os modelos de cultura de células, são ferramentas úteis para investigar sistematicamente os mecanismos subjacentes morfogênese do tecido 4-6. Estes podem ser particularmente úteis para determinar as influências de factores específicos individualmente, tais como as forças mecânicas e sinais bioquímicos, em uma variedade de comportamentos de células, incluindo migração, proliferação e diferenciação. 6 modelos de cultura de células modificadas geneticamente, em particular, facilmente permitir a perturbação de células individuais e o seu microambiente.

Um tal modelo de cultura utiliza uma abordagem baseada em microfabricação para manipular tecidos epiteliais mamárias modelo 3D com estrutura controlada de modo consistente e reprodutível formam ramos que migram colectivamente quando induzida com o umfactores de crescimento ppropriate. A principal vantagem do modelo é a capacidade de manipular com precisão e medir os efeitos dos factores físicos e bioquímicos, tais como padrões de esforço mecânico, com alta confiança estatística. Esta técnica, em conjunto com a modelagem computacional, já foi usado para determinar as contribuições relativas de sinais físicos e bioquímicos na orientação do desenvolvimento normal dos tecidos epiteliais mamárias e outros epitélios ramificados 7-11. É apresentada aqui um protocolo detalhado para a construção destes tecidos modelo, que pode ser facilmente alargada a outros tipos de células e matriz extracelular (ECM) géis, e que serve como uma potencial ferramenta para o teste de agentes terapêuticos.

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Protocolo

1. Preparação de Soluções

  1. Para preparar uma solução a 5 mg / ml de insulina, dilui-se a base de insulina em pó com ácido clorídrico a 5 mM (HCl) em dH 2 O (500 mg de insulina em 100 ml de solvente). Preparação de 100 ml de solvente por adição de 50 ul de HCl concentrado a 100 ml de água destilada (dH2O).
  2. Para fazer uma solução de PBS 1x, dilui-se a solução de reserva 10x de solução salina tamponada com fosfato (PBS) para 1x com dH2O sob condições estéreis.
  3. Prepara-se o (PDMS) elastómero solução de polidimetilsiloxano como segue: misturar a pré-polímero de PDMS, juntamente com o agente de cura numa proporção de 10:: 1 (w w).
  4. Prepara-se o meio de cultura celular como se segue: a 500 ml de estoque de Dulbecco Modified Eagle Médium: Mistura Nutriente F-12 (DMEM / F-12), adicionam-se 10 ml de soro fetal de bovino estéril (FBS), 500 ul de reagente de gentamicina, e 500 uL de 5 mg / ml de insulina.
  5. Para preparar a albumina de soro bovino 1% (BSA) em solução de PBS 1x, adicionar 1% (w: V) solução de pó de BSA para 1x PBS e misture bem.
  6. Para preparar uma solução de 4 mg / ml de bovino tipo neutralizada I colágeno, adicionar 50 ul de 10 x solução salina equilibrada de Hank (HBSS) de tampão, 30 ul de 0,1 N de hidróxido de sódio (NaOH), meio de cultura celular de 30 ul e 400 ul de colagénio estoque para um tubo de microcentrífuga de 1.5 ml fresco. Misture devagar pipetando cima e para baixo; evitar a introdução de bolhas. Para remover quaisquer bolhas, Centrifugar brevemente a mistura a 4 ° C.
  7. Prepara-se uma solução fixadora por diluição de 16% de paraformaldeído a 1: 4 (v: v) em PBS 1x.
  8. Prepara-se uma solução de etiquetagem núcleos por diluição da solução núcleos banco de rotulagem 1: 1000 (v: v) em PBS 1x.
  9. Prepara-se uma solução salina tamponada com fosfato 0,3% e solução de detergente (PBST) através da mistura de 1x PBS com 0,3% (v: v) de detergente.
  10. Preparar o tampão de bloqueio por diluição de soro de cabra a 01:10 (v: v) em 0,3% de PBST.
  11. Prepara-se uma solução de anticorpo primário para uma determinada proteína de interesse por diluição priMaria anticorpo (por exemplo, de coelho anti-quinase de adesão focal (FAK)) 1: 200 (v: v) em tampão de bloqueio.
  12. Prepara-se uma solução de anticorpo secundário diluindo um anticorpo conjugado sonda-fluorescente (por exemplo, anticorpo de cabra anti-coelho) 1: 1000 (v: v) em tampão de bloqueio.

2. Preparação de elastoméricos selos para micropatterning 3D

Nota: selos elastoméricos são feitos com PDMS.

  1. Adicione uma solução de PDMS na mesma proporção que a descrita no passo 1.3 e homogeneiza-se. Coloque a mistura em uma câmara de vácuo durante 15-30 min para remover quaisquer bolhas de ar que foram introduzidas durante o processo de mistura.
  2. Despeje a solução desgaseificado em um plástico pesam barco ou placa de Petri contendo um mestre de silício que é lithographically modelada com características de geometria desejada. Para melhores resultados, curar o PDMS solução a 60 ° C durante ~ 12 horas.
    Nota: Os mestres de silício são altamente personalizável; este protocolo utiliza estruturas retangulares, com dimensões de 50um x 200 um x 50 um espaçadas 200 um aparte. Os mestres de silício pode ser feita usando técnicas de fotolitografia padrão. Resumidamente, um foto-resistente é à base de epoxi-girar revestida em cima de uma pastilha de silício. Uma máscara que detalha as características desejadas selo é colocado no topo da pastilha revestida-foto-resistente, que é então exposta à luz UV. As características desejadas não bloqueados pela máscara são expostos à luz e o fotorresistente nesses locais se torna reticulado, enquanto que o restante do revestimento foto-resistente é solúvel e pode ser lavado.
  3. Depois de o PDMS tem curado em torno das características desejadas no mestre de silício, remover o PDMS e mestre a partir do recipiente plástico. Cuidadosamente separar o PDMS da bolacha de silício e remover o excesso de PDMS em torno das características impressas utilizando uma lâmina de barbear limpo.
  4. Agora corte os PDMS estampados com características impresso no interior selos retangulares individuais (~ 8 mm x 5 mm) com uma lâmina de barbear. Armazená-los longa-side-up em um cleum de 100 mm de diâmetro placa de Petri.
  5. Além disso, utilizar a solução PDMS descrito no passo 1.3 para fazer suportes para os carimbos rectangulares.
  6. Utilizando um revestidor de rotação, espalhar ~ 2-3 g da solução de PDMS uniformemente em um de 100 mm de diâmetro, uma placa de Petri e curar o PDMS durante ~ 12 h a 60 ° C como no passo 2.1. Em seguida, utilizando uma lâmina de barbear, cortar a fina camada de PDMS em rectângulos (aproximadamente 5 mm x 2 mm).
    Nota: Dois suportes são necessários para cada selo PDMS feita no passo 2.3. Os suportes podem ser armazenados nos 100 mm de diâmetro numa caixa de Petri que contém os carimbos de PDMS.
  7. Antes de os carimbos de PDMS e suportes podem ser usados ​​para a cultura de células, esterilizar por imersão em etanol a 70% e seca utilizando um aspirador num armário de segurança biológica (cultura de células capa).

3. Preparação de tecidos epiteliais 3D

  1. Em uma cabine de segurança biológica, adicionar uma gota de cerca de 50 ul de BSA a 1% em PBS para o início de cada selo. Coloque a gota coberto carimbos, a 4 ° C durante um minimamã de 4 h para assegurar que a BSA é adsorvido à superfície do selo.
  2. Aspirar solução de BSA a partir de os carimbos de PDMS.
  3. Lavam-se as superfícies dos selos duas vezes com meio de cultura de células (50 uL por lavagem por selo deve ser suficiente), a aspiração após cada lavagem.
  4. Lidar com os selos e os suportes PDMS esterilizados utilizando pinças de aço inoxidável curvas. Em uma cabine de segurança biológica, colocar para fora um de 35 mm de diâmetro prato de cultura de tecidos para cada PDMS selo. Em cada prato, deitou-se dois PDMS suportes separados por uma distância ligeiramente menor que o comprimento dos selos PDMS.
  5. Usando as pinças, esterilizar como muitas lamelas de vidro circulares (15 mm de diâmetro, # 1) como existem PDMS selos usando 70% de etanol. Aspirar o líquido em excesso as lamelas, mantendo-os com a pinça. Armazenar as lamelas foram lavadas em uma de 100 mm de diâmetro Petri prato separado.
  6. Dispensar ~ 50 ul da mistura de colagénio para revestir uniformemente a superfície de cada carimbo de PDMS.
  7. Pegarcada PDMS revestidos com colagénio carimbar com a pinça e inverter cuidadosamente eles. Diminuir os selos invertidas no topo do PDMS suporta estabelecidas em cultura de tecidos de 35 mm de diâmetro abaulado de modo a que o colagénio é entre o selo e o fundo do prato de cultura de tecidos. Incubar os pratos a 37 ° C durante 30 min.
  8. Dispensar ~ 50 ul da mistura de colagénio restante em cada uma das lamelas circulares (mais tarde, estes irão ser colocados no topo dos tecidos modificados para encapsular completamente los em colagénio) e incubar a 37 ° C durante 30 min.
  9. Obter uma placa de cultura de tecidos de 100 mm de diâmetro contendo células epiteliais (ex. EpH4 rato células epiteliais mamárias) em ~ 40% de confluência. Aspirar o meio de cultura de células e lava-se uma vez com 10 ml de PBS 1X. Adicionar 2 ml de tripsina às células e incuba-se a 37 ° C durante 5-10 min.
  10. Adicionar 8 mL de meio de cultura fresco para a placa de cultura de tecido contendo células tratadas com tripsina, separando as células aderentes remanescentes do prato. Misturar suavemente por pipetagem e mover-se a mistura de células para um tubo cónico de 15 ml e centrifugar a 100 x g durante 5 min.
  11. Aspirar o sobrenadante do tubo cónico e ressuspender o sedimento de células em meio de cultura celular. Usando um hemocitómetro, contagem de células para determinar a concentração da suspensão. Ajustar o volume de suspensão para se obter uma concentração final de 10 ~ 6 -10 7 culas / ml.
  12. Retirar as amostras de colagénio gelificadas da incubadora. Usando a pinça, levante suavemente os selos PDMS em linha reta para cima para destacá-las do colágeno moldado e descartá-las.
  13. Dispensar ~ 30 ul da suspensão de células concentrada sobre a superfície de cada gel de colagénio contendo cavidades moldadas, de geometria desejada. Observar as células em um microscópio de campo claro com uma objectiva 10X / 0,25 NA, enquanto agitando o lado pratos a lado para promover a célula de se estabelecer dentro das cavidades. As cavidades deve ser preenchido dentro de ~ 5 min.
  14. para retirar excesso de células a partir de em torno das cavidades, inclinar cada prato de cultura de tecido no seu lado e suavemente dispensar ~ 400 ul de meio de cultura de células sobre a superfície do gel de colagénio. Aspirar o líquido e repita a lavagem mais 1-2 vezes, verificando os géis de colágeno sob o microscópio entre cada lavagem.
  15. Após as células em excesso foram apuradas a partir de em torno das cavidades cheias de células no colagénio molde, colocar as placas de cultura de tecido para dentro de uma incubadora de cultura de células a 37 ° C durante 15 min. Em seguida, utilizando a pinça, inverter cuidadosamente as lamelas revestidas com colagénio de classe e colocá-las em cima dos moldes de colagénio cheias de células de modo a que o colagénio de as lamelas forma uma capa sobre as cavidades cheias de células. Incubar as amostras a 37 ° C durante 15 min.
  16. Uma vez que as tampas de colagénio aderiram ao molde de colagénio cheias de células, dispensar ~ 2-2,5 ml de meio de cultura de células lentamente através da lamela de vidro na parte superior dos géis. Cultura das amostras a 37 ° C durante 1-3 dias.
    Nota:24 horas após a sementeira inicial, os tecidos epiteliais podem ser tratadas com factores de crescimento tais como o factor de crescimento epidérmico (EGF), ou factor de crescimento de hepatócitos (HGF) para induzir a ramificação.

4. Imunofluorescência e Análise de Imagem

  1. Aspirar o meio de cultura de células a partir das placas de cultura de tecidos e adicionar a solução fixadora suficiente para cobrir os géis contendo as células. Incubar os pratos à temperatura ambiente durante 15 min num agitador a 200 rpm.
  2. Aspirar o fixador, encher os pratos de cultura de tecidos com 1 x PBS, e incubar à temperatura ambiente durante 15 min num agitador a 200 rpm. Repita duas vezes para três lavagens totais.
  3. Para rotular núcleos: Aspirar o PBS da placa de cultura de tecidos e substitua com uma solução de Hoechst. Incubar à temperatura ambiente durante 15-20 min. Para manchar para FAK ou outro marcador que é detectável com os anticorpos, avance para o Passo 4.5.
  4. Aspirar a solução de marcação nuclear e lava-se a g contendo as célulasels três vezes com 1x PBS como no passo 4.2. amostras coradas pode ser armazenado em 1x PBS a 4 ° C até uso posterior.
  5. Para corar para uma proteína de interesse: Aspirar o PBS a partir das placas de cultura de tecidos, adicionar 300 uL de 0,3% de PBST, e incuba-se a amostra à temperatura ambiente durante 15 min.
  6. Aspirar o PBS, cobrir os géis com tampão de bloqueio, e incuba-se num agitador (200 rpm) à temperatura ambiente durante ~ 4 horas.
  7. Aspirar o tampão de bloqueio, cobrir os géis com solução de anticorpo primário, e incuba-se num agitador a 200 rpm durante a noite a 4 ° C.
  8. Aspirar a solução de anticorpo primário, adicionar solução de PBST 0,3%, e incuba-se num agitador a 200 rpm à temperatura ambiente durante 30 min. Aspirar o PBST e repetir a cada 30 minutos para 3-4 hr.
  9. Repita os passos 4.7 e 4.8, este tempo de incubação com a solução de anticorpo secundário. Enrole as placas de cultura de tecido com papel alumínio para evitar a fotodegradação do anticorpo secundário. Após a finaL lavagem, as amostras coradas pode ser armazenado em 1x PBS a 4 ° C até uso posterior.
  10. Para visualizar amostras, usar um 10X / 0,30 NA objectivo focado no plano médio dos tecidos epiteliais.
  11. Para visualizar núcleos celulares, amostras de imagem fixa marcadas com um marcador nuclear usando um 10x / 0,30 NA objetivo sob iluminação UV.
  12. Para visualizar amostras coradas para uma proteína de interesse, utilizando uma imagem de NA objectiva 10X / 0,30 em um microscópio de fluorescência invertido.
  13. Para criar mapas de coloração das proteínas de tecidos múltiplos (normalmente 50 ou mais) de geometria inicial idêntica frequência, primeira importação cada uma das imagens usando o software de análise de imagem padrão (veja Materiais) e convertê-los para 8 bits em tons de cinza.
  14. Para limiar essas imagens, convertê-los para binário (ie, reticulação / preto e branco) através da definição de um ponto de corte em tons de cinza; valores em escala de cinza abaixo do limiar de se tornar preto, e aqueles acima do limiar de se tornar branco. Em seguida, combinarcada uma das imagens binárias individuais numa pilha única imagem.
  15. Em seguida, registrar as imagens empilhados (ou seja, alinhar ou combiná-los) no software de análise. Muitos pacotes de software de análise de imagem vem com um plug-in de inscrição disponível gratuitamente.
    1. Usar cada imagem em uma pilha como um modelo para o alinhamento da imagem seguinte, de tal modo que as imagens em toda a pilha estão alinhadas por propagação. Finalmente, overlay (projeto) as imagens da pilha de imagens alinhadas com base na intensidade média para formar uma única imagem com um mapa frequência pixel. Essa imagem pode ser codificados por cores usando o software de edição de imagem de escolha 10,11.

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Resultados

Esquemática geral de microfabricação tecido epitelial mamário

Um esquema geral do processo de microfabricação descrição do fluxo de trabalho experimental é mostrado na Figura 1. O resultado final é uma série de tecidos epiteliais de geometria e espaçamento idênticos que estão completamente encaixadas dentro de um gel de ECM. Uma experiência representativa utiliza rato EpH4 células epiteliais mamarias cultivadas num gel de col...

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Discussão

O protocolo descrito acima descreve um método para produzir tecidos epiteliais idênticos de forma pré-definida, permitindo o controle espacial do estresse mecânico experimentado pelas células no tecido. Um molde elastomérico é usado para criar cavidades no colágeno tipo I que são então preenchidas com células epiteliais e cobertas com uma camada adicional de colágeno, de modo que as células sejam completamente encapsuladas em um ambiente de matriz de colágeno 3D. A cultura adicional desses tecidos e o tratamento com fato...

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Divulgações

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado em parte por doações do NIH (HL118532, HL120142, CA187692), o Packard Fundação David & Lucile, a Camille & Dreyfus Fundação Henry, eo Burroughs Bem-vindo Fundo. ASP foi apoiado em parte por um Charlotte Elizabeth Procter honorífico Fellowship.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Polidimetilsiloxano (PDMS)Ellsworth AdhesivesSylgard 184
PDMS agente de curaEllsworth AdhesivesSylgard 184
mestre de silício com padrão litográficode fabricação própriaN/A
Barco de pesagem de plásticoFisher Scientific08-732-115
Placas de Petri de 100 mm de diâmetroBioExpressD-2550-2
Álcool Etílico 200 ProvaPharmco-Aaper111000200Faça uma solução de EtOH a 70% (v:v) misturando com lâmina de barbear dH2O
Safety Razor620179
1:1 Dulbecco' s Águia Modificada' s Médio: Presunto' s Mistura de Nutrientes F12 (DMEM/F12) (1:1)HycloneSH30023FS
Fetal Soro Bovino (FBS)Atlanta BiologicalsS11150H
10x Hank' s solução salina balanceada (HBSS)Life Technologies14185-052
InsulinaSigma AldrichI6634-500MG
GentamicinaLife Technologies15750-060
10x Solução salina tamponada com fosfato (PBS)Fisher ScientificBP399-500
Hidróxido de sódio (NaOH)Sigma Aldrich221465-500G
Bovino colágeno tipo I (não pepsinizado)KokenIAC-50
Albumina de soro bovino (BSA)Sigma AldrichA-7906
Pinças curvas de aço inoxidávelDumont7
placas de cultura de tecidos de 35 mm de diâmetroBioExpressT-2881-6
tubos cônicos de 15 mlBioExpressC-3394-2
1,5 ml Eppendorf Tubo de Trava de CofreUSA Scientific1615-5500
Lamínulas de vidro #1 circulares, 15 mm de diâmetroBellco Glass Inc.Pedido
0,05% 1x Tripsina-EDTALife Technologies25300-054
ParaformaldeídoVWR100503-916
Triton X-100Perkin ElmerN9300260Detergente
HGFSigma AldrichH 9661Ressuspenso em dH2O a 50 mg/ml
Anticorpo FAK de coelho anti-ratoVida útil TecnologiasAMO0672
Cabra anti-coelho Alexa 488 anticorpoLife TechnologiesA-11034
Adobe PhotoshopAdobeN/AUsado para mapas de frequência de pixel de codificação de cores.
FIJI (ImageJ)NIHN/ASoftware de análise de imagem gratuito usado para limitar, registrar e sobrepor imagens para criar um mapa de frequência de pixels. O plugin StackReg foi usado para registrar imagens binárias.
American especial

Referências

  1. Affolter, M., et al. Tube or not tube: remodeling epithelial tissues by branching morphogenesis. Dev Cell. 4 (1), 11-18 (2003).
  2. Zhu, W., Nelson, C. M. PI3K signaling in the regulation of branching morphogenesis. Biosystems. 109 (3), 403-411 (2012).
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  4. Fata, J. E., et al. The MAPK(ERK-1,2) pathway integrates distinct and antagonistic signals from TGFalpha and FGF7 in morphogenesis of mouse mammary epithelium. Dev Biol. 306 (1), 193-207 (2007).
  5. Ip, M. M., Darcy, K. M. Three-dimensional mammary primary culture model systems. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 1 (1), 91-110 (1996).
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  8. Gjorevski, N., Nelson, C. M. Endogenous patterns of mechanical stress are required for branching morphogenesis. Integr Biol (Camb). 2 (9), 424-434 (2010).
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  10. Gjorevski, N., Piotrowski, A. S., Varner, V. D., Nelson, C. M. Dynamic tensile forces drive collective cell migration through three-dimensional extracellular matrices. Sci Rep. 5, 11458(2015).
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  12. Barcellos-Hoff, M. H., Aggeler, J., Ram, T. G., Bissell, M. J. Functional differentiation and alveolar morphogenesis of primary mammary cultures on reconstituted basement membrane. Development. 105 (2), 223-235 (1989).
  13. Hirai, Y., et al. Epimorphin functions as a key morphoregulator for mammary epithelial cells. J Cell Biol. 140 (1), 159-169 (1998).
  14. Pavlovich, A. L., Manivannan, S., Nelson, C. M. Adipose stroma induces branching morphogenesis of engineered epithelial tubules. Tissue Eng Part A. 16 (12), 3719-3726 (2010).

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Reimpressões e permissões

Etiquetas

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