A fim de compreender a patofisiologia de acidente vascular cerebral, é importante o uso de modelos fiáveis. Este documento descreve um dos modelos de AVC mais utilizados em camundongos, denominado o meio modelo de oclusão da artéria cerebral (MCAo) (também denominado o filamento intraluminal ou modelo de sutura) com a reperfusão.
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Artigo de método
Abordagem cirúrgica para oclusão da artéria cerebral média e reperfusão induzida por acidente vascular cerebral em ratos
Neste artigo
Resumo
Resumo
Acidente vascular cerebral é a principal causa de morte em todo o mundo e continua a ser uma das principais causas de deficiência adultos longo prazo. Cerca de 87% dos acidentes vasculares cerebrais são isquêmicos na origem e ocorrem no território da artéria cerebral média (MCA). Actualmente a única Food and Drug Administration (FDA) aprovou o medicamento para o tratamento desta doença devastadora é o activador do plasminogénio tissular (tPA). No entanto, o tPA tem uma pequena janela terapêutica para a administração (3-6 h), e só é eficaz em 4% dos pacientes que recebem efectivamente ele. A investigação actual centra-se na compreensão da fisiopatologia de acidente vascular cerebral, a fim de encontrar potenciais alvos terapêuticos. Assim, modelos fiáveis são cruciais, e o modelo de oclusão MCA (MCAo) (também denominado o modelo de filamento ou fio de sutura intraluminal) é considerado como sendo o modelo cirúrgico mais clinicamente relevante de acidente vascular cerebral isquémico e é relativamente não invasivo e facilmente reprodutível. Tipicamente, o modelo é utilizado MCAo com roedores, especialmente ratinhos com devidasa todas as variações genéticas disponíveis para esta espécie. Aqui nós descrevemos (e presente no vídeo) como executar com sucesso o modelo MCAo (com reperfusão) em ratinhos para gerar dados confiáveis e reprodutíveis.
Introdução
O AVC é a quinta maior causa de morte no mundo, com uma pessoa morrer da doença a cada 4 minutos. Mais de 800.000 americanos sofrem um AVC a cada ano, o que não só é devastador para o paciente, mas também para as suas famílias. O AVC é a principal causa de incapacidade em adultos ea despesa anual é estimada para ser da ordem de 36500000000 $ 1 apesar de muito poucas opções de tratamento que estão disponíveis.
ativador do plasminogênio tecidual (tPA) é o único Food and Drug Administration (FDA) licenciado droga para acidente vascular cerebral isquêmico. No entanto, isso só é eficaz se administrada a pacientes dentro de 3-6 horas desde o início do acidente vascular cerebral, e, nestes casos, ele beneficia apenas 4% dos pacientes 2. Portanto, é imperativo que reprodutíveis, modelos animais clinicamente relevantes de acidente vascular cerebral são utilizadas para auxiliar no desenvolvimento de estratégias terapêuticas potenciais e tratamentos para esta doença. É importante notar que, in vitro modelos, enquanto útil para modelar certos aspectos da disfunção cerebral, não são capazes de recapitular as interacções complexas fisiológicas que ocorrem no cérebro e periferia na sequência de um acidente vascular cerebral. Consequentemente, modelos in vivo são essenciais.
O tipo mais comum de acidente vascular cerebral é origem isquêmica, sendo responsável por 87% dos acidentes vasculares cerebrais totais. Outros acidentes vasculares cerebrais são a hemorragia intracerebral (9%) e hemorragia subaracnóide (4%), e são causadas mais frequentemente por uma embolia para a artéria cerebral média (MCA). Isto é atribuível à curva proeminente na raiz da MCA, o que faz com que o fluxo sanguíneo laminar entrar no cérebro a tornar-se interrompida. O MCA surge da artéria carótida interna (ACI) e rotas ao longo do sulco lateral, onde se ramifica e projetos para os gânglios basais e as superfícies laterais do frontal, parietal e lobos temporais, incluindo o motor primário e córtex sensorial. O Círculo de Willis é criado por artérias cerebrais posteriores sendoligado às artérias cerebrais e as artérias comunicante posterior.
O modelo de filamento ou fio de sutura intraluminal de MCAo é um dos mais amplamente utilizado em pesquisa acidente vascular cerebral. No entanto, há um par de diferentes variações a este modelo, e estes são com base em se a filamentos é inserido na artéria carótida externa (ECA, o denominado método de Longa) 3, ou se for inserida na ICA (denominado a Koizumi método) 4. No método de Koizumi, a artéria carótida comum (ACC) no lado da cirurgia deve ser permanentemente presos se o filamento é removido para impedir o sangramento da incisão no CCA, enquanto no método de Longa é o CEA que tem de ser permanentemente presos 5 . Aqui, o método de Longa será usado como nós sentimos que este é um muito superior e um modelo cirúrgico clinicamente mais relevante do acidente vascular cerebral isquêmico. Além disso, a utilização de um monofilamento com ponta de silicone, especialmente com o método de Longa, produz muitoreprodutível MCAo em oposição aos monofilamentos embotados-chama, que frequentemente produzem oclusão incompleta e / ou hemorragia subaracnóide 6.
O método filamento intraluminal pode ser utilizado como um modelo de 4,6 oclusão permanente ou transitória. Para executar o modelo transiente, o filamento é removido após um período de isquémia (por exemplo, 30 min, 60 min, ou 2 horas), e reperfusão é permitido que aconteça. Este modelo, em certa medida, simula o restabelecimento do fluxo sanguíneo após a intervenção espontânea ou terapêutico (por exemplo, a administração de tPA) para lisar um coágulo tromboembólico em humanos. Para o modelo de permanente, o filamento é simplesmente deixada no local por um período de tempo (por exemplo, 24 horas), de modo que não ocorre reperfusão. Outra vantagem do método de filamento intraluminal é o facto de uma craniotomia não necessita de ser executada, permitindo que o crânio para ser deixado intacto e evitando qualquer alteração na pressão intracraniana e da temperatura.
Neste vídeo demonstramos como realizar o método de filamento intraluminal Longa para induzir MCAo e reperfusão. Também mostramos como realizar a pontuação neurológica de 18 pontos e determinar o volume de infarto usando cloreto de 2,3,5-triphenyltetrazalium coloração (TTC).
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Protocolo
Este protocolo e os experimentos relatados no vídeo foram aprovados pela Comissão de LSUHSC-S Institutional Animal Care e Use e estão em conformidade com as diretrizes do NIH.
NOTA: ratos machos C57BL / 6 ratos pesando 25-29 g foram utilizados neste estudo. Os ratos foram mantidos com uma dieta padrão de comida pellet com livre acesso à água, sob um 12 hr ciclo claro / escuro em gaiolas ventiladas individualmente. O processo será realizado sob condições estéreis, utilizando técnicas de estéril (por exemplo, luvas estéreis, os instrumentos esterilizados).
Preparativos 1. Pré-cirúrgicos
- Induzir a anestesia utilizando uma combinação de cetamina (150 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg) por via intraperitoneal (ip). Monitorizar a profundidade de anestesia por pitada pé inicialmente a cada 3-5 minutos e a cada 10 min uma vez que a anestesia é alcançado. Enquanto o animal está sob anestesia, administrar uma pomada ocular estéril para evitar a secura. A dose inicial de cetamina / xilazina geralmente dura aba 30-40 minutos. Uma dose adicional possa ser administrada, se necessário, o que é verificado pela resposta do animal a uma pitada pé.
- Coloque os ratos em decúbito dorsal em uma esteira de calor temperatura regulada e manter a temperatura corporal a 36,5 ± 0,1 ° C, o que é verificado através de uma sonda retal.
- Raspar o pescoço e desinfectar a pele com álcool etílico a 70%.
2. A oclusão da MCA (Figura 1)
- Faça uma incisão na linha média do pescoço usando Iris tesoura reta e retrair (com afastadores) os tecidos moles para expor os vasos.
- Dissecar o CCA ea ECA do tecido circundante usando uma pinça Dumont sem danificar o nervo vago.
- Faça uma sutura temporária por amarrar um nó frouxo em torno do CCA usando seda 6-0.
- Faça uma sutura permanente em torno do TCE e as embarcações mais pequenas que se estendem a partir dele por força ligadura dos vasos (distais à bifurcação da CCA).
- Fazer um aro de suturaund proximal ECA à bifurcação CCA.
- Coloque um clipe de microvasos em torno da artéria carótida interna (ICA) e da artéria pterigopalatina (PPA).
- Fazer uma pequena incisão na ECA utilizando micro dissecando tesoura primavera e inserir um monofilamento com ponta de silício de 180 mm. Fazer o corte o mais próximo da sutura permanente quanto possível para uma manipulação mais fácil do filamento.
- Apertar a sutura temporário em torno da ECA com o filamento inserido e remover o clipe de microvasos.
- Corte o ECA entre a sutura permanente, distal e o ponto de entrada do filamento utilizando micro dissecando tesoura primavera.
- Orientar o filamento através do ICA até sentir resistência (aprox. 9 - 10 mm para além da bifurcação da CCA) na ACM.
NOTA: No caso de muita resistência é sentida enquanto a maioria do filamento é ainda visível, o filamento pode ter entrado no PPA. Se isso acontecer, puxe o fio de volta para a bifurcação, delicadamente push em frente para os ICA usando uma pinça Dumont, e fazer avançar o filamento até que possa ser visualizado na ICA.
3. A reperfusão
- Depois de um período de oclusão de 30 minutos, remover o filamento puxando-o suavemente para trás usando fórceps Dumont e seguro o fio de sutura em volta da extremidade aberta do TCE.
- Retirar a sutura temporário em torno da CCA, soltando cuidadosamente a ligadura usando Dumont fórceps e fluxo sanguíneo é retomado através do CCA.
- Fechar a incisão com uma sutura cirúrgica contínua. Encerramento da pele pode ser conseguida, quer por suturas contínuas ou interrompidas. grampos de pele são também um método aceitável.
- Injetar ratos com 1 ml de subcutaneamente solução salina como reposição de volume e com os carprofeno analgésicos (5 mg / Kg, sc) para alívio da dor e desconforto do procedimento cirúrgico, sinais que indicam o alívio da dor adicional é necessária incluem corcunda, casaco ungroomed, diminuição da actividade, anormalpostura e diminuição do apetite.
- Observar ratinhos toda a recuperação da anestesia numa gaiola 30 ° C aquecida utilizando uma lâmpada de aquecimento regulada usando um controlador de temperatura e colocar Chow triturada numa placa de Petri sobre o chão da gaiola para encorajar a alimentação. Os ratos serão alojados um por gaiola durante o período de reperfusão.
4. Cirurgia Sham
- ratos sujeitos ao mesmo procedimento sem a inserção de monofilamento.
5. pós-operatórias neurológicos Scores (Tabela 1; Figura 2)
- Neurologicamente avaliar ratos após o período de reperfusão adequado utilizando um sistema de pontuação de 18 pontos avaliando-Geral; Motor; Sensorial; Propriocepção. A pontuação neurológica maior corresponde à diminuição da função neurológica.
NOTA: Os ratos que são julgados insensível e incapaz de andar serão sacrificados. Outros critérios para a eutanásia humanizado incluirá uma perda de peso superior a 20%, di respiratóriastress, e infecção ao redor da área cirúrgica. Uma câmara de CO 2 vai ser utilizado para a eutanásia e o método físico para confirmar a morte será deslocamento cervical ou toracotomia.
6. Medição do volume do enfarte cerebral (Figura 3)
- Induzir a anestesia utilizando uma combinação de cetamina (150 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg) injectado IP Monitor profundidade de anestesia por pitada pé inicialmente a cada 3-5 minutos e a cada 10 min uma vez que a anestesia é alcançado.
- Coloque os ratos em decúbito dorsal e cortar a pele do abdômen ao pescoço seguida do peritônio usando iris tesoura reta.
- Levante-se o esterno usando uma pinça Dumont e cortar as costelas para expor o coração.
- Abra o esquerdo e o lado direito do peito usando dois pares de pinças hemostáticas, expor o coração.
- Inserir uma agulha de 26 G ligada a uma seringa de 5 ml para o ventrículo esquerdo e cortar o átrio direito. Perfundir com temperatura ambiente soro fisiológico ou fosfate solução salina tamponada (PBS) até que o líquido torna-se clara (normalmente 3-5 minutos).
- Remover cuidadosamente o crânio longe do cérebro utilizando íris tesouras e pinças Dumont rectas.
- Cortar os bulbos olfativos e do cerebelo usando uma lâmina de barbear para que o cérebro vai caber na matriz. Use esta matriz para cortar o cérebro em até segmentos. Relaxar a matriz antes do uso para manter o tecido fresco. Coloque o cérebro na matriz e defini-lo no gelo.
- Cortar o cérebro em segmentos coronais 2 mm utilizando duas lâminas de barbear. Faça o primeiro corte utilizando uma lâmina de barbear começando 2 mm a partir do topo e deixar esta lâmina de barbear no lugar. Fazer mais 2 mm corte atrás da primeira. Remover a primeira lâmina de barbear com o tecido ligado. Repita este processo até que todo o tecido foi cortado.
NOTA: Não deve haver 4 - 5 segmentos quando terminar. - Colocar os segmentos em placa de 24 poços contendo 2% de cloreto de 2,3,5-triphenyltetrazalium (TTC), a qual é então colocada num banho de água superficial umt 37 ° C durante 20 min. Colocar cada segmento em um poço individual ajuda a mantê-los na ordem em que foram cortadas. Assegure-se que a solução de TTC cobre completamente os segmentos de tecido. Após 10 min transformar todas as fatias mais.
- Colocar uma pequena quantidade de formalina a 10% para os poços de uma nova placa de 24 poços e transferir os segmentos a esta placa na ordem em que foram cortadas.
- Digitalizar os segmentos para o computador e analisar o tamanho do enfarte em percentagem de toda a fatia de cérebro 6 usando software de análise de ImageJ (NIH Imagem 1,57 Software) 6.
- Delinear a área infartada para gerar uma medição da área. Em seguida medir todo o hemisfério contralateral para determinar a área. Dividir a área de enfarte pela área do hemisfério contralateral e multiplicar por 100 para determinar o volume do enfarte.
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Resultados
Os ratinhos foram submetidos a 30 min de isquemia cerebral induzida por MCAo (Figura 1), seguido por um período de reperfusão (24 horas e 1 semana são apresentados aqui, mas o comprimento da reperfusão pode ser variada). A mortalidade durante MCAo foi mínimo (aproximadamente 2%). Pós isquemia, a taxa de mortalidade (nas primeiras 24 horas) foi de cerca de 26%.
Laser Doppler fluxometria foi usada para confirmar...
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Discussão
Desde a sua concepção, há 20 anos, o modelo de acidente vascular cerebral humano MCAo envolvendo a inserção de um filamento foi usado em um grande número de estudos. Isto é principalmente devido ao fato de que ela imita o que acontece clinicamente sob a forma mais comum de acidente vascular cerebral (isto é, acidente vascular cerebral isquémico). O corpo estriado é mais sensível do que a isquemia cerebral, o córtex, e, como tal, o comprimento de tempo de isquemia vai traduzir-se em se tanto o corpo estriado e o...
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Divulgações
Os autores não têm nada a divulgar.
Agradecimentos
Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Saúde, pelo Instituto Nacional do Coração, Pulmão e Sangue (NIH e NHLBI; HL125572-01A1) e o fundo inicial LSUHSC-S para F.N.E. Gavins.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Camundongos C57BL / 6 machos | Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME | # 000664 | |
| Cloridrato de cetamina | Morris & Dickson, Shreveport, LA | 67457-108-10 | |
| Xylazine | Akorn, Inc, Lake Forest, IL | NADA # 139-236 | |
| Sistema de controle de temperatura DC | FHC, Bowdoin, ME | 40-90-8D | |
| Mini sonda de termistor retal | FHC, Bowdoin, ME | 40-80-5D-02 | |
| Almofada de aquecimento | FHC, Bowdoin, ME | 40-90-2-06 | |
| Clippers | Amazon, Bellevue, WA | #64800 | |
| 70% etanol | Worldwide Medical Products, Bristol, PA | #51011023 | |
| Microscópio de dissecação | Olympus, Center Valley, PA | SZ40 | |
| Tesoura de íris (reta) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 11251-20 | |
| Fórceps Dumont (45° ponta dobrada) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 11297-00 | |
| Clipe de micro vaso | Fine Science Tools, Foster City, CA | 18055-05 | |
| Tesoura de mola de microdissecação (reta) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 14088-10 | |
| Afastadores (rombos) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 18200-11 (Helen usou 17022-13) | |
| Aplicadores com ponta de algodão | Fisher Scientific, Waltham, MA | 23-400-100 | |
| Esponjas de gaze | Covidien, Mansfield, MA | # 9023 | |
| 7-0 sutura cirúrgica trançada de seda | Braintree Scientific, Braintree, MA | SUT-S103 | |
| 0,9% cloreto de sódio | Morris & Dickson, Lake Forest, IL | 0409-4888-20 | |
| 6-0 sutura MCAO média (monofilamento revestido de borracha de silicone) | Doccol Corporation, Sharon, MA | 6023PKRe | |
| Seda trançada revestida de silicone Sofsilk 6-0 | Covidien, Mansfield, MA | SUT-14-1 | |
| Carprofeno | Pfizer, Nova York, NY | NADA # 141-199 | |
| Puralube | Dechra, Norwich, Reino Unido | NDC 17033-211-38 | |
| Physitemp controlador de temperatura | Harvard Apparatus, Holliston, MA | TCAT-2AC | |
| Lâmpada de calor | Harvard Apparatus, Holliston, MA | HL-1 | |
| Sonda doppler a laser | AD Instruments, Colorado Springs, CO | MSP100XP | |
| placas de 24 poços | Fisher Scientific, Waltham, MA | # 353226 | |
| Tamponamento de fosfato solução salina (PBS) | Life Technologies, Carlsbad, CA | 20012-050 | |
| Lâminas de barbear de borda única | Fisher Scientific, Waltham, MA | 12-640 | |
| Cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazálio (TTC) | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | T8877-50G | |
| Fatiador de matriz cerebral de camundongo | Braintree Scientific, Braintree, MA | BS-A 5000C | |
| VWR, Radnor, PA | #182 | ||
| 10% formalina | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | HT501128-4L | |
| ImageJ software de análise | NIH, Bethesda, MD | download | |
| retrator | , Newcastle, CA | MP-740 |
Referências
- Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
- Marks, M. P., et al. Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study. Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).
- Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).
- Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation. FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).
- Chen, J., et al. Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).
- Li, Y., et al. Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice. J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).
- Liesz, A., et al. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).
- Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).
- Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
- Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice. Brain Res. (1226), 248-255 (2008).
- Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
- Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
- Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).
- Holloway, P. M., et al. Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).
- Vandeputte, C., et al. Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation. Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).
- Iwae, Y., et al. Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography. J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).
- Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).
- Mouzon, B., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes. J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).
- Fleming, S., et al. Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein. J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).
- Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).
- Toon, L., Silva, M., D'Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice. Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).
- Lubjuhn, J., et al. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).
- Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).
- Freret, T., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test. Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
- Zhan, Y., et al. Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior. Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).
- Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).
- Wiessner, C., et al. Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats. J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).
- Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).
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Reimpressões e permissões
