Artigo de método

Vascularizado de microfluidic Bioprinting para a engenharia de tecidos e Organoids

DOI:

10.3791/55957

⸱

11 de agosto de 2017

 ,  , 
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nós fornecemos um protocolo generalizado, baseado em uma estratégia de bioprinting microfluidic para engenharia uma cama vascular microfibrous, onde um tipo da pilha secundária poderia ser mais propagado para o espaço intersticial dessa estrutura microfibrous para gerar organoids e tecidos vascularizados.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Engenharia de tecido vascularizado constrói e organoids tem sido historicamente desafiador. Aqui descrevemos um romance método baseado na microfluidic bioprinting para gerar um andaime com multicamadas entrelaçamento microfibras de hidrogel. Para alcançar o liso, bioprinting, uma cabeça de impressão do núcleo-bainha microfluidic contendo uma formulação bioink composto extrudada de fluxo do núcleo e a solução de reticulação levado pelo fluxo da bainha, foi projetada e montada sobre o bioprinter. Misturando a gelatina methacryloyl (GelMA) com alginato, selecione de um polissacarídeo que sofre instantânea reticulação iônica na presença de íons divalentes, seguidos por um photocrosslinking secundário do componente GelMA para conseguir a estabilização permanente, um andaime de microfibrous pode ser obtido usando esta estratégia bioprinting. Importante, as células endoteliais encapsuladas dentro as microfibras de bioprinted podem formar as lúmen-como estruturas assemelhando-se a vasculatura ao longo da cultura por 16 dias. O andaime microfibrous endotelializados pode ser mais usado como um leito vascular para construir um tecido vascularizado através de semeadura subsequentes do tipo celular secundária para o espaço intersticial das microfibras. Bioprinting microfluidic fornece uma estratégia generalizada em conveniente engenharia de tecidos vascularizados em alta fidelidade.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metas de engenharia de tecido para gerar substitutos de tecido funcional que podem ser usados para substituir, restaurar ou aumentar os feridos ou doentes no corpo humano1,2,3,4, muitas vezes através de uma combinação de tipos de células desejada e moléculas bioativas5,6biomateriais7,8,9,10. Mais recentemente, as tecnologias de engenharia de tecido também cada vez mais adoptaram para gerar em vitro tecidos e órgãos modelos que imitam as funções importantes de suas contrapartes na vivo , para aplicações tais como desenvolvimento de drogas, em substituição a célula planar simplificada convencional culturas11,12,13,14,15,16,17,18,19. Em ambas as situações, a capacidade de recapitular a microarquitetura complexa e estrutura hierárquica dos tecidos humanos é fundamental para ativar a funcionalidade dos tecidos projetados10, e em particular, maneiras de integrar uma rede vascular para os tecidos projetados são da demanda desde vascularização apresenta um dos maiores desafios ao campo21,20,22,23.

Até à data, uma variedade de abordagens têm sido desenvolvidas nesse sentido na tentativa de construir estruturas de vaso sanguíneo em construções de engenharia de tecidos, com vários graus de sucesso8. Por exemplo, auto-montagem de células endoteliais permite a geração de redes microvascular24; entrega de fatores de crescimento angiogênico induz neovascularização sustentado25,,26; uso de células progenitoras vascular e pericitos facilita o crescimento de células endoteliais e montagem24,27; projetar o andaime Propriedades permite a modulação precisa da vascularização28,,29; e tecnologia de células de folha permite a manipulação conveniente de camadas vasculares30. No entanto, estas estratégias não dotam a capacidade de controlar a padronização espacial da vasculatura, muitas vezes levando a distribuição aleatória dos vasos sanguíneos dentro de uma construção da engenharia de tecidos e, portanto, limitado a reprodutibilidade. Durante os últimos anos bioprinting tem emergido como uma classe de tecnologias para a solução de um grande desafio, devido a sua versatilidade incomparável de depositar os padrões de tecido complexo em alta fidelidade e reprodutibilidade em um modo automático ou semi-automático31,32,33capacitantes. Sacrificial bioprinting34,35,36,37,38, incorporado bioprinting39,40,41e estrutura oca bioprinting/biofabrication42,,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 tem tudo o que demonstrou a viabilidade de geração de tecidos vasculares ou vascularizados.

Como alternativa, uma estratégia de bioprinting microfluidic para fabricar andaimes microfibrous foram recentemente desenvolvidos, onde bioink um híbrido composto de alginato e gelatina methacryloyl (GelMA) foi entregue através do núcleo de uma cabeça de impressão concêntrica e uma solução de cloreto de cálcio (CaCl2) foi realizado o fluxo da bainha externa do cabeçote de impressão54,55. A co-extrusão dos dois fluxos permitidas reticulação física imediata do componente alginato para permitir formação de microfibra, enquanto photocrosslinking subsequente assegurada estabilização permanente do cadafalso multi camada microfibrous. Digno de nota, células endoteliais, encapsuladas nas microfibras de bioprinted foram encontradas a proliferar e migrar para as periferias das microfibras assumindo lúmen-como estruturas que imitava a cama vascular54,55. Estes bioprinted, camas vasculares endotelializadas poderiam ser posteriormente preenchidas com desejado tipos de células secundárias mais construir tecidos vascularizados55. Assim, este protocolo fornece um procedimento detalhado de uma estratégia deste tipo microfluidic bioprinting habilitado pelo design concêntrico do bocal, que garante a fabricação conveniente dos tecidos vascularizados para potenciais aplicações em engenharia de tecidos e modelagem de organoides.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os rato neonatal cardiomyocytes utilizados neste protocolo foram isoladas de ratos Sprague-Dawley de 2 dias de idade seguindo um procedimento bem estabelecido56 aprovado pelo Comité de uso do hospital Brigham e feminino e cuidado institucional do Animal.

1. instrumentação da Bioprinter

  1. Inserir uma agulha menor (por exemplo, 27G, 1 polegada) como o núcleo do centro de uma agulha maior (por exemplo, 18g, ½ polegada) como a bainha para construir a camada dupla, concêntrico microfluidic cabeçote de impressão; Certifique-se que a agulha do núcleo está projetando-se ligeiramente (~ 1mm) mais do que o escudo exterior (Figura 1A). O alinhamento é geralmente ajustado manualmente, mas se necessário espaçadores de tamanhos apropriados podem ser temporalmente imprensados entre as agulhas interior/exterior em ambos a ponta e os lados de barril para auxiliar o alinhamento concêntrico. Selar a junção dos barris com cola epóxi e retire os espaçadores de alinhamento do lado de ponta, quando aplicável.
  2. Introduza outra agulha (23G) no cano da agulha central na direção inversa.  Em seguida, gerar um buraco do lado do barril da agulha exterior e inserir um conector de metal de tamanho de correspondência para o buraco, seguido de selagem com cola epóxi.
  3. Conecte as entradas do cabeçote de impressão para uma bomba de seringa de canal duplo para injeção do bioink e a solução de reticulação, individualmente, através de dois tubos de PVC. Monte a extrusora para a cabeça de um bioprinter usando um suporte de plástico feito de poly(methyl methacrylate) (PMMA).
    Nota: Bioprinter seleção depende de disponibilidade. No nosso caso, nós testamos com sucesso esta configuração em vários bioprinters comercialmente disponíveis. No entanto, qualquer bioprinter que apresenta uma fase de x-y-z motorizada deve, em princípio, permitem a integração deste cabeçote microfluidic.

2. Bioprinting a cama Vascular Microfibrous

  1. Fazer o bioink usando uma mistura de alginato (4 w/v%, baixa viscosidade), gelatina de57,methacryloyl (GelMA, w/v% 1-2)58e fotoiniciador Irgacure 2959 (0,2 - 0,5 wt.%) dissolvido em 25 mM 2-[4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-yl] etano sulfônico (HEPES buffer, pH 7,4) contendo 10 vol.% fetal soro bovino (FBS).
  2. Faça uma solução de 0,3 M CaCl2 em tampão HEPES contendo 10 vol.% FBS como o fluido portador de reticulação.
  3. Imediatamente antes de bioprinting, dissociar a veia umbilical humana células endoteliais (HUVECs) dos balões usando tratamento por 0.05 w/v% tripsina, por 5-10 min e ressuspender as células no bioink na concentração de 5-10 × 106 células/mL. Pipete a suspensão lentamente de 5 a 10 vezes para assegurar uma distribuição homogénea.
  4. Inicie a injeção de fluido bioink/reticulação usando uma bomba de seringa dual channel às mesmas taxas de fluxo de 5 µ l/mL. Os fluxos podem ser autorizados a executar continuamente para até 1 min até estabilizar. Posteriormente, inicie o movimento do cabeçote de impressão, controlando o bioprinter a uma velocidade de deposição de aproximadamente 4 mm/s (Figura 1B). Estas velocidades podem precisar bem sintonia com cada nova instalação para assegurar a bioprinting ideal. O processo de bioprinting é normalmente conduzido à temperatura (21-25 ° C), mas esta temperatura pode ser alterada. O processo de bioprinting deverá permitir rápido iônica gelificação do componente alginato e deposição de um andaime de microfibrous (Figura 1B).
  5. Após o andaime é bioprinted, alcançar a gelificação química por mais photocrosslinking o componente GelMA, em aproximadamente 5-10 mW/cm2 de luz UV (360-480 nm) para 20-30 s (Figura 1C).
  6. Após o bioprinting e reticulação, lave suavemente o andaime com tampão fosfato salino (PBS) para remover o excesso de CaCl2. O andaime microfibrous HX-carregado em células endoteliais crescimento médio (EGM) em uma incubadora a 37 ° C e 5 vol.% CO2 até 16 dias com meio de cultura mudou pelo menos a cada 2 dias. Monitore as morfologias do HX sob um microscópio durante o período de cultura.

3. construir os tecidos vascularizados

  1. Uma vez que o HX migraram para as periferias das microfibras no cadafalso para formar estruturas as lúmen (Figura 1D), recuperar o andaime e delicadamente, coloque-o sobre a superfície de uma superfície hidrofóbica (por exemplo, uma laje de polymethylsiloxane [PDMS]). Use um pedaço de papel de filtro estéril para remover cuidadosamente todo o meio do espaço intersticial de andaime com força capilar.
  2. Imediatamente adicione uma gota (aproximadamente 20-40 µ l) de suspensão de um tipo de célula secundária (por exemplo, cardiomyocytes) em meio a uma densidade de 1-10 × 106 células/mL no topo do andaime, que deve se infiltrar em todo o espaço intersticial de andaime (Figura 1E). Incube a essa configuração em uma incubadora (37 ° C, 5 vol.% CO2, 95% de humidade relativa) para 0,5 - 2h para permitir que as células aderir para as microfibras individuais. Monitore o tamanho das gotas ao longo do período para garantir que nenhuma evaporação perceptível é observada.
  3. Lava delicadamente os andaimes por agitação em um banho de PBS para remover quaisquer células não-aderentes e cultura a construção no meio de relevante até o tecido vascularizado desejado é formado.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A estratégia de bioprinting microfluidic permite a extrusão direta bioprinting de andaimes microfibrous usando baixa viscosidade bioinks54,55. Conforme ilustrado na Figura 2A, um andaime com um tamanho de 6 × 6 × 6 mm3 contendo > 30 camadas de microfibras poderiam ser bioprinted dentro de 10 min. A reticulação iônica imediata do componente alginato com CaCl2 p...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Construção de cabeçote de impressão co-axial representa um passo crítico para sucesso microfluidic bioprinting para permitir a entrega simultânea de ambos o bioink do núcleo e o agente de reticulação da bainha. Enquanto no presente protocolo um cabeçote de exemplo foi criado usando uma agulha 27G como o núcleo e uma agulha de 18G como o shell, que seja facilmente estendido para uma variedade de combinações usando diferentes tamanhos de agulhas. No entanto, a alteração dos tamanhos de agulha, que resulta na alteração na q...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que eles têm não tem interesses financeiro concorrente.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores reconhecem o National Cancer Institute da institutos nacionais de saúde via a independência Award (K99CA201603).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sal de sódio de ácido algínico de algas marronsSigma-AldrichA0682BioReagent, cultura de células vegetais testado, baixa viscosidade, pó
Gelatina tipo A de pele suínaSigma-AldrichG2500Força de gel 300
Irgacure 2959 (2-Hidroxi-4'-(2-hidroxietoxi)-2-metilpropiofenona)Sigma-Aldrich41089698%
Tampão HEPESSigma-AldrichH08871 M, pH 7.0 - 7.6, filtrado estéril, BioReagente, adequado para cultura de células
Soro fetal bovino;Thermo Fisher Scientific10438026Regiões qualificadas, inativadas por calor, aprovadas pelo USDA
Cloreto de cálcio dihidratadoSigma-AldrichC5080BioXtra, ≥ 99,0%
solução salina tamponada com fosfatoThermo Fisher Scientific10010023pH 7,4
Células endoteliais da veia umbilical humanaAngio-ProteomiecAP-0001Células endoteliais da veia umbilical humana (HUVECs)
Células endoteliais da veia umbilical humana que expressam GFPAngio-ProteomiecAP-0001GFPCélulas endoteliais da veia umbilical humana que expressam GFP (GFPHUVECs)
Meio de crescimento de células endoteliaisLonzaCC-3162EGM-2 BulletKit
Dulbecco' s Modified Eagle Medium Thermo Fisher Scientific12430054Alta glicose, kit de
elastômero de silicone HEPES Sylgard 184Ellsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0,5KGTransparente 0,5 kg Kit
Sistema de lâmpada de cura UVExcelitas Technologies OmniCureS2000Sistema de cura por luz UV com sensor UV inteligente
de

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112(2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123(2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655(2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758(2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002(2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007(2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958(2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237(2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004(2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902(2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101(2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Vascularized TissueOrganoid EngineeringCore Sheath PrintheadGelMA Alginate BioinkIonic PhotocrosslinkingEndothelial Cell EncapsulationLumen Like StructuresSecondary Cell SeedingConfocal Microscopy

Artigos relacionados