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Artigo de método

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

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DOI:

10.3791/55531

⸱

1 de julho de 2017

 ,  ,  , 
1Laboratory for Environmental Research, University of Nova Gorica, 2Sector for Marine Waters, Institute for Water of the Republic of Slovenia

Neste artigo

Resumo

Os microplasticos atuam como vetor de contaminantes orgânicos potencialmente tóxicos com efeitos imprevisíveis. Este protocolo descreve uma metodologia alternativa para avaliar os níveis de pesticidas organoclorados adsorvidos em pellets de plástico e a identificação da estrutura química do polímero. O foco é a extração de fluido pressurizado e a espectroscopia infravermelha de infravermelho de reflectância total atenuada.

Resumo

Os grânulos de resina de plástico, classificados como microplasticos (≤ 5 mm de diâmetro), são pequenos grânulos que podem ser liberados involuntariamente para o meio ambiente durante a fabricação e transporte. Devido à sua persistência ambiental, eles são amplamente distribuídos nos oceanos e nas praias de todo o mundo. Eles podem atuar como um vetor de compostos orgânicos potencialmente tóxicos ( por exemplo, bifenilos policlorados) e, consequentemente, Afetam negativamente os organismos marinhos. Os seus possíveis impactos ao longo da cadeia alimentar ainda não são bem compreendidos. Para avaliar os perigos associados à ocorrência de pastilhas plásticas no meio marinho, é necessário desenvolver metodologias que permitam a determinação rápida dos níveis associados de contaminantes orgânicos. O presente protocolo descreve as diferentes etapas necessárias para amostragem de grânulos de resina, analisando pesticidas organoclorados adsorvidos (OCPs) e identificando o tipo de plástico. O foco está emA extração de OCPs de grânulos de plástico por meio de um extractor de fluido pressurizado (PFE) e no análise química de polímeros aplicando espectroscopia de Fourier Transform-InfraRed (FT-IR). A metodologia desenvolvida concentra-se em 11 OCPs e compostos relacionados, incluindo diclorodifeniltricloroetano (DDT) e seus dois principais metabolitos, lindano e dois isómeros de produção, bem como os dois isómeros biologicamente ativos de endossulfão técnico. Este protocolo constitui uma alternativa simples e rápida à metodologia existente para avaliar a concentração de contaminantes orgânicos adsorvidos em peças plásticas.

Introdução

A produção global de plásticos está aumentando continuamente desde a década de 1950 para atingir 311 milhões de toneladas em 2014, com cerca de 40% utilizados na embalagem 1 . Paralelamente, quantidades crescentes destes materiais estão acumulando-se no meio ambiente, o que pode representar uma séria ameaça para os ecossistemas 2 . Embora já tenha sido relatado na década de 1970, a ocorrência de detritos plásticos no meio marinho só recebeu uma atenção maior na última década. Especialmente microplasticos, fragmentos de plástico com diâmetro ≤ 5 mm, são agora reconhecidos como um dos principais problemas de qualidade da água do mar 3 .

Os grânulos de resina de plástico são pequenos grânulos geralmente na forma de um cilindro ou disco e com um diâmetro de alguns mm ( por exemplo, 2 a 5 mm) 4 , 5 . Eles se enquadram na categoria de microplasticos. Estes grânulos de plástico sãoMatéria-prima industrial a partir da qual os produtos plásticos finais são fabricados através da re-fusão e moldagem a altas temperaturas 6 . Eles podem ser liberados involuntariamente para o meio ambiente durante a fabricação e transporte. Por exemplo, eles podem ser diretamente introduzidos no oceano através de derrames acidentais durante o transporte 4 , 7 , 8 . Eles podem ser transportados de terra para oceanos por escoamento superficial, córregos e rios. Devido à sua persistência ambiental, os grânulos de plástico são amplamente distribuídos nos oceanos e encontrados em praias de todo o mundo 4 . Eles podem afetar negativamente os organismos marinhos e podem entrar na cadeia alimentar, onde seus efeitos são imprevisíveis 6 , 7 . Além disso, vários estudos revelaram a presença de contaminantes ambientais adsorvidos em pellets de plástico coletados em uma coastaL ambiente, que atuam como vetor desses produtos químicos potencialmente tóxicos 4 , 9 , 10 . De fato, há evidências de laboratório sugerindo que esses produtos químicos podem se bioacumular em tecidos de organismos após serem liberados de fragmentos de plástico ingeridos 11 , 12 .

A fim de avaliar melhor os riscos associados à ocorrência de pastilhas de plástico no meio marinho, é necessário desenvolver metodologias que possam determinar contaminantes orgânicos absorvidos. Um passo importante é a extração dos produtos químicos das matrizes plásticas, que podem apresentar características físico-químicas heterogêneas, dependendo do tipo de polímero, seu estágio de degradação e pré-tratamentos. A maioria das investigações relatadas na literatura usam maceração ou técnicas Soxhlet 4 ,5 , 6 , 9 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 , que são solventes e / ou demoram. Em relação ao crescente interesse por esta questão, alternativas devem ser desenvolvidas, para uma avaliação mais rápida dos contaminantes orgânicos adsorvidos em peças plásticas. Além disso, a análise química de plástico fornece informações sobre a estrutura química dos microplasticos. Como resultado, os tipos predominantes de polímeros e copolímeros presentes no meio ambiente podem ser avaliados. Embora os fragmentos de plástico sejam geralmente feitos de polietileno (PE) e de polipropileno (PP) 5 , algumas localidades de amostragem podem apresentar um perfil específico em que outras categorias são representadas de forma significativa ( por exemplo, copolímero de etileno / acetato de viniloE poliestireno (PS)). A espectroscopia FT-IR é uma técnica confiável e fácil de usar para a identificação do polímero comumente usado para identificar os microplasticos 19 , 20 .

O objetivo principal do presente trabalho é oferecer uma opção rápida e simples para a extração de OCPs e compostos relacionados de pellets de plástico por meio de um PFE. No entanto, o design do protocolo inclui todas as etapas que conduzem à determinação de OCPs sorventes, desde a amostragem dos grânulos de resina até a análise dos compostos. O método de identificação do tipo de plástico também é descrito. A metodologia desenvolvida concentra-se em 11 OCPs e compostos relacionados: i) DDT (2,4'- e 4,4'-diclorodifeniltricloroetano) e seus dois principais metabolitos DDE (2,4'- e 4,4'-diclorodifenil-cloroetileno) e DDD (2,4'- e 4,4'-diclorodifenil-cloroetano); Ii) o isómero gama-hexaclorociclohexano (γ-HCH) como ingrediente principal oF o pesticida lindano e os dois isómeros a-HCH e β-HCH liberados durante a sua produção 15 ; Iii) e os dois isómeros biologicamente activos endossulfão I (Endo I) e II (Endo II) presentes no endossulfão técnico. Os pesticidas estudados são inseticidas de amplo espectro, quimicamente estáveis, hidrofóbicas e classificadas como poluentes orgânicos persistentes (POP) pela Convenção de Estocolmo 21 .

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Protocolo

1. Amostragem de Pellets Plásticos

  1. Antes de ir ao campo, enxágue triplo todos os materiais de amostragem necessários ( por exemplo, pinças e papel alumínio) com acetona ou etanol (99%). Caso o material não possa ser enxaguado com solvente, aqueça-o a 450 ° C durante a noite no forno ( por exemplo, vidro).
    NOTA: Em áreas turísticas, obtenha informações sobre possíveis atividades de limpeza de praia que removeriam a maior parte da ninhada marinha, incluindo os microplásticos. Se possível, planeje a amostragem antes desta operação. Se for amostragem durante a estação de limpeza, especifique os detalhes desta atividade no formulário de identidade ( por exemplo, datas, método de limpeza usado, etc. )
  2. Usando luvas, colete pastilhas de plástico da praia com pinças de aço inoxidável enxaguadas com solvente.
  3. Exemplo de 50 a 100 pastilhas por local, o que corresponde a 5 a 10 repetições por local (10 pastilhas por repetição). Se o número necessário de pellets não puder ser obtê-loIned, colete os pellets máximos possíveis e especifique-o na forma de praia de identidade.
  4. No final da amostragem, envolva os grânulos recolhidos em papel alumínio enxaguado com solvente. As garrafas de vidro podem ser usadas como uma alternativa ou até sacos de papel.
  5. Preencha o formulário de identidade da praia selecionada com as informações faltantes (por exemplo , localização na praia, condições climáticas, detalhes sobre pellets, etc. ).
  6. Transporte as amostras para o laboratório em uma geladeira se a temperatura ambiente exceder 25 ° C. Este passo pode ser ignorado no caso de viagens curtas ( por exemplo, <1 h).
  7. Uma vez no laboratório, limpe suavemente as partículas removíveis ( por exemplo, areia) das pastilhas. Secar as amostras, se necessário, em um dessecador antes do armazenamento (escuridão, T <25 ° C). Evite os locais onde os OCPs podem estar em uso ( por exemplo, armazenamento de soluções padrão).
  8. Armazene as pastilhas na geladeira (4 ° C) por períodos curtos ( ou seja, alguns dias) ouNo congelador (-18 ° C) por períodos mais longos em papel alumínio enxaguado.
  9. Evite a exposição das amostras à luz artificial ou à luz solar. Manuseie as amostras o mínimo possível antes da análise para diminuir o risco de contaminação.

2. Extração de OCPs de Pellets de plástico

  1. Para reduzir o risco de contaminação, trabalhe em um laboratório limpo usando vidro de vidro cuidadosamente lavado da seguinte forma: 2 enxágües com acetona analítica, diclorometano e n-hexano. Secar a loiça sob fluxo de nitrogênio e proteger do contato com o ar ambiente ( por exemplo, tampa com papel de alumínio limpo). Aplique este procedimento de limpeza nas etapas adicionais do protocolo ( ou seja, as seções 3 e 4).
  2. Usando pinças diluídas com solvente, classifique os grânulos por cor nas seguintes categorias: branco / transparente, esbranquiçado / amarelado, amarelo / laranja, âmbar / marrom e pigmentado ( por exemplo, vermelho, verde, azul, etc. )
  3. Reúna 10 bolinhasS de cor semelhante aleatoriamente ( ou seja, tipo plástico não considerado), o que constituirá uma repetição.
  4. Pesar a amostra em um balanço analítico e gravar a massa. Nesta fase, as amostras podem ser colocadas de volta na geladeira ou no congelador.
  5. Para levar em conta a contaminação de fundo, execute uma amostra em branco com cada conjunto de repetições ( por exemplo, 1 em branco para 5 repetições). Para este fim, aplique o mesmo protocolo como descrito acima, mas não adicione pastilhas de plástico na célula de extração. Esta amostra em branco passará por outras etapas do protocolo e será analisada juntamente com as amostras.
  6. Ligue o PFE. Baixe o método de extração e aqueça o instrumento a 60 ° C. Os detalhes do método são os seguintes:
    1. Ajuste a temperatura para 60 ° C e a pressão para 100 bar.
    2. Selecione um ciclo com tempo de aquecimento de 1 min, um tempo de espera de 25 min e um tempo de descarga de 2 min.
    3. Coloque o solventeE os tempos de descarga de gás (N 2 ) até 3 minutos cada.
    4. Selecione o n-hexano como o solvente de extração.
  7. Enquanto o instrumento está aquecendo, prepare a célula de extração conforme descrito abaixo. Se necessário, adaptar o protocolo às instruções do fornecedor do seu instrumento:
    1. Coloque o filtro inferior e a frita na célula de extração. Feche e gire-o.
    2. Preencha aproximadamente metade da célula com areia de quartzo limpa usando um funil.
    3. Adicione a amostra pesada ( ou seja, uma repetição de 10 grânulos). Os grânulos de plástico congelados devem ser colocados na geladeira durante a noite antes da extração.
    4. Adicione a areia de quartzo até 1 cm da parte superior da célula. Tome especial cuidado em usar areia de quartzo ultra limpa (ou, alternativamente, grânulos de vidro), uma vez que é exposta às mesmas condições de extração que as amostras. Para limpar a areia, extraie-a sucessivamente no PFE em diclorometano analítico e n-hexano, aplicando 2 ouMais ciclos por solvente ( por exemplo, 30 min a 100 ° C sob 100 bar). Alternativamente, use um banho ultra-sônico e / ou evaporador rotativo. Repita o procedimento de limpeza, se necessário.
    5. Insira o filtro superior na célula e coloque a célula no instrumento.
  8. Coloque os recipientes coletores no instrumento e comece o método de extração (duração total de cerca de 35 min).
  9. Quando o método for concluído, esvazie a célula de extração em um recipiente de vidro limpo ( p . Ex., Copo, prato de cultura de células de vidro) e obtenha as 10 pastilhas na areia. Armazene-os em um recipiente até uma análise mais aprofundada para a identificação de plástico ( p . Ex., Fecho de correr ou frasco de vidro).

3. Concentração e limpeza do extrato

  1. Transfira o extracto obtido (cerca de 40 mL) do recipiente de recolha para um tubo de vidro e evapore-o para 1 mL num concentrador rotativo ajustado para 35 ° C durante 20 min. Podem ser utilizados métodos alternativos suCh como evaporação sob fluxo de nitrogênio ou evaporador rotativo. A temperatura e a duração devem ser otimizadas de acordo.
  2. Enquanto isso, prepare o extractor de fase sólida (SPE) colocando um tubo de resíduos no rack e um cartucho preenchido com sorbente de silicato de magnésio ativado (1 g) no coletor na posição de válvula fechada. A limpeza é baseada no método EPA 3620C 22 da seguinte maneira:
    1. Vire o vácuo na fonte e adicione 4 mL de hexano no cartucho para ativar o sorvente.
    2. Abra a válvula e deixe o solvente passar por toda a cama sorvente. Em seguida, feche a válvula e deixe o sorvente embeber em hexano por 5 min.
    3. Abra a válvula e deixe o solvente passar, mas feche a válvula antes que o sorvente seque.
    4. Quando a amostra é concentrada, transfira-a para o cartucho com uma pipeta Pasteur de vidro. Abra suavemente a válvula e deixe passar lentamente. 1-2 gotas por segundo éUma velocidade adequada.
    5. Enxágue o tubo de vidro contendo o extracto com 0,5 mL de hexano e adicione-o ao cartucho quando o extrato for passado.
    6. Quando o solvente inteiro passou, feche a válvula e apague o vácuo.
    7. Substitua o tubo de lixo por um tubo colector e use uma agulha guia limpa.
    8. Adicione 9 mL de acetona / hexano (10/90, v / v) ao cartucho e ative o vácuo na fonte. Permitir que o sorvente remova no solvente durante 1 min.
    9. Abra a válvula e colete todo o eluído no tubo colector.
  3. Coloque o tubo colector no concentrador e evapore o solvente durante 9 min a 35 ° C para atingir 1 mL de eluato.
  4. Transfira o eluato concentrado para um frasco âmbar de amostrador automático com uma pipeta Pasteur de vidro. Nesta fase, as amostras podem ser armazenadas no congelador antes da análise.

4. Análise do Cleaned e ConcentraExtraído

  1. Faça o download do método analítico no software de controle do instrumento GC-μECD (cromatógrafo de gás equipado com um detector de captura de micro-elétrons). Os detalhes do método são os seguintes:
    1. Ajuste o injetor para o modo sem divisão, sua temperatura para 250 ° C e o tempo de purga para 1 min.
    2. Defina o fluxo do gás transportador (He) para 1,5 mL min -1 .
    3. Programe o forno da coluna com o seguinte gradiente de temperatura: 60 ° C segure durante 1 min, rampa de 30 ° C min -1 a 200 ° C, rampa de 5 ° C min -1 a 230 ° C, rampa de 3 ° C min -1 para atingir 250 ° C, mantenha esta temperatura durante 5 min.
    4. Ajuste a temperatura do detector para 300 ° C e o fluxo de gás de reserva (N 2 ) para 60 mL min -1 .
  2. Coloque o frasco para injectáveis ​​contendo a amostra (limpo e concentrado) no compartimento do amostrador automático e execute o método (tempo de execução de 23,3 min). Eu Njecte 2 μL de amostra.
  3. Após a análise, identifique os diferentes compostos no cromatograma por seus tempos de retenção e registre as áreas de pico correspondentes.
  4. Tendo em conta as recuperações (R) e as áreas de pico (A 1 ), calcule a concentração (C 1 ) de cada OCP no extrato usando as equações das curvas de calibração da seguinte maneira:
    figure-protocol-1
    Onde b é a intercepção na origem e a é a inclinação da equação de calibração,
    figure-protocol-2
  5. Levando em consideração a massa (m) da repetição ( ou seja, 10 pastilhas, veja a seção 2.4) e o volume (V) do extrato final ( ou seja, 1 mL), calcule a concentração (C 2 ) de cada OCP adsorvido em Os grânulos de plástico ( isto é, ng de OCP por g de grânulo de plástico):
    /ftp_upload/55531/55531eq3.jpg "/>

5. Identificação do tipo de plástico

  1. Transfira as pastilhas em uma placa de Petri de vidro e coloque-a em uma bolsa de plástico.
  2. Segure uma pelota com pinças e corte uma fatia da pelota com um bisturi. A bolsa de plástico evita a perda de grânulos durante o processo de corte.
  3. Limpe o cristal de reflectância total atenuada (ATR) do instrumento FT-IR com etanol.
  4. Registre um espectro de fundo.
  5. Coloque o fragmento no cristal ATR e aparafuse o suporte da amostra. O lado interno da peça deve estar em contato com o cristal.
  6. Digitalize a amostra e registre o espectro.
  7. Identificar o polímero que constitui o sedimento de plástico comparando o espectro obtido com uma biblioteca de espectros. Embora mais demorado, a interpretação dos espectros obtidos poderia ser realizada manualmente também, mas provavelmente sem atingir o grau de especificidade alcançado com um mar da bibliotecaRch.

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Resultados

Os grânulos de plástico são geralmente encontrados ao longo das linhas de maré alta e baixa das praias arenosas ( Figura 1A ). Eles também podem manter as ervas marinhas recém-encaladas nas praias, depois de uma tempestade, por exemplo. Eles podem ocasionalmente ser encontrados em praias de pedras e pedregosas em áreas de acumulação de material encalhado.

Os grânulos de plástico são geralmente fac...

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Discussão

A maioria dos estudos focados em contaminantes orgânicos associados a pellets de plástico baseou-se em métodos clássicos de extração de produtos químicos adsorvidos. O aparelho Soxhlet é a técnica mais utilizada com tempos de extração típicos variando de 12 a 24 h e com alto consumo de solventes orgânicos ( isto é, de 100 a 250 mL por extração) 23 . As extrações de maceração requerem um longo tempo de contato entre a amostra e o solvente orgânico ( por exemplo, 6 dias)

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado pelo Programa de Cooperação Transfronteiriça Adriática IPA 2007-2013, no projeto DeFishGear (1 ° str / 00010).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Alfa– HCHDr. Ehrenstorfer, Augsburg, AlemanhaDRE-C14071000H301, H351, H400, H410, H312
Beta– HCHFluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, USA33376-100MGH301, H312, H351, H410
LindaneFluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, USA45548-250MGH301, H312, H332, H362, H410
Endosufan ISupleco, Sigma-Aldrich Bellefonte, PA, USA48576-25MGH301, H410
Endosulfan IISupleco, Sigma-Aldrich, Bellefonte, PA, USA48578-25MGH301, H410
2,4'– DDDFluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, EUA35485-250MGH351
4,4' – DDDDr. Ehrenstorfer, Augsburg, AlemanhaDRE-C12031000H301, H351, H400, H410, H312
2,4' – DDEDr. Ehrenstorfer, Augsburg, AlemanhaDRE-C12040000H351, H400, H410, H302
4,4'-DDEFluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, EUA35487-250MGH302, H351, H410
2,4' – DDTDr. Ehrenstorfer, Augsburg, AlemanhaDRE-C12081000H301, H311, H330, H351, H400, H410
4,4' – InstitutoNacional de Padrões e Tecnologia DDT, Gaithersburg, EUARM8469-4,4'-DDTH301, H311, H351, H372, H410
n-Hexano VWR International GmbH, Graumanngasse, Viena, Áustria83992.320H225, H315, H336, H373, H304, H411
Acetona para HPLCJ.T.Baker, Avantor performance Materials B.V., Teugseweg, Países Baixos8142H225, H319, H 336
FL-PR Florisil 1000mg/6mLPhenomenex, Torrance, CA, EUA8B-S013-JCH
Areia de quartzo isenta de gordura 0,3-0,9 mmBuchi, Flawil, Suíça37689
Cromatógrafo gasoso Hawlett Packard HP 6890 Series cromatógrafo gasoso com GERSTEL MultiPurpose Sampler MPS 2XL com detector ECD e FIDAgilent technologies, Santa Clara USA
Extrator de fluido Presure, Extrator de velocidade E-916Buchi, Flawil, Suíça
Extrator de fase sólidaSupleco, Sigma-Aldrich Bellefonte, PA, EUA
Concentrador miVac DUOGenevac SP Scientific, Suffolk UK
GC coluna capilar Zebron ZB-XLB (30 x 0,25 x 0,25)Phenomenex, Torrance, CA, EUA122-1232
ATR FT-IR Spectrometer, Spectrum-TwoPerkin Elmer

Referências

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