Method Article

Protocolo para Microplásticos Amostragem na superfície do mar e análise de amostras

DOI:

10.3791/55161

⸱

December 16th, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Sector for Marine Waters, Institute for water of the Republic of Slovenia, 2Laboratory for Polymer Chemistry and Technology, National Institute for Chemistry Slovenia

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo seguinte descreve a metodologia para: amostragem microplásticos à superfície do mar, a separação de identificação microplástico e química das partículas. Este protocolo está em linha com as recomendações para monitorização microplásticos publicados pelo MSFD Subgrupo Técnico sobre lixo marinho.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A poluição por microplásticos no ambiente marinho é um tópico científico que tem recebido cada vez mais atenção na última década. A maioria das publicações científicas aborda a poluição microplástica da superfície do mar. O protocolo abaixo descreve a metodologia para amostragem, preparação de amostras, separação e identificação química de partículas microplásticas. Uma rede de manta fixada em uma "armação A" presa ao lado do navio foi usada para amostragem. As partículas microplásticas capturadas na extremidade do saco da rede foram separadas das amostras por identificação visual e uso de estereomicroscópios. As partículas foram analisadas quanto ao seu tamanho usando um programa de análise de imagens e quanto à sua estrutura química usando ATR-FTIR e micro espectroscopia FTIR. O protocolo descrito está em consonância com as recomendações para a monitorização de microplásticos publicadas pelo Subgrupo Técnico sobre Lixo Marinho da Diretiva-Quadro Estratégia Marinha (DQEM). Este protocolo escrito com guia em vídeo apoiará o trabalho de pesquisadores que lidam com o monitoramento de microplásticos em todo o mundo.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A poluição por microplásticos no mar representa uma preocupação crescente para a sociedade contemporânea, devido ao constante aumento da produção de plástico e seu posterior descarte e acúmulo no ambiente marinho1. Mesmo que o lixo plástico não entrasse mais nos mares, a poluição por microplásticos continuaria a crescer devido à fragmentação do lixo plástico já existente no mar2. A maioria dos estudos de poluição por microplásticos foi realizada em ecossistemas marinhos e de água doce e abordou principalmente a poluição da superfície do mar3.

O termo microplástico refere-se a partículas de plástico menores que 5 mm no tamanho4. Este termo descreve uma mistura heterogênea de partículas, que pode diferir em tamanho (de alguns mícrons a vários milímetros), cor e forma (de formas muito diferentes de fragmentos a fibras longas). As partículas microplásticas podem ser de origem primária ou secundária5. O microplástico de origem primária é fabricado como pequenas partículas usadas na indústria de cosméticos (creme de pilling, etc.) ou na indústria química como precursor de outros produtos plásticos (por exemplo, pellets de plástico usados na indústria de plástico). Os microplásticos de origem secundária surgem através da degradação de pedaços plásticos maiores no ambiente devido a processos físicos e químicos, induzidos pela luz, calor, oxigênio, água e organismos6. Em 2015, foram definidos quatro tipos de fontes de microplásticos: lixo plástico maior, produtos de limpeza, medicamentos e têxteis6. Presume-se que a principal fonte (80 %) de lixo de plástico maior seja terrestre7. O microplástico de produtos cosméticos, medicamentos e têxteis entra nos ecossistemas aquáticos por meio de esgoto e águas pluviais6. As partículas microplásticas mais frequentemente encontradas nos ecossistemas aquáticos são fragmentos de lixo plástico maior e fibras têxteis8.

Os microplásticos têm vários efeitos negativos no meio ambiente. Seu pequeno tamanho permite que eles entrem na cadeia alimentar por meio da ingestão por organismos marinhos9, 10. As partículas ingeridas podem causar danos físicos ou bloquear o sistema digestivo dos animais11. As partículas também podem ser portadoras de poluentes orgânicos persistentes (POPs). Sua superfície hidrofóbica e proporção favorável de grande área de superfície para pequeno volume permitem que os POPs sejam adsorvidos nos microplásticos12. No ambiente ou no sistema digestivo dos animais que os ingerem, os POPs e outros aditivos plásticos podem ser lixiviados de partículas microplásticas13.

Estudos anteriores relataram a presença ubíqua de microplásticos no ambiente marinho3, desde a coluna de água até os sedimentos de fundo. A ameaça da poluição por microplásticos já foi identificada pela Diretiva-Quadro Estratégia Marinha na UE e, consequentemente, foi aconselhada a monitorização obrigatória dos microplásticos14. Por conseguinte, o Subgrupo Técnico da UE sobre o Lixo Marinho (TSG-ML) elaborou recomendações para a monitorização dos microplásticos nos mares europeus15. Assim, as diretrizes de vídeo para amostragem de microplásticos são de grande importância, pois apoiam o monitoramento comparativo e um processo de gerenciamento coerente em todo o mundo.

Este protocolo foi desenvolvido no âmbito do projeto DeFishGear para o primeiro monitoramento da poluição por microplásticos no Mar Adriático. Foram tidas em conta as recomendações do documento «Orientações sobre a monitorização do lixo marinho nos mares europeus» do TSG-ML15. Este protocolo descreve a metodologia para amostragem de microplásticos na superfície do mar, separação de microplásticos das amostras e análise química de partículas de microplástico para confirmar que as partículas são de material plástico e identificar o tipo de plástico. A amostragem foi feita com o uso de uma rede manta, que é o equipamento mais adequado para amostragem em águas calmas16. A separação dos microplásticos das amostras foi realizada por identificação visual usando um estereomicroscópio. As partículas isoladas foram posteriormente identificadas quimicamente usando espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) e espectroscopia micro FTIR.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Amostragem de microplásticos na superfície do mar

  1. Implantar a rede manta do lado do navio que utiliza um boom spinnaker ou «» A-frame usando linhas e mosquetões.
  2. Implantar a rede manta fora da zona de esteira (aprox. 3 - 4 m de distância do barco), a fim de evitar a coleta de água afetada pela turbulência dentro da zona de esteira.
  3. Anote as coordenadas GPS iniciais e tempo inicial na folha de dados.
  4. Comece a mover-se em uma direcção em linha recta com uma velocidade de aprox. 2 - 3 nós durante 30 minutos e iniciar a medida de tempo.
  5. Após 30 min parar o barco e anote coordenadas finais de GPS, o comprimento do percurso (a forma mais correta é para calcular o comprimento das coordenadas de GPS) ea velocidade média do barco para a folha de dados fornecido e levante a rede manta de a água.
  6. Lavar o líquido de manta completamente do lado de fora do líquido com água do mar através de uma bomba submersível ou água dos wa barcoreservatório ter. Enxaguar na direcção da boca de manta para a extremidade de saco, a fim de concentrar todas as partículas aderentes ao líquido para dentro da extremidade de bacalhau.
    Nota: Nunca enxaguar a amostra através da abertura da rede, a fim de evitar a contaminação.
  7. Remover com segurança o fim bacalhau e separar na amostra no bacalhau terminar através de um 300 um tamanho de malha de crivo ou menos.
  8. Lavar a extremidade de saco completamente do lado de fora e deite o resto da amostra através da peneira. Repita este passo até que não haja mais nenhum partículas dentro do final de bacalhau.
  9. Concentra-se todo o material retido no peneiro em uma parte da peneira.
  10. Com o uso de um funil, enxaguar a peneira em um frasco de vidro ou garrafas de plástico com 70% de etanol.
  11. Feche a garrafa, limpe-o com toalhas de papel e rotular a tampa e fora do frasco com o nome da amostra e data com o marcador à prova de água (você também deve colocar uma segunda etiqueta escrita com um lápis no papel velum em um frasco para evitar a possível perda doo nome da amostra devido ao rótulo apagados no frasco). Transferir garrafa de plástico etiquetados na caixa legal.
    Nota a condições gerais de amostragem: A velocidade do vento não deve ser mais do que dois de Beaufort, uma vez que as ondas são demasiado elevado e o líquido não é estável à superfície do mar. É importante manter um curso linear constante a uma velocidade constante durante as redes de arrasto. Metade da abertura líquida manta deve ser submersa durante a amostragem. Duração da amostragem deve ser de 30 min (em casos em que há uma grande quantidade de material natural, por exemplo plâncton Bloom, a duração da recolha de amostras pode ser mais curto). Evite o uso de ferramentas de plástico e recipientes. Evite roupas sintéticas (por exemplo, lã), cordas e contato do líquido com manta embarcação para evitar a contaminação da amostra. Tenha muito cuidado para não danificar a rede manta ou o casco do barco durante a implantação e capturando a rede.

2. Separação de microplásticos das amostras da superfície do mar

  1. Se a amostra não contenhaquaisquer itens maiores do que 25 mm e parece estar limpa, continuar directamente com a etapa 3.
  2. Despeje amostra através do (tamanho mm malha ≤300) peneira e remover todos os objetos de areia naturais ou artificiais, de um tamanho> 5 mm (macro e mezzo maca) a partir da amostra, usando a identificação visual e pinças. Tenha cuidado para enxaguar cada objeto removido cuidadosamente com água destilada a fim de eliminar qualquer lixo microplástico aderiram a ele. Armazenar todos os objetos de areia naturais e artificiais em recipientes separados. Seca-se todos os objectos da maca naturais e artificiais em um exsicador (ou ao ar livre, mas de uma cápsula fechada) e pesar. Identificar todos os objetos de maca> 25 mm (maca macro) de acordo com a lista principal de categorias de objectos maca 16.
  3. Depois de retirar todos os objetos maiores, concentrar todas as peças restantes em uma parte da peneira utilizando garrafas de esguicho ou água da torneira. Vazar a amostra para um recipiente de vidro usando uma quantidade mínima de 70% de etanol com a ajuda de um funnel.
    Nota: Neste passo, o uso de 70% de etanol é crucial para preservar a amostra. Também na etapa da inspeção visual da amostra, etanol ajuda a descolorir os organismos e plásticos coloridos, portanto, tornam-se mais fáceis de encontrar.
  4. Pegue uma pequena quantidade da amostra (subamostra) e coloque em uma placa de Petri de vidro. Analisar a amostra com o uso de um microscópio estereoscópico (20 - 80x de zoom) e procurar partículas microplástico.
  5. Cada partícula microplástico devem ser classificados em uma das categorias listadas na Tabela 1 e colocado em uma placa de Petri ou outros recipientes de vidro, marcada com um nome de categoria. A placa de Petri necessita de ser fechada em todos os momentos.
    Nota: Ao separar microplásticos de sua amostra ser conservador e selecionar mais em vez de menos partículas para a análise. A estrutura química real das partículas ainda será determinado mais tarde. Certifique-se de analisar objetos maiores de todos os lados como microplásticos pode ser preso e, portanto, escondido sob itens maiores.Também pode ser útil para mover objectos já analisados ​​para um lado da placa de Petri.
  6. Coloque a placa de Petri sob o microscópio com equipamentos de medição (regente ocular calibrado pelo software de slides micrómetros ou análise de imagem) e medir o tamanho de cada partícula (medir a maior diagonal), com exceção filamentos, e observe a sua cor. Cada subamostra deve ser revisto por outra pessoa. Ter cuidado para enxaguar o recipiente de vidro contendo a amostra de modo a que todas as partículas que aderem às paredes de vidro são lavadas dentro da placa de Petri.
  7. Pesar as partículas microplástico de cada categoria separadamente através da utilização de escala analítica. microplástico partículas necessitam de ser secos antes da pesagem. A placa de Petri fechada pode ser colocada num exsicador ou as amostras podem ser deixadas a secar numa placa de fechada até que as partículas se tornou seco (o peso da placa de Petri fechada, com partículas é constante).
  8. Identificar micro ninhada. Ao analisar uma amostra em busca de microplásticos, por favor considere quealgumas partículas serão facilmente visíveis (cor, forma, tamanho), enquanto outros podem ser mais complicado de encontrar. Abaixo estão algumas características que identificam partículas microplástico na amostra: Por exemplo, nenhuma estrutura celular,,, bordas irregulares afiadas tortos, espessura uniforme, cores distintas (azul, verde, amarelo, etc.).

3. Identificação química de microplásticos

  1. Espectroscopia de ATR-FTIR
    1. Antes da análise de limpar o sistema de detecção com álcool e um pano que não solte fiapos.
    2. Gravar um espectro de fundo. Colocar a amostra no suporte de amostras e recolher os espectros. Identificar os espectros FTIR ATR- obtido usando uma comparação automatizado do espectro obtido com os espectros numa base de dados.
  2. Espectroscopia Micro ATR-FTIR
    1. Antes da análise de limpar o sistema de detecção com álcool e um pano que não solte fiapos.
    2. Colocar a amostra num filtro de vidro. Nota: Outros filtros podem ser nósEd mas a sua natureza polimérica pode interferir com a caracterização.
    3. Coloque o filtro com a amostra sobre a mesa de digitalização automática e utilizar o joystick para localizar a amostra.
    4. Gravar uma imagem óptica e marcar uma área (por exemplo, 20 por 20 mm) onde a amostra será caracterizado.
    5. Gravar um espectro de fundo.
    6. Colocar a amostra no suporte de amostras e recolher os espectros no local predefinido.
    7. Identificar o micro espectros ATR-FTIR obtido usando uma comparação automatizado do espectro obtido com os espectros numa base de dados.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O primeiro resultado do protocolo descrito são partículas microplástico classificados em seis categorias de acordo com as suas características visuais (Tabela 1). A primeira categoria, e normalmente a mais abundante, são fragmentos (Figura 1). Eles são rígidos, grosso, com bordas afiadas tortos e uma forma irregular. Eles podem estar numa variedade de cores diferentes. A segunda categoria são películas (Figura 2). Eles também aparecer em formas irregulares, mas em comparação com os fragmentos, que são finos e flexíveis e normalmente transparente. A terceira categoria são peletes (Figura 3), geralmente proveniente de indústria de plásticos. Eles são irregulares, formas redondas, e, normalmente, maior em tamanho, cerca de 5 mm de diâmetro. Eles são geralmente plana de um lado e pode ser de várias cores. A quarta categoria são grânulos (Figura 4). Em comparação com pelotas, que têm uma forma redonda regular, e geralmente um tamanho menor, cerca de 1 mm de diâmetro. Eles aparecem em cores naturais(Branco, bege, marrom). A quinta categoria são filamentos (Figura 5). Eles são, ao lado de fragmentos, o tipo mais abundante de partículas microplástico. Eles podem ser curto ou longo, com diferentes espessuras e cores. A última categoria são as espumas (Figura 6). Eles na maioria das vezes vêm de grandes partículas de isopor. Eles são uma forma suave, irregular e branco para cor amarela.

O principal resultado do microplásticos amostragem e análise da amostra é o número de partículas de microplástico por amostra. Estes dados podem ainda ser normalizada por km 2. A fórmula utilizada para a normalização é:

partículas de microplástico por área de amostra / amostragem,

onde a área de amostragem é calculado multiplicando-se a distância de amostragem por a largura da abertura da rede de manta (Tabelas 2, 3; Figura 7). Além disso, as partículas podem ser analisados ​​com imsoftware de análise de idade. Os resultados incluem o comprimento máximo e a área de cada partícula (Tabela 4). Figura 8a mostra partículas antes de análise de imagem e figura 8b é após análise de imagem, onde cada partícula é medido e numeradas. Finalmente, uma análise química do número total ou mais alto possível de partículas por amostra é recomendado. Utilizando espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier de um espectro de partícula seleccionado é adquirido, como mostrado na Figura 9. Este espectro é depois comparado com o espectro da biblioteca de software (Figura 10). O resultado final irá mostrar se uma dada partícula é de plástico ou não, e indicar o tipo de plástico a partir da estrutura química.

1 fragmentos
2 Films
3 Pellets
4 grânulos
5 filamentos
6 Espuma s

Tabela 1: Categorias de partículas de microplástico.

figure-results-1
Figura 1: Exemplo de partículas da categoria: Fragmentos. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2: Exemplo de partículas da categoria: Filmes. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

/55161fig3.jpg "/>
Figura 3: Exemplo de partículas da categoria: peletes. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-3
Figura 4: Exemplo de partículas da categoria: grânulos. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-4
Figura 5: Exemplo de partículas da categoria: filamentos. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.


Figura 6: Exemplo de partículas da categoria: Espumas. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
distância de amostragem [km] 2
width Manta [km] 0,0006
Área de amostragem [km 2] 0,0012

Tabela 2: Exemplo de dados da pesquisa, utilizados para o cálculo das partículas de microplástico por km 2.

Não Não / km 2
fragmentos 301 250833
filmes 45 37500
pelotas 15 12500
grânulos 8 6667
espumas 33 27500
filamentos 223 185833

Tabela 3: Exemplo de resultados de pesquisa, onde os dados divididos em 6 grupos são contadas e normalizada por km 2 (n - número de partículas).

figure-results-5
Figura 7: Exemplo de resultados representativos Após a categorização visual de partigos (n - número de partículas). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

índice Região Área [mm²] Comprimento máximo [mm]
1 8.010 5.506
2 10.517 5.628
3 12.185 5.429
4 3.367 3.367
5 2.475 2.155
6 1.809 2.943
7 6,604 5.238
8 5.779 4,037
9 4.472 3.791
10 16,907 5.355
11 7.246 3.733
12 7,867 4.622
13 6.411 5.056
14 3.281 3.070
15 12,937 5,554
16 6,709 3.716

Tabela 4: Exemplo de resultados de análise de imagem, onde a área de [mm2] e comprimento máximo [mm] de cada partícula são medidos.

figure-results-6
Figura 8: Exemplo de uma imagem adquirida) antes e b) após a análise de imagem das partículas com o software de análise de imagem.ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55161/55161fig8large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-7
Figura 9: Exemplo de um espectro medido sobre uma partícula seleccionado com picos marcados e os seus comprimentos de onda [cm -1]. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-8
Figura 10: Exemplo de comparação de espectros adquiridos a partir de partículas selecionadas para melhor corresponder a partir da biblioteca de espectros ATR-FTIR. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Microplásticos amostragem na superfície do mar pela rede manta é um método amplamente utilizado para a amostragem de microplásticos na superfície do mar, mas até agora não houve nenhuma metodologia unificada. Um grande volume de água pode ser filtrada através da rede manta, assim, a possibilidade de prender um número relevante de microplásticos é alta e os resultados são percebidos para ser confiável. Comparabilidade dos resultados entre diferentes amostras é assegurada pela normalização. No nosso caso, as concentrações foram relacionados com a área de amostragem multiplicando distância de arrasto por a largura horizontal da abertura da rede. Outra opção é a utilização de um medidor de fluxo, fixada na abertura líquido. O uso de um medidor de fluxo é possível, uma vez que o líquido de manta com as suas abas laterais é muito estável sobre a superfície do mar e, por conseguinte, movimentada sobre as ondas é mínima. Um medidor de fluxo regista o volume de água filtrada e, portanto, permite a normalização de resultados por volume de água de amostragem 16.

As redes de manta utilizadas com mais frequência tem em torno de 300 mm de tamanho de malha e são 3-4,5 m de comprimento. Estas dimensões foram optimizadas para evitar o entupimento da rede e para permitir que a amostragem de um volume de água tão grande quanto possível. velocidade de pesca de arrasto é recomendado para ser entre 2-3 nós, mas é dependente da altura de onda, velocidade do vento e correntes marítimas. É muito importante que a rede manta está sob supervisão o tempo todo durante a amostragem e se ele começa hopping, a velocidade de arrasto deve ser reduzida. O tempo de arrasto é recomendado para ser de cerca de 30 minutos, mas depende concentrações seston. Pode acontecer que, por vezes, seston entope a rede manta. Neste caso, a pesca de arrasto deve ser interrompido imediatamente, caso contrário, as partículas de microplástico pode ser perdido ea rede pode ficar danificado. Manta líquido é o mais frequentemente fixo a partir do lado do navio. Esta é também a opção mais adequado, enquanto o líquido de manta é certamente fora da zona de passagem. Em algumas pesquisas net manta foi fixado a partir da popa da embarcação17, 18, mas, nesse caso, você tem que ter certeza de que a rede está fora da zona de esteira. A distância, em que a rede de arrasto é ajustado para amostragem, deve ser determinada individualmente, uma vez que a zona de turbulência causada pelo recipiente varia entre o tamanho do recipiente e da velocidade da embarcação 19, 20.

Separação de partículas microplástico das amostras da superfície do mar é mais frequentemente feito apenas por identificação visual 21. As partículas com mais de 1 mm, podem ser identificados facilmente a olho nu, enquanto as partículas mais pequenas do que 1 mm de exigir a utilização de um estereomicroscópio. Para reduzir a possibilidade de confundir as partículas não-plástico com as de plástico, utilizando a luz de polarização em oculares é recomendado. A possibilidade de erro de identificação de partículas de plástico fica maior com partículas menores. Assim, as partículas> 0,5 milímetros só pode ser identificada visualmente 21, pela utilização de microscópio estereoscópico. Para partículas mais pequenas do que 0,5 milímetrosum método adicional, mais preciso é necessário, por exemplo micro espectroscopia de ATR-FTIR 21.

Durante o processo de separação microplásticos a partir da amostra a possibilidade de contaminação da amostra com os filamentos no ar é muito alta. Por esta razão, controlar placas de Petri deixada em aberto na mesa de trabalho são fortemente recomendados para a identificação de potenciais contaminantes partículas transportadas pelo ar. Nomeadamente, a qualidade dos dados depende fortemente: 1) a precisão da pessoa que trabalha com a amostra, 2) a qualidade e ampliação do microscópio estereoscópico, e 3) a quantidade de matéria orgânica na amostra 16. Após a identificação visual é fortemente recomendada para analisar as partículas classificadas com uma das técnicas disponíveis para a identificação química do material 8.

Existem vários métodos para a identificação de polímero, entre os quais a espectroscopia de infravermelho e espectroscopia Raman são os mais frequenqüentemente utilizado 22. espectroscopia FTIR e Raman são técnicas complementares e sua precisão é semelhante. No nosso protocolo, o FTIR e espectroscopia de FTIR com micro "reflectância total atenuada" (ATR) são apresentados. Eles são simples de usar e permitem resultados rápidos e precisos. Polímeros plásticos possuem espectros altamente específica de infravermelhos (IR), com padrões de bandas distintas, tornando assim espectroscopia de IV uma técnica ideal para a identificação de microplásticos 21. A energia de radiação IV excita uma vibração molecular específico quando interagindo com uma amostra, que permite a medição dos espectros de infravermelho característico 22. Espectroscopia FTIR também pode fornecer informações adicionais sobre as partículas, tais como intensidade da oxidação 23 e nível de degradação 24. Enquanto ATR-FTIR é adequado para a identificação química das partículas de maior dimensão (> 0,5 mm), micro espectroscopia de ATR-FTIR pode fornecer informações sobre a estrutura química de partículas & #60; 0,5 mm, uma vez que combina a função de um microscópio e um espectrómetro de infravermelhos.

Antes de utilizar FTIR e espectroscopia FTIR micro, partículas microplástico tem que ser previamente seca, uma vez que a água absorve fortemente a radiação IR 22, e purificada, caso em que são cobertos com biofilmes e / ou outros aderentes orgânicos e inorgânicos, que podem influenciar os espectros de IV. A maneira mais não-invasiva para purificar amostras é de agitação e lavagem com água fresca 25. Se isso não for suficiente, então recomenda-se a utilização de peróxido de hidrogénio a 30%. Todos os outros métodos podem ter efeitos negativos sobre as partículas de microplástico (por exemplo, limpeza ultra-sônica pode ainda quebrar partículas, fortes de soluções ácidas ou alcalinas podem danificar vários polímeros plásticos, etc.) e, portanto, seu uso não é recomendado. Mais promissora é a utilização de uma digestão enzimática sequencial como um passo de purificação amigável plástico. A purificação utilizando enzimas diferentes técnicas (por exemplo lipase, umamylase, proteinase, quitinase, celulase, proteinase-K) tem sido aplicada com sucesso para a redução de uma matriz biológica do plâncton e assim provou ser uma técnica valiosa para minimizar artefactos de matriz durante FTIR medições de espectroscopia 22.

Separação de microplásticos por identificação visual e identificação química das partículas seleccionadas são processos extremamente demorados. Este trabalho tem de ser feito por uma pessoa precisa e paciente que tem experiência com oculares, não apenas no reconhecimento das partículas de plástico, mas também no reconhecimento de matéria biológica. Mesmo uma pessoa experiente não pode discriminar todas as partículas de microplástico potenciais de forma inequívoca a partir de quitina ou diatomáceas fragmentos 22. Portanto, a taxa de erro de classificação visual varia de 20% 26 a 70% 21 e aumenta com a diminuição do tamanho de partícula.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada a divulgar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O desenvolvimento deste protocolo foi fundada pelo Programa de Cooperação IPA Adriático Transfronteiriça 2007-2013, no âmbito do projecto DeFishGear (1 ° str / 00010).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Neste protocolo não foram utilizados equipamentos ou reagentes específicos.

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Plastic accumulation in the North Atlantic subtropical gyre. Science. 329 (5996), 1185-1188 (2010).">Law, K. L., et al. Plastic accumulation in the North Atlantic subtropical gyre. Science. 329 (5996), 1185-1188 (2010).
  2. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 185-200 (2015).">Thompson, R. C. Microplastics in the marine environment: Sources, consequences and solutions. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 185-200 (2015).
  3. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 245-307 (2015).">Lusher, A. Microplastics in the marine environment: distribution, interactions and effects. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 245-307 (2015).
  4. Arthur, C., Baker, J., Bamford, H. Proceedings of the International Research Workshop on the Occurrence, Effects, and Fate of Microplastic Marine Debris, September 9-11. , NOAA. NOAA Technical Memorandum NOS-OR&R30 (2008).
  5. Microplastics in the marine environment. Marine pollution bulletin. 62 (8), 1596-1605 (2011).">Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine pollution bulletin. 62 (8), 1596-1605 (2011).
  6. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 229-244 (2015).">Browne, M. A. Sources and pathways of microplastics to habitats. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 229-244 (2015).
  7. UNEP's REGIONAL SEAS PROGRAMME. , UNEP. (2005).">Marine litter: an analytical overview. UNEP's REGIONAL SEAS PROGRAMME. , UNEP. (2005).
  8. SFRA0025: Identification and Assessment of Riverine Input of (Marine) Litter, Final Report for the European Commission DG Environment under Framework Contract No ENV.D.2/FRA/2012/0025. , European Commission DG Environment. (2015).">van der Wal, M., et al. SFRA0025: Identification and Assessment of Riverine Input of (Marine) Litter, Final Report for the European Commission DG Environment under Framework Contract No ENV.D.2/FRA/2012/0025. , European Commission DG Environment. (2015).
  9. Ingestion and transfer of microplastics in the planktonic food web. Environmental pollution. 185, 77-83 (2014).">Setälä, O., Fleming-Lehtinen, V., Lehtiniemi, M. Ingestion and transfer of microplastics in the planktonic food web. Environmental pollution. 185, 77-83 (2014).
  10. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis. (L.) to Carcinus maenas (L). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).">Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis. (L.) to Carcinus maenas (L). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
  11. The physical impacts of microplastics on marine organisms: a review. Environmental Pollution. 178, 483-492 (2013).">Wright, S. L., Thompson, R. C., Galloway, T. S. The physical impacts of microplastics on marine organisms: a review. Environmental Pollution. 178, 483-492 (2013).
  12. Transport of persistent organic pollutants by microplastics in estuarine conditions. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 140, 14-21 (2014).">Bakir, A., Rowland, S. J., Thompson, R. C. Transport of persistent organic pollutants by microplastics in estuarine conditions. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 140, 14-21 (2014).
  13. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine pollution bulletin. 62 (12), 2588-2597 (2011).">Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine pollution bulletin. 62 (12), 2588-2597 (2011).
  14. Microplastics in oceans. Marine Pollution Bulletin. 62, 1589-1591 (2011).">Zarfl, C., et al. Microplastics in oceans. Marine Pollution Bulletin. 62, 1589-1591 (2011).
  15. Hanke, G., et al. MSFD GES technical subgroup on marine litter. Guidance on monitoring of marine litter in European Seas. , Joint Research Centre-Institute for Environmente and Sustainability. Publications Office of the European Union. Luxembourg. (2013).
  16. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 201-227 (2015).">Löder, M. G. J., Gerdts, G. Methodology used for the detection and indentification of microplastics - A critical appraisal. Marine anthropogenic litter. , Springer International Publishing. 201-227 (2015).
  17. Marine neustonic microplastics around the southeastern coast of Korea. Marine pollution bulletin. 96 (1), 304-312 (2015).">Kang, J. H., Kwon, O. Y., Lee, K. W., Song, Y. K., Shim, W. J. Marine neustonic microplastics around the southeastern coast of Korea. Marine pollution bulletin. 96 (1), 304-312 (2015).
  18. Microplastics in Arctic polar waters: the first reported values of particles in surface and sub-surface samples. Scientific reports. 5, (2015).">Lusher, A. L., Tirelli, V., O'Connor, I., Officer, R. Microplastics in Arctic polar waters: the first reported values of particles in surface and sub-surface samples. Scientific reports. 5, (2015).
  19. Transient Marangoni waves due to impulsive motion of a submerged body. International Applied Mechanics. 40 (6), 709-714 (2004).">Shu, J. -J. Transient Marangoni waves due to impulsive motion of a submerged body. International Applied Mechanics. 40 (6), 709-714 (2004).
  20. Ship wakes: Kelvin or Mach angle. Physical Review Letters. 110 (21), 214503(2013).">Rabaud, M., Moisy, F. Ship wakes: Kelvin or Mach angle. Physical Review Letters. 110 (21), 214503(2013).
  21. Microplastics in the marine environment: a review of the methods used for identification and quantification. Environmental science & technology. 46 (6), 3060-3075 (2012).">Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: a review of the methods used for identification and quantification. Environmental science & technology. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  22. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environmental Chemistry. 12 (5), 563-581 (2009).">Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environmental Chemistry. 12 (5), 563-581 (2009).
  23. The degradation potential of PET bottles in the marine environment: An ATR-FTIR based approach. Scientific reports. 6, 23501(2016).">Ioakeimidis, C., et al. The degradation potential of PET bottles in the marine environment: An ATR-FTIR based approach. Scientific reports. 6, 23501(2016).
  24. Quantitative analysis of small-plastic debris on beaches in the Hawaiian archipelago. Marine pollution bulletin. 48 (7), 790-794 (2004).">McDermid, K. J., McMullen, T. L. Quantitative analysis of small-plastic debris on beaches in the Hawaiian archipelago. Marine pollution bulletin. 48 (7), 790-794 (2004).
  25. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Marine pollution bulletin. 77 (1-2), 177-182 (2013).">Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Marine pollution bulletin. 77 (1-2), 177-182 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microplastics SamplingSea Surface SamplingManta Net DeploymentVisual IdentificationStereomicroscope AnalysisATR FTIR SpectroscopyMicro FTIR SpectroscopyImage Analysis ProgramParticle Size MeasurementChemical Characterization

Related Articles