Method Article

A Mimic do microambiente do tumor: um método simples para geração de populações celulares enriquecidas e Investigando intercelular Comunicação

DOI:

10.3791/54429

⸱

September 20th, 2016

 ,  , 
1Department of Radiology, New Jersey Medical School, Rutgers University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Adaptamos uma inserção de membrana microporosa permeável para mimetizar o microambiente tumoral (TME). O modelo consiste em uma cultura de células mistas, permite a geração simplificada de populações de células individuais altamente enriquecidas sem o uso de marcação fluorescente ou classificação de células e permite estudar a comunicação intercelular dentro do TME em condições normais ou de estresse.

Abstract

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Compreender as interações heterotípicos precoces entre células cancerosas e torno estroma não-cancerosas é importante para elucidar os acontecimentos que levaram à activação do estroma e estabelecimento do microambiente do tumor (TME). Vários in vitro e em modelos in vivo de o TME foram desenvolvidos; No entanto, em geral, estes modelos não prontamente permitir o isolamento de populações de células individuais, sob condições não perturbando, para um estudo mais aprofundado. Para contornar esta dificuldade, temos utilizado um modelo TME in vitro utilizando um substrato de crescimento de células que consiste de uma inserção da membrana microporosa permeável que permite a geração simples de populações de células altamente enriquecido crescido intimamente, mas separadamente, em cada lado da membrana da pastilha para co prolongado vezes -Cultura. Através da utilização deste modelo, são capazes de gerar fibroblastos associados ao câncer grandemente enriquecido (CAF) populações de fibroblastos humanos diplóides normais seguinteco-cultura (120 h) com células de carcinoma da mama humano altamente metastáticas, sem o uso de marcação fluorescente e / ou separação de células. Além disso, através da modulação do tamanho de poro da pastilha, que podem controlar o modo de comunicação intercelular (por exemplo, comunicação GAP-junção, factores segregados) entre as duas populações de células heterotípicas, que permite a investigação dos mecanismos subjacentes ao desenvolvimento do TME, incluindo o papel da permeabilidade gap-junction. Este modelo serve como uma ferramenta valiosa para melhorar a nossa compreensão dos eventos iniciais que conduzem à iniciação do cancro de estroma, o começo da evolução da TME, e o efeito modulador do estroma das respostas de células de cancro a agentes terapêuticos.

Introduction

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O microambiente do tumor (TME) é um sistema altamente complexa composta de células de carcinoma que co-existem e evoluem paralelamente estroma hospedeiro. Este componente do estroma consiste tipicamente em fibroblastos, células endoteliais, miofibroblastos, vários componentes do sistema imunológico, bem como uma matriz extracelular 1. Um componente significativo, muitas vezes a maioria do presente estroma, são fibroblastos activados, frequentemente referido como fibroblastos associados ao cancro ou fibroblastos associada a carcinoma (CAF) 2,3. Ao contrário de fibroblastos normais, não activado, FAC contribuir para a iniciação do tumor, progressão, angiogénese, invasão, metástase, e recorrência 4-11 em uma grande variedade de carcinomas, incluindo os da mama, da próstata, do pulmão, pâncreas, pele, cólon, do esófago, e ovário 5,6,12-17. No entanto, a natureza exata da contribuição da FAC em todo patogênese do câncer permanece mal definida. Além disso, a evidência clínica demonstrou valor prognóstico da FAC, Correlacionando sua presença para malignidades de alto grau, falha terapêutica e pobres 10,18,19 geral prognóstico.

Claramente, aumentando a nossa compreensão dos eventos que iniciam no desenvolvimento CAF, bem como as comunicações intercelulares mediadoras seu papel dentro da TME, pode fornecer excitantes novos alvos terapêuticos e estratégias avançadas que poderiam melhorar os resultados dos pacientes. Para atingir este objetivo, vários in vivo e in vitro modelos têm sido desenvolvidos. Embora as abordagens in vivo são mais um reflexo do TME dos pacientes, eles possuem limitações, incluindo a imensa complexidade e heterogeneidade, tanto dentro como entre tumores. Além disso, as amostras de tumores de seres humanos representam muitas vezes altamente desenvolvida TME e não permitir uma compreensão dos eventos iniciadores TME. estudos experimentais em animais oferecer algumas vantagens, no entanto generalização dos dados obtidos com animais para os seres humanos devem ser feitas com cautela devido a diferenças na physilogia entre os seres humanos e animais, tais como roedores (por exemplo, tiol química 20, a taxa metabólica 21, 22 da tolerância à pressão, etc). Além disso, ao contrário da população humana, que é geneticamente de natureza heterogénea, animais de laboratório são tipicamente produzidos até à homogeneidade. Além disso, é muitas vezes difícil de examinar as variações e alterações fisiológicas transientes fenótipo celular, bem como para controlar parâmetros experimentais específicos que utilizam animais, tais como roedores. Assim, in vitro 2 e 3 dimensões (2D e 3D) modelos de cultura de tecidos são frequentemente utilizados para fazer avançar a compreensão básica do desenvolvimento TME. Apesar de sua falta de um retrato fiel da complexidade dos sistemas in vivo, estes modelos oferecem vantagens que facilitam muito investigações mecanicistas. Modelos in vitro permitem uma análise mais simplificada, focado, e cost-effective da TME, em que estatisticamente significativa os dados podem ser gerados emcélulas livres de variações sistêmicas que surgem em animais.

Existem diversas variedades de sistemas in vitro. Os dois modelos in vitro TME mais vulgarmente utilizados consistem em monocamada mista ou culturas de células esferóides. Ambos os métodos de cultura são vantajosos para estudos básicos de interacções intercelulares (por exemplo, células normais com as células tumorais) e para a análise de várias alterações de fenótipo celular específico TME (por exemplo, aparecimento de fibroblastos associados ao cancro a partir de fibroblastos normais). Além disso, os esferóides são capazes de criar uma estrutura de tecido semelhante a mais reflexiva da TME, e pode ser representativa da heterogeneidade do tumor 23. No entanto esferóides muitas vezes produzem muito diferentes gradientes de tensão de oxigênio através de camadas, que podem complicar conclusões experimentais 24. Infelizmente, ambos os modelos são extremamente limitados na sua capacidade de isolar populações de células puras para posterior caracterização e estudo seguinte co-cultura. Para isso seria necessário pelo menos um tipo de célula a ser fluorescente-etiquetados ou rotulados com uma máquina de identificação e, em seguida, submeter o co-cultura mista à extensa processamento e separação de células para separar as populações de células. Enquanto um classificador de células é capaz de isolar uma população de células em vez puro, deve-se estar ciente do estresse celular e contaminação microbiana riscos potenciais 25.

Para facilitar a compreensão da comunicação intercelular, grandes esforços têm sido dedicados para o desenvolvimento e optimização de sistemas in vitro que imitam de perto o ambiente in vivo, permitindo ao mesmo tempo uma abordagem simplificada. Uma dessas ferramentas é a inserção microporosa permeável, um substrato de membrana que foi desenvolvido pela primeira vez em 1953 26 e posteriormente adaptado para diversas aplicações e estudos (por exemplo, polaridade celular 27, endocitose 28, o transporte da droga 29, modelagem de tecido 30, FERTilization 31, efeito espectador 32,33, etc). Este sistema permite o crescimento de células in vivo com anatómica -like e diferenciação funcional, bem como a expressão de muitos marcadores in vivo 34,35 que não são observados quando cultivadas em utensílios de plástico impermeável. Além disso, a membrana porosa extremamente fina (10 um de espessura) permite a rápida difusão de moléculas e tempos de equilíbrio, o qual simula o ambiente in vivo e permite funcionamento celular independente em ambos os domínios celulares basolaterais e apicais. Uma vantagem adicional da utilidade da pastilha como um sistema TME é a sua separação física das duas populações de células cultivadas heterotípicas em ambos os lados da membrana nas mesmas condições ambientais, mantendo ao mesmo tempo vários modos de comunicação intercelular através dos poros da membrana. Embora fisicamente separadas, as duas populações de células metabolicamente são acoplados através de elementos e segregadas, como odescrito aqui, também através de canais GAP-juncional. Além disso, mantendo as inserções em in vivo tensão parcial de oxigénio (pO 2), o modelo reduz as complicações de gradientes de oxigénio e químicos observados em outros sistemas. Pelo contrário, ela aumenta a compreensão dos mecanismos naturais que controlam o TME. Notavelmente, as duas populações de células pode ser facilmente isolado com elevado grau de pureza, sem a marcação fluorescente e / ou separação de células após períodos prolongados de co-cultura.

Aqui, descrevemos um protocolo TME in vitro que consiste de células de carcinoma da mama humano e fibroblastos humanos cultivados, respectivamente, em ambos os lados de uma inserção da membrana microporosa permeável, mas ainda em comunicação bidireccional contínua através dos poros da membrana. Mostra-se que, utilizando membranas com diferentes tamanhos de poros, a contribuição de um tipo específico de comunicação intercelular (por exemplo, factores segregados contra as junções de hiato) para o desenvolvimentodo TME pode ser investigada.

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Protocol

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1. Preparação de Meios de Cultura e Células

  1. Preparar 500 ml de meio de Eagle mínimo essencial, suplementado com 12,5% (vol / vol) de soro fetal de bovino inactivado pelo calor (FBS), 2 mM de L-alanil-L-glutamina, e 100 unidades de penicilina e 100 ug de estreptomicina por ml.
    NOTA: O meio de crescimento e suplemento (s) podem ser facilmente trocados para as necessidades de crescimento de outras estirpes de células ou linhas celulares.
  2. Preparar 70 ul de meio de cultura de células para cada inserto (formato de 6 poços de inserção): meio essencial mínimo de Eagle suplementado com 50% (vol / vol) de 2 mM de L-alanil-L-glutamina FBS, desactivado por calor, e 100 unidades de penicilina e 100 ug de estreptomicina por ml.
    NOTA: O meio é suplementado com 50% de FBS para facilitar a fixação de células para o lado de baixo (isto é, inferior) da peça inserta. O meio de crescimento e suplemento (s) podem ser facilmente trocados para as necessidades de crescimento de outras estirpes de células ou linhas celulares.
  3. Prepara-se uma suspensão de células das células destinadas a ser revestida no lado inferior da peça inserta.
    NOTA: Aqui, os resultados foram obtidos usando AG1522 fibroblastos humanos normais cultivados em frascos de 75 cm 2 de cultura de células e estas células será, portanto, o foco da descrição da preparação da suspensão de células.
  4. Para recolher as células, remover o meio de crescimento e lavar 2x monocamada de células com 5 ml de 1x tampão fosfato salino (PBS).
  5. Remover o PBS e espalharam 1 ml de 0,25% (vol / vol) de tripsina com 2,21 mM de ácido etilenodiaminotetracético (EDTA), pré-aquecida até à temperatura ambiente (TA) sobre as células durante 2 min à temperatura ambiente (temperatura ambiente).
  6. Extingue-se a actividade da tripsina com 9 ml de meio de crescimento completo (preparado no passo 1.1) e recolher as células por pipetagem suave da suspensão de células sobre a superfície do balão de 10x.
  7. Determinar a concentração de células usando um hemocitômetro ou contador eletrônico e pipeta do volume suspensão de células que irá provide 250.000 células por inserção em um tubo de centrífuga de 15 mL estéril.
  8. Agregar a suspensão de células por centrifugação (800 x g, 2 min). Suspende-se o sedimento de células com meio de crescimento (preparado no passo 1.2) para criar uma concentração de 250.000 células por 70 ul.
    NOTA: A cultura de células em inserções permeáveis ​​membrana microporosa é baseada em substratos 2D, a sementeira de células é realizada de modo semelhante, excepto que as células devem ser inicialmente suspensas em meio contendo 50% (vol / vol) de FBS para facilitar a ligação.

2. Preparação de inserções

NOTA: Para garantir condições estéreis, o trabalho em uma cabine de segurança biológica de fluxo laminar dedicada à cultura de células.

  1. Escolha as inserções com um tamanho dos poros da membrana de 0,4 um, 1 um, ou de 3 um (determinado pelo interesse experimental (s), como a dimensão dos poros pode ser usado para explorar o papel dos diferentes modos de comunicação intercelular).
    NOTA: O 0.4 de poro é smalL suficiente para limitar a formação de junções de hiato funcionais entre células em ambos os lados da membrana de inserção e pode ser utilizado para estudar a comunicação intercelular por factores segregados. Considerando que, a 1 uM e 3 | iM poros são suficientemente grandes para permitir a formação de junções de hiato funcionais e podem ser usadas para estudar a comunicação intercelular por junções de hiato e ambos os factores segregados.
  2. Remover inserções individuais da embalagem e colocar em um prato de multi-poços de tamanho igual.
    NOTA: As pastilhas estão disponíveis com várias áreas de superfície de membrana para atender às necessidades específicas da aplicação (por exemplo, de 6 poços, inserções de 12 poços, e 24 poços.). Aqui, os resultados foram obtidos utilizando a inserção de 6 cavidades, e será, portanto, o foco da descrição do modelo.
  3. Cobrir o prato, contendo as inserções com a tampa prato. Segurando o prato de multi-poços com ambas as mãos, inverter cuidadosamente o prato de modo a que as partes inferiores de inserção (isto é, lado de baixo) são agora voltado para cima.
  4. Remover the inferior do prato de multi-poços, expondo o lado inferior dos elementos de encaixe. Trabalhando com uma pastilha de cada vez, use um par de fórceps estéreis e suavemente segurar a inserção no lugar. Com a mão livre, utilizar uma pipeta com uma ponta de boca larga para desenhar 70 ul da suspensão de células (preparado em passos 1,3-1,8), contendo 250.000 células.
  5. Para as células placa, colocar suavemente a ponta da pipeta no centro da membrana da pastilha, e lentamente pipetar os 70 ul de suspensão de células, enquanto movendo-se lentamente a ponta da pipeta volta da superfície da membrana. Ser cuidadoso para não estender a ponta da pipeta e a suspensão de célula para o bordo da peça inserta.
    NOTA: Se tocar a borda do inserto poderia resultar na perda de tensão capilar da suspensão de células que conduz às células de secagem para fora durante a fixação.
  6. Repita o procedimento para inserções restantes, com o cuidado a ser exercido para não trabalhar diretamente sobre as inserções expostos para evitar contaminação microbiana potencial.
  7. Gentilmente devolver o multi-bemprato inferior para cobrir as inserções. Mantendo o prato com inserções invertido, incubar numa atmosfera de ar humidificada de CO 2 a 5% (vol / vol) a 37 ° C durante 30-45 min.
    NOTA: Se a suspensão de células no inserto em contacto com o fundo do poço, levantar cuidadosamente o fundo da placa e colocá-la sobre a borda de topo do prato, de modo a formar um pequeno ângulo e cria uma maior separação entre a superfície do prato e o lado inferior das inserções (em que as células são semeadas). Isto irá evitar que as células de se ligarem à superfície dos poços, em vez da peça inserta.
  8. Seguindo o tempo de incubação de 30-45 min, remover suavemente o prato contendo as inserções e colocá-lo na cabine de segurança biológica de fluxo laminar.
  9. Com as duas mãos e mantendo a tampa prato apertado, gentilmente re-inverter o prato de modo a que o lado inferior das inserções contendo as células ligadas agora voltada para baixo.
  10. Devagar e com cuidado adicionar 2 ml (1 ml de 3 de poro insere para evitar migratiem células de através dos poros da inserção) de meio completo pré-aquecido (ver passo 1.1) em cada poço, de modo que o fundo da inserção está imerso.
  11. Após a adição de meio de crescimento em todos os poços que contêm inserções, colocar o prato de volta na incubadora humidificada.
  12. Permitir que as inserções para permanecer intacta na incubadora durante 48 h. Após 48 horas, as células de alimentação por aspiração os 2 ml de meio a partir do fundo do poço, e adição de 2 ml de meio de crescimento fresco.
  13. Após a adição de meio fresco para o fundo do poço, semente de 1 ml da segunda suspensão população de células (~ 250000 células / ml) no lado de topo do inserto, que já possui a primeira população de células em crescimento no lado inferior (por estes experimentos, AG1522 (controlo) ou células cancerosas (experimentais) foram semeadas sobre o topo das inserções, que já têm células AG1522, destinado a tornar-se FAC, crescendo sobre o lado inferior das inserções). Coloque o prato de volta para a incubadora umidificada.
    NOTA: Se o trabalhoção com as células que não aderem bem ao fundo da inserção, estas células podem ser cultivadas em alternativa, no lado de topo do inserto.
  14. Alterar o meio a 24, 72, e 96 horas após a sementeira da segunda população de células sobre o lado de topo do inserto por aspiração do meio a partir da parte superior do inserto e da parte inferior do poço. Adicionar cuidadosamente 1 ml de meio fresco para o lado de topo do inserto e 2 ml para o fundo do poço. Permitir que as duas populações de células que permanecem na co-cultura de ambos os lados da membrana microporosa permeável ao inserto para 120 h.

3. Coleta de Células de Inserção por tripsinização

NOTA: Para além da facilidade de obtenção de populações de células enriquecidas, o modelo TME inserção também permite a tratamentos experimentais semelhantes (por exemplo, a incubação com substâncias químicas, a exposição a condições de oxigénio que estão acima ou abaixo da atmosfera ambiente, tratamento com radiação ionizante, etc.) como outros testes in vitro TME modelos co-cultura. Além disso, o substrato de co-cultura de inserção permeável pode ser analisado por procedimentos já desenvolvidos para os modelos de cultura de tecidos padrão 2D. Por exemplo, as células podem ser colhidas a partir de ambos os lados da membrana de inserção para obtenção de populações altamente enriquecido, o qual pode então ser utilizada para a análise de pontos de extremidade (por exemplo, em imuno-detecção in situ, transferência de Western) ou propagadas para experiências subsequentes 36.

  1. Para recolher as células, remover a inserção a partir do meio de crescimento e colocá-lo em uma placa de cultura de células de 35 mm contendo 1 ml de PBS. Lave o fundo e lados superiores das 1x inserção com 1 ml PBS.
  2. Remover o PBS e adicionar 200 mL de 0,25% (vol / vol) de tripsina com EDTA 2,21 mM, pré-aquecida até à TA.
    1. Se a recolha das células cultivadas no lado inferior da peça inserta, colocar a solução de tripsina no prato de 35 mm e coloque suavemente a parte inferior do inserto para dentro da solução de tripsina durante 2 min à temperatura ambiente.
    2. Se a célula de recolhas cultivadas no lado de topo do inserto, colocar o inserto em um prato de 35 mm e adicionar a solução de tripsina para a parte superior do inserto e incubar durante 2 minutos à temperatura ambiente.
  3. Extingue-se a actividade da tripsina por adição de 800 ul de meio de crescimento completo.
    1. Se recolher as células cultivadas na parte inferior da peça inserta, adicionar ao meio de crescimento para a milímetros prato de 35 e recolher as células por pipetagem suave ou 1 ml de suspensão de células sobre a superfície da pastilha de 10x, com a inserção ser realizada a uma ligeira ângulo, de tal modo que a suspensão de células recolhe dentro do prato.
    2. Se recolher as células a partir do lado de topo do inserto, adicionar ao meio de crescimento para o lado de cima e os gentilmente pipeta de 1 ml de suspensão de células sobre a superfície da pastilha de 10x.

4. Caracterização da Pureza celular por citometria de fluxo

NOTA: Para caracterizar a capacidade dos insertos de membrana microporosas permeáveis ​​para manter a pureza do tele duas populações de células (isto é, superior e inferior) para um máximo de 120 horas, secções 1-3 foram realizados, com proteína fluorescente verde (GFP) tagged células MDA-MB-231 de serem plaqueadas no lado de topo do inserto, e AG1522 células não-marcadas com GFP de serem plaqueadas no lado inferior de 0,4 μm-, 1 μm-, ou 3 um inserções de poros.

  1. Uma vez que as células a partir do lado inferior do inserto foram recolhidos (procedimento descrito no ponto 3), sedimentar a suspensão de células por centrifugação (500 g, 30 seg).
  2. Remover o sobrenadante e suspender o grânulo celular em 400 ul de Hanks Solução Salina Equilibrada (HBSS) suplementada com 1% (vol / vol) de FBS.
  3. Realizar a análise por citometria de fluxo num citómetro equipado com um laser de 488 nm para excitar GFP e um filtro passa-banda de 530/30 GFP para detectar emissão de fotões 37.
  4. Para fins de identificação de célula, utilizar populações de células de controlo AG1522 para ajustar para a frente e tensões de dispersão lateral no citómetro de fluxo. Ajustara tensão de canal de GFP para definir o valor autofluorescência celular como o limite de detecção inferior para o sinal de GFP.
  5. Determinar gating limiar usando células de controlo. Avaliar a pureza de cada população de células com base na presença de células positivas para GFP em comparação com o controlo.
    NOTA: uma população pura seria reflexo da ausência de células GPF-positivos detectados.

5. caracterização das células por imunofluorescência in situ

  1. Seguindo tripsinização de células a partir da inserção (ver secção 3), recolher as células, placa 5 x 10 4 células em 250 � de meio de crescimento (veja o passo 1.1) em lamelas de vidro esterilizados, e permitir que a aderir durante 1 hora numa atmosfera de ar umidificado de 5% (vol / vol) de CO2 a 37 ° C incubadora.
  2. No final da incubação, remover suavemente o prato que contém a lamela e colocá-lo na câmara de segurança biológica de fluxo laminar.
  3. Adiciona-se cuidadosamente 2 mL de meio completo pré-aquecido (ver etapa1.1) a cada prato, de modo que a lamela está imerso.
  4. Após a adição de meio de crescimento para todos os pratos contendo lamelas, devolver os pratos a uma atmosfera de ar humidificada de CO 2 a 5% (vol / vol) a 37 ° C numa incubadora durante 48 horas.
  5. Após a incubação de 48 h, lavar a amostra 3x com PBS e fixar com 4% (p / v) de formaldeído em PBS durante 10 min à TA.
  6. Lavar 5x com tampão salino Tris (TBS: Tris 50 mM-Cl, pH 7,5, NaCl 150 mM) e, em seguida, permeabilizar com 0,25% (vol / vol) Triton X-100, 0,1% (peso / vol) de saponina durante 5 min a RT.
  7. Bloquear os locais de ligação com 2% (vol / vol) de soro de cabra normal (NGS), 1% (peso / vol) de albumina de soro bovino (BSA), 0,1% (vol / vol) Triton X-100 em TBS não específica (bloqueando solução) durante 1 h à TA.
  8. Incubar com anticorpo primário (anti-Caveolina 1 (CAV1), 1: 1000) em solução a 4 ° C durante a noite bloqueando.
  9. Lavar anticorpos primários não ligados (3x, 5 min / lavagem) com 0,2% de NGS (vol / vol), 1% de BSA (p / v), 0,1% (VOl / vol) Triton X-100 em TBS (solução de lavagem).
  10. Incubar com anticorpo secundário à temperatura ambiente por 1 hora em solução de bloqueio (ver secção 5.4).
  11. Lavar anticorpo secundário não ligado (3x, 5 min / lavagem) com solução de lavagem (veja o passo 5.6).
  12. Mount lamelas em um slide com um meio de montagem anti-fade contendo 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI), e selar com unha polonês.
  13. Observar células usando um objectivo ampliação óleo 63X em um microscópio invertido equipado com uma fonte de luz externa para a excitação de fluorescência, e capturar imagens usando uma câmera digital anexada para análise posterior.

6. caracterização de células por Western Blot

NOTA: O procedimento Western blot é descrito em outro lugar 38. Um breve resumo é descrito aqui:

  1. Seguindo descolamento das células a partir da inserção através de tripsinização (ver secção 3), sedimentar a suspensão de células por centrifugação (500 g, 30 seg).
  2. Remover o sobrenadante e suspender as 2x pellet celular com 100 mL PBS.
  3. Remover as células do sobrenadante e lise em 50 ul de ensaio de radioimunoprecipitação modificado (RIPA) de tampão (Tris pH 7,5 50 mM, NaCl 150 mM, NP40 a 1% (vol / vol), desoxicolato de sódio mono-hidratado (DOC) 0,5% (vol / vol), dodecilsulfato de sódio (SDS) a 0,1% (vol / vol)), que contém a protease e o inibidor de fosfatase coquetel.
  4. Incubar durante 20 min em gelo e centrifugar a 19000 g durante 15 min a 4 ° C.
  5. Determinar a concentração de proteínas no sobrenadante utilizando um ensaio de proteína de densidade óptica, compatível com os detergentes no tampão RIPA.
  6. proteínas separadas por electroforese em dodecil sulfato de sódio em gel de poliacrilamida (SDS-PAGE) e electroblot sobre uma membrana de nitrocelulose de 0,2 um.
  7. Incubar as membranas em TBS contendo 0,1% (vol / vol) de Tween-20 (TBST) e 4% (peso / volume) de leite desnatado (solução de bloqueamento) durante 60 min e reagir com o anticorpo primário a 4 ° C durante a noite (anti-CAV1, 1: 1000).
  8. Lavar 3x membrana com TBST à temperatura ambiente (5 min / lavagem).
  9. Incubar as membranas durante 30 min em solução de bloqueio contendo um anticorpo secundário anti-ratinho conjugado com peroxidase de rábano (HRP) (1: 5000).
  10. Lavar 3x membrana com TBST à temperatura ambiente (5 min / lavagem).
  11. Visualizar os produtos de reacção por quimiluminescência utilizando um sistema de detecção de Western blot.

7. Caracterização de intercelular comunicação por citometria de fluxo

NOTA: Para caracterizar a capacidade de adaptação da membrana microporosa permeável insere a examinar diferentes modos de comunicação intercelular (por exemplo, fatores secretados, junções da diferença). Secções 1-2.12 foram realizados com células AG1522 não fluorescentes de serem plaqueadas no lado inferior de 0,4 μm-, 1 μm-, ou inserções 3 uM de poros.

  1. Cultura não marcado AG1522 células num prato de 35 mm a 90% de confluência utilizando meio descrito na secção 1.1.
  2. Rcélulas InSe 1x com 1 ml de HBSS.
  3. células de carga com calceína AM por incubação das células em HBSS contendo 30 mM de calceína AM.
  4. Incubar durante 15 min numa atmosfera de ar humidificada de CO 2 a 5% (vol / vol) a 37 ° C.
  5. Lavar as células 2x com 1 ml de HBSS.
  6. Tripsinizar as células por adição de uma solução de 200 mL de 0,25% (vol / vol) de tripsina com EDTA 2,21 mM, durante 2 min à temperatura ambiente.
  7. Extingue-se a actividade da tripsina por adição de 800 uL de meio completo contendo 12,5% (vol / vol) de FBS.
  8. Traga células em suspensão por pipetagem repetida.
  9. Determinar a concentração de células utilizando um hemocitómetro ou contador electrónico e placa 250.000 células carregadas com calceína AM para o lado de cima de inserções que já têm células AG1522 crescimento no lado inferior.
  10. Incubar as inserções em uma atmosfera de ar humidificada de 5% de CO2 a 37 ° C durante 6 h.
  11. Após 6 horas, recolher as células a partir do lado inferior das inserções, tal como descritona seção 3.
  12. Agregar a suspensão de células por centrifugação (500 g, 30 seg).
  13. Remover o sobrenadante e suspender o grânulo celular em 400 ul de HBSS suplementado com 1% (vol / vol) de FBS.
  14. Analisar as células num citómetro equipado com um laser e filtro capaz de excitar e detectar a emissão de calceína (496 nm e 516 nm, respectivamente), por protocolo do fabricante.
  15. Para fins de identificação de célula, utilizar uma população de células não coradas AG1522 controlo para ajustar para a frente e tensões de dispersão lateral no citómetro de fluxo. Ajustar a tensão de calceína canal para definir o valor autofluorescência celular como o limite de detecção inferior para o sinal de calceína.
  16. Determinar o valor-limite superior usando células controle Calce�a-carregados. Avaliar comunicação para cada inserção de células com base na presença de calceína células positivas versus controlo.

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Results

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Aqui nós adaptamos uma inserção de membrana microporosa permeável ao desenvolvimento de um sistema de co-cultura de células heterotípica in vitro que simula o microambiente do tumor in vivo (Figura 1). Este sistema permite a duas diferentes populações de células a serem cultivadas em ambos os lados da membrana porosa da inserção por longos períodos de tempo (até 120 horas, em nosso uso). É importante salientar o sistema é capaz de manter a pureza das po...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo aqui descrito é um método simples, adaptável no procedimento in vitro (Figura 1) que utiliza uma inserção de membrana microporosa permeável para gerar populações de células individuais altamente enriquecidas a partir de uma co-cultura de células heterotípicas. Significativamente, o modelo é apropriado para a investigação de vários modos de comunicação intercelular. Os passos críticos incluem seleccionando a inserção de tamanho de poro apropriado para o interesse experimenta...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que não têm interesses conflitantes ou conflitantes.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta pesquisa foi apoiada por doações da Comissão de Pesquisa do Câncer de Nova Jersey (Bolsa de Pré-Doutorado DFHS13PPCO17), dos Institutos Nacionais de Saúde (CA049062) e da Administração Nacional de Aeronáutica e Espaço (NNX15AD62G).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Para cultura de células
AG01522 (i.e., AG1522) fibroblasto diplóide humanoCoriell107661Passagem 8-13
MDA-MB-231-luc-D3H1 linha celular de adenocarcinoma de mamaPerkinElmer119261Linha parental: linha celular de adenocarcinoma de mama ATCC (#HTB-26)
MDA-MB-231/GFPCell BiolabsAKR-201
Meio essencial mínimo da águia (MEM)Corning Cellgro15-010-CV
Soro Fetal Bovino (FBS), Suplemento QualificadoSigmaF6178-500mL
Corning Glutagro (200 mM L-alanil-L-glutamina)Corning Cellgro25-015-Cl
Solução de Penicilina Estreptomicina, 100xCorning Cellgro30-002-Cl
Inserção Transwell (ou seja, inserção de membrana microporosa permeável) (0,4 μ m pore)Inserção TranswellCostar 3450
(i.e., inserção de membrana microporosa permeável) (1 μ m pore)Greiner bio-one657610
Transwell Insert (i.e., inserto de membrana microporosa permeável) (3 μ m pore)Costar3452
Placa de cultura de 6 poçosGreiner Bio-One Cellstar657160-01
frasco de cultura de células de 75 cm2CellStar658 170
solução salina tamponada com fosfato (PBS), 1xCorning Cellgro21-040-CVsem cálcio e magnésio
0,25% (vol/vol) Tripsina, 2,21 mM EDTA, 1xCorning Cellgro25-053-Cl
15 ml Tubo de CentrífugaCellTreat229411
35 mm x 10 mm Placa de Cultura de CélulasGreiner bio-one627 160
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Para Microscopia Imunofluorescente
Mouse anti-Caveolina 1BD Transduction Laboratories610406In situ Imunofluorescência - 1:5.000
Anticorpo secundário anti-IgG (H+L) de cabra, conjugado Alexa Fluor 488ThermoFisher ScientificA-11029In situ Imunofluorescência - 1:2.000
Albumina de soro bovino - Fração VRocklandBSA-50Imunoglobulina e protease livre
16% (wt/vol) Solução de FormaldeídoThermoFisher Scientific28908Diluir a 4% com 1x PBS
Premium Cover Glass (22 mm x 22 mm No.1)Fisher12548B
Triton X-100SigmaT8787-50ML
SlowFade Gold antifade reagente com DAPIInvitrogenS36938
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Para análise de citometria de fluxo
Calceína,sondas molecularesC3100MP
solução salina balanceada de Hanks (HBSS)Gibco14025-076
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Para análise de Western Blot
Mouse anti-caveolina 1BD Transduction Laboratories610406Western Blot - 1:1.000
Tween-20BioRad170-6531
Membrana de nitrocelulose (0,2 μ m)BioRad162-0112
Western Lightning Plus-ECLPerkinElmerNEL104001EA
BioRad DC Protein AssayBioRad500-0116
Dodecil sulfato de sódio (SDS)BioRad161-0302
Desoxicolato de sódio monohidratado (DOC)SigmaD5670
IGEPAL CA-630 (NP40)SigmaI8896
Solução de acrilamida/bis a 30%, 37,5:1BioRad161-0158
AM

References

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