Artigo de método

De alta resolução Mapping Optical do mouse nó sino-atrial

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DOI:

10.3791/54773

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2 de dezembro de 2016

 , 
1Department of Medicine, University of Wisconsin-Madison School of Medicine and Public Health

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para o mapeamento óptico da atividade elétrica do átrio direito do mouse e, especialmente, o nó sino-atrial, em uma alta resolução espacial e temporal.

Resumo

As disfunções do nó sino-atrial (SAN) e as complicações associadas constituem importantes causas de morbidade em pacientes com doenças cardíacas. O desenvolvimento de novas terapias farmacológicas para curar esses pacientes depende da compreensão completa da fisiologia normal e da fisiopatologia do SAN. Dentre os estudos de marcapasso cardíaco, o SAN de camundongo é amplamente utilizado devido à sua viabilidade para modificações na expressão de diferentes genes que codificam canais iônicos SAN ou proteínas de manipulação de cálcio. Evidências emergentes de estudos eletrofisiológicos e histológicos também provaram a representatividade e semelhança da estrutura e funções do SAN de camundongos com mamíferos maiores, incluindo a presença de vias de condução especializadas do SAN para o átrio e uma hierarquia complexa de marcapassos dentro do SAN. Recentemente, a técnica de mapeamento óptico facilitou muito a exploração e investigação da origem da excitação e condução dentro e fora da SAN de camundongos, o que, por sua vez, ampliou a compreensão da SAN e beneficiou os tratamentos clínicos de doenças associadas à disfunção da SAN. Neste manuscrito, descrevemos em detalhes como realizar o mapeamento óptico da SAN do camundongo a partir do coração intacto perfundido por Langendorff e do preparado atrial isolado. Este protocolo é uma ferramenta útil para melhorar a compreensão da fisiologia e fisiopatologia do SAN de camundongos.

Introdução

Novos avanços científicos que levam a saltos na compreensão da fisiologia humana são frequentemente precedidos por avanços tecnológicos. O mapeamento óptico fluorescente, por exemplo, permite a investigação de múltiplos parâmetros fisiológicos em células e tecidos. 1,2 Melhorou significativamente nossa compreensão de como a estrutura anatômica está associada a funções e disfunções eletrofisiológicas. No coração, o marcapasso natural e os sistemas de condução, como o nó sinoatrial (SAN) e a junção atrioventricular, consistem em miócitos nodais que são isolados pelos miócitos atriais circundantes. 3-5 Essa organização cria estruturas tridimensionais complexas com propriedades elétricas especializadas. A remodelação estrutural e funcional dessas estruturas de marcapasso foi reconhecida por formar heterogeneidades eletrofisiológicas significativas. 6,7 Compreender o mecanismo subjacente a como tais heterogeneidades resultam em disfunções de SAN e arritmogênese atrial beneficiará drasticamente o tratamento clínico dessas doenças. Requer uma técnica para visualizar a propagação de sinais elétricos no nível do tecido, como o mapeamento óptico.

Recentemente, evidências acumuladas comprovaram o avanço do mapeamento óptico em estudos de eletrofisiologia e patologia atrial. 2 No entanto, estudos novos e rigorosos dependem da interpretação precisa dos dados experimentais, cuja validade e estabilidade dependem de protocolos experimentais cuidadosos. Camundongos geneticamente modificados são amplamente utilizados para pesquisa como modelos animais de doenças humanas, incluindo síndrome do nódulo sinusal, anormalidades do marca-passo e arritmias atriais. 6,8-11 Assim, uma combinação de mapeamento óptico fluorescente com modelos de camundongos transgênicos fornece uma ferramenta poderosa para estudar anormalidades elétricas cardíacas associadas a várias patologias. Neste artigo, apresentamos um protocolo para mapeamento óptico de alta resolução da SAN e do átrio do mouse. Especificamente, discutimos e comparamos diferentes abordagens de carregamento de corante, efeitos do tempo no branqueamento do corante e estabilidade da frequência cardíaca durante o experimento.

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Protocolo

Todos os experimentos foram conduzidos de acordo com o National Institutes of Health Guide para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (NIH Pub. No. 80-23). Todos os métodos e protocolos utilizados nestes estudos foram aprovados pela Universidade de Wisconsin Animal Care e do Comitê Use Protocolo seguindo as Diretrizes para Cuidado e Uso de Animais de Laboratório publicado pelo NIH (publicação No. 85-23, revista em 1996). Todos os animais utilizados neste estudo receberam cuidados de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório.

1. Remoção Coração e Langendorff Perfusão

  1. Antes do isolamento do coração, a solução de Tyrode quente a 37 ° C usando um banho de água e uma camisa de água.
  2. Anestesiar o rato com 5% de isoflurano / 95% de O 2.
  3. Assegurar um nível adequado de anestesia, verificando a perda do reflexo dor.
  4. Execute toracotomia. Abra o peito usando curvas 5.5 "tesoura Mayo e 5,5" hemostática Kelly paraceps para fazer um corte de 1 cm na parte dianteira do tórax.
    1. Rapidamente extrair o coração contra o peito (dentro de 30 seg). Use 4 "forceps Iris curvas para agarrar o tecido pulmonar e cortar o pulmão, timo e coração juntamente com o pericárdio usando 4.3" tesoura Iris. Não pegue o coração diretamente.
    2. Lavá-lo em oxigenada (95% O2 / 5% de CO 2), a temperatura constante-(36,8 ± 0,4 ° C) modificada solução de Tyrode. Utilize a seguinte composição de solução (em mM): NaCl 128,2, KCl 4,7, 1,19 NaH 2 PO 4, 1,05 de MgCl2, 1,3 de CaCl2, 20,0 de NaHCO3 e 11,1 de glucose (pH 7,35 ± 0,05).
  5. Enquanto mergulhando na mesma solução, identificar o pulmão, timo, gordura e tecido. Cuidadosamente dissecar-los a partir do coração. Use curva 3 "Vannas-Tübingen tesoura e 4,3" # 5 fórceps.
  6. Em seguida, identificar a aorta e canular-lo em um 21 G cânula feitos sob medida. Usar duas curvas 4.3 "força # 5Bps.
  7. Após a canulação, perfundir simultaneamente (através da cânula, a uma taxa de fluxo de ~ 5 ml / min, o que deve ser ajustado com base na pressão aórtica, ver abaixo) e superfuse (no banho a uma taxa de fluxo de ~ 50 mL / min) o coração com solução de Tyrode aquecido e filtrou-se ao longo de toda a experiência. Passar a solução de perfusão através de um filtro de nylon de 11 ^ M em-linha para evitar o entupimento da circulação coronária.
  8. Utilizando um transdutor de pressão (ou um medidor de pressão), ligado através de um bloqueio de 3 vias torneira de Luer para a linha de perfusão, monitorizar a pressão aórtica e mantê-lo entre 60 e 80 mmHg. Regule a velocidade de perfusão, se necessário para manter a pressão aórtica dentro desta gama.

2. Mapeamento óptica do SAN do coração inteiro perfusão-Langendorff

  1. Instrumentação
    1. Colocar o coração na horizontal e fixar o ápice ventricular para o fundo revestido de silicone da câmara utilizando 0,1 mm pinos de diâmetro para prevent movimento durante o experimento induzida por fluxo. 12
    2. Inserir um ( "ID x 005" .012) pequeno tubo de silicone para o ventrículo esquerdo (VE) através da veia pulmonar, os átrios esquerdo (AE) e da válvula mitral (VM). Fixar o tubo por um fio de seda (4-0) para o tecido conjuntivo soar.
    3. Posicione o coração com o seu lado posterior virado para cima (Figura 1A, painel esquerdo).
    4. Pin a borda do apêndice RA (RAA) para a parte inferior da câmara de silicone de 0,1 mm de diâmetro usando pinos minutien. Ajustar o seu nível, a fim de tornar a superfície posterior da RA plana e permitir que ele seja localizado plano focal da câmara. Isto irá permitir que as medições ópticas a partir da área de superfície máxima do átrio.
    5. Soga superior (VCS) e inferior (IVC) da veia cava por um fio de seda (4-0), esticar e fixar a outra extremidade do fio de sutura para a parte inferior de uma câmara revestida de silicone (ver Figura 3A). Certifique-se de que as suturas não bloqueiam acampo de vista óptico.
    6. Coloque o eletrodo de estimulação feito por encomenda na beira da RAA. Para fazer com que os eléctrodos, a utilização de silício revestidas de prata fios de diâmetro 0,25 mm, com distância inter-eléctrodo de 0,5 mm e desprovida de silício para um comprimento de 1 mm na extremidade de estimulação. Em seguida, coloque dois milímetros agulha ECG 12 (29 gauge) eletrodos monopolar perto da base dos ventrículos direito e esquerdo. Coloque o eletrodo ECG chão, perto do ápice dos ventrículos.
  2. coloração
    1. Desde ambos os corantes fluorescentes e blebbistatin desacoplador electro-mecânica são sensíveis à luz, execute todos os procedimentos descritos a seguir em um quarto escuro. Em primeiro lugar preparar corante sensível à tensão RH-237 ou di-4-ANNEPS como uma solução estoque, 1,25 mg / ml em sulfóxido de dimetilo (2,5 mM), que aliquota (30 mL cada) e armazenar as alíquotas a -20 ° C.
    2. Dilui-se 5-10 uL de solução de corante em 1 ml de solução de Tyrode aquecido (37 ° C) e em seguida injectá-lo na linha de perfusão coronáriaao longo de um período de 5-7 min utilizando um Luer porta de injecção em-linha.
    3. Prepare blebbistatin como uma solução-mãe (2 mg / ml em sulfóxido de dimetilo, 6,8 mM) com antecedência e armazená-lo a 4 ° C.
    4. Depois de 20 min de estabilização, adicionar (C 37 °) blebbistatin 0,5 ml de aquecido no perfusado e diluir 0,1 ml de blebbistatin em 1 ml de solução (37 ° C) de Tyrode aquecido. Em seguida, injectar na linha de perfusão coronária ao longo de um período de 5-7 min utilizando um Luer porta de injecção em-linha.

3. mapeamento óptico da SAN a partir da Preparação atrial isolada

  1. Instrumentação
    1. Para a preparação atrial isolada, isolar e canular o coração, tal como descrito acima nos passos 1,1-1,5 para a preparação de todo o coração.
    2. Dissecar os ventrículos para longe do lado anterior. Veja a Figura 1A, painel direito, corte # 1 para detalhes.
    3. Abra o RA, cortando através da va tricúspidelve (TV) ao longo do eixo TV-SVC. Veja a Figura 1A, painel direito, corte # 2 para mais detalhes.
    4. Cortar o membro medial da crista terminal para abrir o RAA. Veja a Figura 1A, painel direito, corte # 3.
    5. Abrir a parede livre do átrio anterior através da realização de um corte a partir da linha média do corte anterior # 3 para a aresta de canto inferior direito da RAA, achatar e fixar a parede livre do átrio ao fundo de uma câmara revestida de silicone. Ver a direcção indicada pela seta oca na Figura 1A, cortar # 4. Preservar um rebordo de tecido ventricular para fixar a preparação para evitar danos às aurículas.
    6. Da mesma forma, aberta LA cortando o MV ao longo do canto MV-superior do apêndice LA (LAA).
    7. Para abrir o LAA, cortado a partir do meio do AAE aberta, através da parede anterior livre do átrio até perto de uma borda do meio de AAE.
    8. Abra a fibrilação alo parede livre anteriorng no mesmo sentido, em seguida, achatar e fixá-lo para a parte inferior de uma câmara de Sylgard revestido.
    9. Parcialmente remover o tecido do septo interatrial. Isto irá reduzir a dispersão do sinal óptico a partir de tecido que não está em foco. Portanto, tanto a LA e RA, bem como a SAN e da junção atrioventricular (AVJ) são acessíveis nesta preparação (Figura 1B).
    10. Levanta a preparação final de cerca de 0,5 mm a partir do fundo da câmara revestida de silicone, a fim de permitir que a superfusão de ambas as superfícies do epicárdio e endocárdio.
    11. Superfuse com a preparação aquecido (37 ° C) solução de Tyrode a uma taxa constante de ~ 12 mL / min para um fluxo concentrado localizado perto do VPC e ~ 30 mL / min para um banho de superfusão.
    12. Coloque a estimulação feita por medida de Ag / AgCl 2 eléctrodo (0,25 mm de diâmetro) na extremidade do RAA dissecados. Em seguida, coloque dois milímetros agulha ECG 12 (29G) eletrodos (monopolar) perto da RAA e LAA, respectivamente. Coloque no chão ECG eleitosmontou perto da AVJ.
  2. coloração
    1. Executar uma aplicação directa do corante sensível à tensão (RH-237 ou di-4-ANNEPS). Para isso, dilui-se 1-2 mL da solução stock de corante em 1 mm de solução de Tyrode aquecido (37 ° C) e, lentamente, libertar o corante diluída sobre a superfície da preparação usando uma pipeta de 1 mm.
    2. Alternativamente, fibrilação realização da coloração com o corante sensível à tensão através de uma perfusão coronária do coração de Langendorff-perfundidos semelhante ao descrito acima para a preparação de todo o coração (passos 2.2.1-2.2.2).
      1. Após a coloração de perfusão coronária, isolar a preparação fibrilação tal como descrito. Realização da coloração de superfície adicional, quando necessário para atingir um nível satisfatório de fluorescência. isolamento atrial rápido não branquear o corante e não afeta a qualidade da coloração.
    3. Imobilizar a preparação com o eletro-mecânico desacoplador, blebbistatin. Diluir 3-5 ul blebbistatin solução estoque na solução de Tyrode aquecido (37 ° C) e, lentamente, libertar o blebbistatin diluída sobre a superfície da preparação e da solução circundante. Desde blebbistatin tem sido mostrado para ser leve, 13,14 evite exposição longa sensível à luz durante a preparação e coloração.
    4. Executar aplicativo blebbistatin adicional, tanto quanto necessário para suprimir a contração. Normalmente até 3 aplicações adicionais (3-5 ul por cada aplicação) pode ser utilizado para suprimir o artefacto de movimento suficiente a fim de reconstruir com precisão SAN e de activação do átrio.
    5. Adicionar mais 0,5 ml de blebbistatin aquecido no perfusado. Durante este procedimento, a pausa de superfusão durante 30 segundos para permitir que o corante / blebbistatin para corar o tecido atrial.

4. Mapeamento óptica Configurar

NOTA:. Uma descrição detalhada do sistema de mapeamento óptico é proporcionado noutro local 12

  1. Use uma câmera com um TEMporal resolução de 2.000 frames / seg ou superior, e uma série de lentes de condensador para chegar a resolução espacial de 100 mm / pixel ou superior. Isso é necessário para reconstruir a ativação SAN e propagação intranodal.
  2. Para reduzir o movimento artefato a partir da solução de vibração, corrigir uma pequena tampa de vidro sobre a superfície da solução sobre o coração / preparação atrial isolada.
  3. Use luz de excitação (520 ± 45 nm de comprimento de onda) fornecido por um-corrente constante, lâmpada de halogéneo de baixo ruído. Direcionar o feixe de luz filtrada para a preparação usando um guia de luz flexível bifurcada.
  4. Filtra-se a fluorescência emitida por um filtro passa longo (> 715 nm). Recolha, digitalizar e salvar o sinal fluorescente adquirida em um software de computador usando fornecido pelo fabricante da câmera.

5. Processamento de Dados

Nota: Os dados de mapeamento óptico é recolhido e armazenado como uma série de matrizes de intensidade de fluorescência em diferentes pontos de tempo. Cada represe pixelsnts uma medida da intensidade de fluorescência recolhido de um local específico na preparação de tecido em um ponto de tempo específico. fluorescência de fundo é automaticamente removido por pixel para permitir uma melhor visualização das mudanças de fluorescência produzidos por variações de tensão de membrana e invertida para corresponder com potenciais de ação (APs) medidos por sistemas de microeletrodos. Os detalhes dos diferentes passos no processamento de dados de imagens ópticas, incluindo segmentação de imagens, filtragem espacial, filtragem temporal e remoção de desvio da linha de base, são fornecidos na revisão focada 15.

  1. Manualmente ou usando o algoritmo especial (por exemplo, uma detecção de limiar ou a borda) 15 para determinar limites de tecido, criar uma máscara binária de 1 (pixels incluído) e 0 (pixels excluídos) e aplicar a máscara para cada quadro na seqüência. Este processo cria uma imagem binária que destaca as áreas de interesse para posterior processamento.
  2. Para melhorar a relação sinal-ruído do optdados do iCal, filtrar os sinais dentro das áreas de interesse seleccionados. Para isso, use espacial (ou seja, a média de pixels fluorescentes vizinhos, tal como definido por um bin convolução desejado ou kernel, por exemplo, 3 x 3, ou, para os dados ruidosos, 5 x 5) e / ou filtro temporal (por exemplo, Butterworth, tipo Chebyshev 1, Chebyshov tipo 2, elíptico, etc.) (Figura 2). Tenha em mente a possibilidade de artefatos induzida por filtrados na interpretação dos dados. Para mais detalhes, veja o comentário. 15
  3. Remover desvio da linha de base em gravações ópticas quando necessário (usando a filtragem passa-alta ou ajuste polinomial ao sinal original) e, em seguida, normalizar a cada sinal de pixel de 0 (fluorescência mínimo) a 1 (fluorescência máxima).
  4. Selecione uma janela de tempo que abrange os tempos de ativação de todos os pixels para um único propagação AP. Atribuir cada pixel seu tempo de activação como o tempo máximo de derivado movimento ascendente (df / dt max, onde F é fluorescenintensidade ce). Usando todos os tempos de ativação pixel, reconstruir o mapa de activação isócrono. Cada isocrônica mostrará assim os pixels activados ao mesmo tempo.
  5. Para reconstituir o mapa de distribuição de duração do PA (DPA), para cada pixel calcular a duração entre o momento de activação e o tempo a um nível específico de repolarização (por exemplo, a 80% de repolarização, APD 80). Usando todos os valores de pixel de APD, reconstruir a distribuição Mapa isócrono de APD. Cada isochron vai mostrar, assim, os pixels com o mesmo APD.
  6. Para calcular a velocidade de condução para a propagação AP, se ajustar à superfície da preparação dos dados de tempo de activação calculados em 5.4. Para isso, utilizar polinomial superfície de adaptação ou local alisamento da superfície do kernel e, em seguida, calcular os vectores de velocidade de condução do local a partir do gradiente da superfície equipada.
  7. Para criar o mapa repolarização, atribua cada pixel seu tempo de repolarização, definida como a segunda derivada máxima (d 2 F / dt2) do sinal óptico no final do OAP, ou o tempo de 90% de repolarização.

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Resultados

Mapeamento óptica do SAN Intact do coração perfundido-Langendorff
Um exemplo típico de um mapa de contorno activação RA reconstruída para o ritmo sinusal espontânea é mostrado na Figura 3 para um coração de rato perfundido de Langendorff-. O ponto de activação precoce está localizada dentro da região perto do intercaval SVC onde o SAN é definido anatomicamente. 3,16 mapas de contorno activação Dois RA adquiridos a 1,0 e 0,5 ms taxa de a...

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Discussão

Aqui, nós apresentamos dois tipos de preparações do rato san: 1) SAN intacta no coração toda Langendorff-perfundidos, e 2) SAN no isolado, abriu preparação atrial. Estes dois tipos de preparação servem diferentes propósitos experimentais. Na preparação do coração inteiro de Langendorff-perfundidos, a estrutura fibrilação intacta é preservado o que torna possível estudar arritmias atriais complexos, tais como fibrilação atrial, bem como as interacções entre o SAN e o átrio durante taquiarritmias reentrantes. 6...

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Divulgações

Nenhum conflito de interesse é declarado.

Agradecimentos

Somos apoiados pela start-up da University of Wisconsin-Madison Medical School (A.V.G.).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
camisa de águaRadnoti1660 Series Banho de tecido para procedimentos de isolamento de órgãos grandes ou células únicas Banho-maria
/ circuladorFisher Scientific1016S
amplificador de pressãoAD InstrumentsMLT0670
EMD Millipore Nylon Net FiltersFisher ScientificNY1102500
Transdutor de pressãoAD InstrumentosMLT0670
Pinos Minutien de Aço Inoxidável - 0.1 mm de DiâmetroFerramentas de Ciência Fina26002-10 
Bomba de perfusãoWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4LS
Bomba de superfusãoWorld Precision InstrumentsPERIPRO-4HS
Tesouras Vannas Tubingen Pinça World Precision Instruments503379
DumontPrecision Instruments501201, tesoura Mayo 500085
World Precision Instruments501750
Pinça hemostática KellyPrecision Instruments501241
pinça IrisWorld Precision Instruments15917
Iris tesouraWorld Precision Instruments501263
ECG 12 mm agulha (29-gauge) eletrodos (monopolar) AD InstrumentsMLA1203
porta de injeção Luer em linhaIbidi10820
Ultima-L Câmera CMOS SciMediaMiCAM-05 
lâmpada halógenaMoritex USA IncMHAB-150W
NaClFisher ScientificS271-1
CaCl2 (2H2O)Fisher ScientificC79-500
KClFisher ScientificS217-500
MgCl2 (6H2O)Fisher ScientificM33-500
NaH2PO4 (H2O)Fisher ScientificS369-500
NaHCO3Fisher ScientificS233-3
D-glicoseFisher ScientificD16-1
BlebbitatinaTocris Bioscience1760
RH237ThermoFisher ScientificS1109
Sulfóxido de dimetila (DMSO)Sigma-AldrichD2650
World World

Referências

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).
  2. Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells & tissues. Circ Res. 110 (4), 609-623 (2012).
  3. Fedorov, V. V., Glukhov, A. V., Chang, R. Conduction barriers and pathways of the sino-atrial pacemaker complex: their role in normal rhythm and atrial arrhythmias. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2012).
  4. Boyett, M. R., Honjo, H., Kodama, I. The sinoatrial node, a heterogeneous pacemaker structure. Cardiovasc Res. 47 (4), 658-687 (2000).
  5. Glukhov, A. V., et al. Sinoatrial Node Reentry in a Canine Chronic Left Ventricular Infarct Model: The Role of Intranodal Fibrosis and Heterogeneity of Refractoriness. Circ Arrhythm Electrophysiol. , (2013).
  6. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex. Eur Heart J. 36 (11), 686-697 (2015).
  7. John, R. M., Kumar, S. Sinus Node and Atrial Arrhythmias. Circulation. 133 (19), 1892-1900 (2016).
  8. Swaminathan, P. D., et al. Oxidized CaMKII causes cardiac sinus node dysfunction in mice. J Clin Invest. 121 (8), 3277-3288 (2011).
  9. Glukhov, A. V., Fedorov, V. V., Anderson, M. E., Mohler, P. J., Efimov, I. R. Functional anatomy of the murine sinus node: high-resolution optical mapping of ankyrin-B heterozygous mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299 (2), H482-H491 (2010).
  10. Egom, E. E., et al. Impaired sinoatrial node function and increased susceptibility to atrial fibrillation in mice lacking natriuretic peptide receptor C. J Physiol. 593 (5), 1127-1146 (2015).
  11. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  12. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. J Vis Exp. (55), e3275(2011).
  13. Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart Rhythm. 4 (5), 619-626 (2007).
  14. Swift, L. M., et al. Properties of blebbistatin for cardiac optical mapping and other imaging applications. Pflugers Arch. 464 (5), 503-512 (2012).
  15. Laughner, J. I., Ng, F. S., Sulkin, M. S., Arthur, R. M., Efimov, I. R. Processing and analysis of cardiac optical mapping data obtained with potentiometric dyes. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (7), H753-H765 (2012).
  16. Liu, J., Dobrzynski, H., Yanni, J., Boyett, M. R., Lei, M. Organisation of the mouse sinoatrial node: structure and expression of HCN channels. Cardiovasc Res. 73 (4), 729-738 (2007).
  17. Verheijck, E. E., et al. Electrophysiological features of the mouse sinoatrial node in relation to connexin distribution. Cardiovasc Res. 52 (1), 40-50 (2001).
  18. Krishnaswamy, P. S., et al. Altered parasympathetic nervous system regulation of the sinoatrial node in Akita diabetic mice. J Mol Cell Cardiol. 82, 125-135 (2015).
  19. Nygren, A., Lomax, A. E., Giles, W. R. Heterogeneity of action potential durations in isolated mouse left and right atria recorded using voltage-sensitive dye mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (6), H2634-H2643 (2004).
  20. Efimov, I. R., Fedorov, V. V., Joung, B., Lin, S. F. Mapping cardiac pacemaker circuits: methodological puzzles of the sinoatrial node optical mapping. Circ Res. 106 (2), 255-271 (2010).
  21. Aschar-Sobbi, R., et al. Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFalpha. Nat Commun. 6, 6018(2015).
  22. Hansen, B. J., et al. Atrial fibrillation driven by micro-anatomic intramural re-entry revealed by simultaneous sub-epicardial and sub-endocardial optical mapping in explanted human hearts. Eur Heart J. 36 (35), 2390-2401 (2015).
  23. Lang, D., Petrov, V., Lou, Q., Osipov, G., Efimov, I. R. Spatiotemporal control of heart rate in a rabbit heart. J Electrocardiol. 44 (6), 626-634 (2011).
  24. Kanlop, N., Sakai, T. Optical mapping study of blebbistatin-induced chaotic electrical activities in isolated rat atrium preparations. J Physiol Sci. 60 (2), 109-117 (2010).
  25. Glukhov, A. V., Flagg, T. P., Fedorov, V. V., Efimov, I. R., Nichols, C. G. Differential K(ATP) channel pharmacology in intact mouse heart. J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 152-160 (2010).
  26. Wu, J., et al. Altered sinoatrial node function and intra-atrial conduction in murine gain-of-function Scn5a+/DeltaKPQ hearts suggest an overlap syndrome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (7), H1510-H1523 (2012).

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