Protocolo para avaliar os efeitos relativos do ambiente e da genética na galhada e no crescimento corporal de um cervídeo de vida longa

Summary

Diferenças fenotípicas entre as populações de cervídeos provenientes podem estar relacionadas ao nível de população genética ou nutrição; discernir o que é difícil na natureza. Este protocolo descreve como nós projetamos um estudo controlado, onde a variação nutricional foi eliminada. Nós achamos que variação fenotípica de masculino cariacu foi mais limitada pela nutrição do que genética.

Abstract

Cervídeos provenientes fenótipo pode ser colocado em uma das duas categorias: eficiência, que promove a sobrevivência sobre crescimento morfométricos extravagante e luxo, que promove o crescimento de grande porte de armas e o corpo. Populações da mesma espécie exibem cada fenótipo dependendo das condições ambientais. Embora o tamanho do antler e corpo de macho cariacu (Odocoileus virginianus) varia conforme a região Fisiográfica no Mississippi, Estados Unidos da América e é fortemente correlacionado com variação regional na qualidade nutricional, os efeitos do nível populacional de genética de populações nativas e repovoamento de esforços anteriores não podem ser desconsiderados. Este protocolo descreve como nós projetamos um estudo controlado, onde outros fatores que influenciam o fenótipo, como idade e nutrição, são controlados. Trouxemos as fêmeas grávidas selvagens capturados e filhotes de seis meses de três regiões fisiográficas distintas no Mississippi, EUA para a unidade de veado de Memorial de Dawkins Mississippi estado Universidade Rusty. Veado da mesma região foram criados para produzir uma segunda geração de prole, permitindo-nos avaliar respostas geracionais e efeitos maternos. Todos os veados comeram a mesma alta qualidade (pellet de veado de proteína bruta de 20%) dieta ad libitum. Nós exclusivamente marcado cada neonato e gravou pé de massa, traseiras do corpo e o comprimento total do corpo. Cada queda subsequente, nós sedado indivíduos através da injeção remota e amostrados a morfometria, mesmo mais chifres dos adultos. Nós achamos que todos morfometria aumentada em tamanho de primeira para a segunda geração, com compensação integral do tamanho do antler (variação regional não está mais presente) e a compensação parcial de massa corporal (alguma evidência de variação regional) evidente na segunda geração. Segunda geração os machos que se originou da nossa região de solo mais pobre qualidade exibida sobre um aumento de 40% no tamanho do antler e um aumento de 25% da massa corporal quando comparados a suas contrapartes selvagens colhidos. Nossos resultados sugerem que a variação fenotípica de espelho cariacu macho selvagem em Mississippi estão mais relacionadas às diferenças na qualidade nutricional do que o nível de população genética.

Introduction

Fatores ambientais, que experiências de uma mãe durante a gestação e lactação podem influenciar o fenótipo de sua prole, independente do genótipo^1,2,3. As mães que habitam ambientes de alta qualidade provavelmente produzirá descendentes que exibem um fenótipo de luxo (grande chifre e corpo tamanho⁴), Considerando que as mães que habitam um ambiente de baixa qualidade podem produzir descendentes que exibem um fenótipo de eficiência (pequeno chifre e corpo tamanho⁴). Portanto, persistindo em um ambiente de alta qualidade pode permitir que uma mãe produzir a prole masculina com grandes características fenotípicas, que podem influenciar diretamente oportunidades reprodutivas^{5,6,7,8 a prole} e indiretamente influenciam a aptidão inclusiva da mãe.

Embora a nutrição influencia directamente as características fenotípicas entre táxons (Ursus americanus, Ursus arctos⁹; Liasis fuscusI ¹⁰; Larus michahellis ¹¹), vários fatores podem afetar o cariacu fenótipos no Mississippi, Estados Unidos da América. Tamanho do antler e corpo são cerca de um terço maior para algumas populações, em comparação com outros¹². Esta variação é fortemente correlacionada com forragem qualidade^13,14; os machos maiores são encontrados em áreas com a maior qualidade da forragem. No entanto, os esforços de restauração histórica de cariacu em Mississippi podem ter levado para gargalos genéticos e/ou fundador efeitos^15,16, que também parcialmente pode explicar alguns da variação regional observada na cariacu fenótipo.

Nós fornecemos o protocolo que usamos para controlar a qualidade nutricional dos selvagens capturados cariacu, que nos permitiu avaliar se o fenótipo masculino é restrito por nível de população genética. Este protocolo também nos permitiu avaliar se atraso efeitos maternos estiveram presentes em nossa população. Nosso projeto controlado é preferencial de estudos realizados em populações variando gratuito que limitam-se ao uso de variáveis ambientais como um proxy para restrição nutricional^3,17. Nosso projeto controlado permite também outras variáveis tais como potencial crônica estresse interações relacionadas ao social, para ser mantida constante, como todos os indivíduos estão sujeitos à moradia semelhante e práticas de produção animal. Além disso, como nutrição influencia diretamente a outros aspectos da história de vida desde a reprodução até sobrevivência^18,19, controlando a nutrição permite investigadores avaliar outras variáveis que afetam os aspectos da história de vida dos mamíferos. Protocolos semelhantes foram descritos para avaliar questões relacionadas a aspectos da história de vida para outros ungulados da América do Norte (por exemplo, ^20,,²¹).

Protocol

Declaração de ética: O Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade Estadual do Mississippi aprovou todas as técnicas de captura, manuseio e marcação sob os protocolos 04-068, 07-036, 10-033 e 13-034.

1. Estabeleça locais de captura, imobilize e transporte veados selvagens de cauda branca

1. Identifique propriedades públicas e privadas inscritas no Programa de Assistência ao Manejo de Cervos²² e estabeleça locais de captura ≥29 em três regiões de origem no Mississippi, EUA.
   1. Identifique vários locais de captura dentro de cada região de origem para garantir que a gama de variação genética presente na população regional seja capturada.
   2. Nota: Aqui, as regiões de origem incluíram o Delta, que compreende quase 17% da área total do Mississippi, EUA, e é considerada uma região de solo de alta qualidade com a agricultura como o principal uso da terra^23,24. Todos os animais do estudo foram capturados nesta região dentro da distribuição de O. v. virginianus²⁵. Outras regiões incluíram a região de Thin Loess (Thin Loess superior e inferior combinados), que compreende quase 14% da área total de terra no Mississippi, EUA e é considerada uma região de solo de qualidade média. A agricultura também é um uso primário da terra na região de Thin Loess, embora não tão prevalente quanto na classe Delta^23,24. Todos os animais do estudo foram capturados nesta região dentro da distribuição de O. v. virginianus²¹. Por fim, a região do solo da Planície Costeira Inferior (LCP) compreende quase 22% do Mississippi e é classificada como uma região de solo de baixa qualidade. Os principais usos da terra no LCP são a produção de madeira de pinho e pastagem de gado^23,24. O LCP também se sobrepõe à distribuição geográfica de O. v. osceola; quatro das seis populações-fonte estavam dentro de 21 km dessa distribuição²⁵. Esta subespécie foi descrita como menor que O. v. virginianus²⁶.

Figura 1: Populações de origem. Regiões fisiográficas onde mães grávidas e filhotes foram capturados no Mississippi, EUA. Esta figura foi modificada de reference³¹. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

2. Selecione locais de captura potenciais que atendam aos seguintes critérios; características do habitat propícias ao movimento de veados, proximidade de estradas para acesso e distribuição em toda a área de estudo.
   NOTA: Os locais de captura devem permitir a ocultação do técnico de captura.
   1. Locais de isca com cerca de 10 kg de milho descascado para atrair veados a visitar e avaliar o uso com base no consumo de iscas e veados fotografados por câmeras sensíveis ao movimento. Mude-se para locais alternativos se os cervos não comparecerem aos locais com isca dentro de 5 a 7 dias.
3. Durante os eventos de captura, sente-se em um "suporte" escondido.
   1. Coloque o suporte a cerca de 20 m a favor do vento da pilha de iscas, levando em consideração a direção predominante do vento para que os cervos que se aproximam da isca sejam menos capazes de sentir o cheiro do técnico de captura.
      NOTA: Suportes elevados são fortemente preferidos e cintos de segurança são necessários. Existem várias variações de estandes com uma variedade de fontes comerciais e o uso varia de acordo com a preferência pessoal. Por exemplo, um suporte de travamento incluiria assentos com uma escada para acesso presa a uma árvore com alças. Suportes de escalada portáteis podem ser transportados pelo técnico de captura e permitem maior mobilidade, pois o técnico pode escolher uma árvore específica assim que chegar ao local de captura. Os suportes de escalada portáteis são limitados ao uso em árvores retas sem galhos na altura escolhida.
4. Use uma pistola de dardos acoplada a um dardo de radiotelemetria de 3 cc para fornecer uma mistura de HCl de teletamina (4,4 mg / kg) e HCl de xilazina (2,2 mg / kg).
   1. Programe os esforços de captura para coincidir com o ciclo de atividade crepuscular típico de deer²⁷. Comece cada tentativa de captura 2-3 h antes do pôr do sol.
   2. Continue a capturar eventos por 2-3 h após o pôr do sol usando óculos de visão noturna e um laser de ponto vermelho para colocação de fotos se os cervos não forem capturados durante o dia.
   3. Atire em veados quando eles estiverem de lado e parados.
      NOTA: O quarto traseiro do cervo é o alvo porque possui tecido muscular significativo e está localizado longe do coração e dos pulmões.
   4. Aguarde cerca de 15 minutos para que os animais-alvo (filhotes de seis meses de idade de ambos os sexos ou fêmeas adultas grávidas) fiquem totalmente imobilizados antes de localizá-los com equipamento de radiotelemetria direcional.
   5. Confirme se os indivíduos estão sedados verificando os reflexos oculares (piscando). Em seguida, aplique pomada oftálmica nos olhos e venda os cervos para reduzir o estresse.
      NOTA: A perda da termorregulação é uma consequência da imobilização.
   6. Use um termômetro retal para avaliar a temperatura corporal após a recuperação. Aqueça os cervos com cobertores aquecidos se a temperatura do animal estiver abaixo de 37,7 °C. Resfrie os cervos com compressas de gelo se a temperatura do animal estiver acima de 40,0 °C.
   7. Coloque os cervos em posição esternal em uma maca de estilo militar e transporte os cervos do local de captura para um trailer fechado.
   8. Depois de colocar o cervo no trailer, reverta os efeitos da xilazina HCl com 0,125 mg/kg de ioimbina HCl²⁸.
   9. Transporte todos os cervos capturados para a instalação em cativeiro desejada (por exemplo, Unidade de Cervos Memorial Rusty Dawkins da Universidade Estadual do Mississippi; Unidade de veados MSU) e mantê-los separados por região de origem.

2. Instalações em cativeiro e práticas gerais de criação de animais de pesquisa

NOTA: A Unidade de Veados da MSU é subdividida em cinco currais de 0,4 a 0,8 ha.

1. Cubra todos os lados de cada caneta com um pano de sombra para atuar como uma barreira visual e física entre as canetas. O pano de sombra ajuda a reduzir lesões e fornece sombra durante os meses de verão.
2. Coloque 1-2 cortinas de caixa elevadas em uma extremidade de cada caneta para facilitar os eventos de dardo durante a coleta de dados.
3. Coloque dois comedouros estilo cocho em extremidades separadas de cada curral para reduzir a competição por comida entre os cervos. Forneça também um bebedouro em cada curral.
4. Fornecer aos cervos uma dieta de alta qualidade (20% de pellets de veado de proteína bruta) ad libitum.
   NOTA: Aqui, forragens adicionais disponíveis dentro de currais incluídas (Trifolium spp) e festuca (Festuca spp) junto com gramíneas e forbes voluntárias.
5. Se houver, mantenha as forragens disponíveis dentro dos currais usando uma mistura de herbicidas para controlar ervas daninhas e gramíneas de folha larga usando as doses de mistura encontradas nos respectivos rótulos.
   NOTA: Provavelmente será necessário usar instalações fora do campus para abrigar homens de ≥ 5,5 meses de idade. Essas instalações consistiam em dois currais de 0,7 ha em cada uma das três propriedades com práticas de criação semelhantes à Unidade de Cervos da MSU.

Figura 2: Locais de instalações cativas. Área de estudo onde as instalações de satélite e a Unidade de Cervos da Universidade Estadual do Mississippi (MSU) estavam localizadas. As áreas sombreadas indicam Oktibbeha (A), Noxubee (B), Attala (C), Scott (D) e Copiah (E), condados, Mississippi, EUA. Esta figura foi modificada de reference³⁴. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

3. Controle de parasitas e doenças

1. Monitore animais de pesquisa para parasitas lombrigas (Strongyloides spp) usando flutuação fecal com parasitas medidos como ovos por grama (EPG).
   1. Se presente em níveis elevados, forneça controle de parasitas administrando um vermífugo peletizado (ingrediente ativo fenbendazol) a uma taxa de cerca de 0,77 kg de vermífugo peletizado por 22,7 kg de ração durante o mês de maio.
   2. Se os níveis de parasita permanecerem altos após o tratamento inicial, use um tratamento de ivermectina (5 mg/mL)²⁹, misturado a uma taxa de 2 mL/0,45 kg e administre aos animais a uma taxa de 0,45 kg de ração tratada por 45,4 kg de massa animal.
      NOTA: A doença hemorrágica epizoótica às vezes é uma doença viral letal transmitida por um mosquito mordedor (Culicoides spp) durante os meses de verão e outono. Se presente, trate a instalação de pesquisa com inseticida (5% de inseticida de volume ultrabaixo) 2-3 vezes por semana de 1º de julho a 1º de outubro para diminuir a prevalência dos vetores entre os animais de pesquisa. Pulverize este inseticida dentro de cada curral e ao redor do perímetro da instalação cerca de 90 minutos antes do pôr do sol oficial via nebulizador. Os métodos preferidos para controlar parasitas e doenças são exclusivos para cada instalação em cativeiro. Os veterinários devem ser consultados durante qualquer pesquisa com animais selvagens em cativeiro para garantir a saúde e a segurança dos animais.

4. Coleta de dados

Figura 3: Coleta de dados de filhotes recém-nascidos. Medindo o comprimento do pé traseiro de um cervo recém-nascido na Unidade de Cervos Memorial Rusty Dawkins da Universidade Estadual do Mississippi no Condado de Oktibbeha, Mississippi, EUA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

1. Procure diariamente por filhotes nas instalações em cativeiro durante a época do parto.
   1. Marque exclusivamente os filhotes recém-nascidos com brincos de plástico médio usando um marcador de orelha com antibiótico aplicado na extremidade masculina do crachá para evitar possíveis infecções. Coloque a marca de orelha no centro da orelha do cervo.
   2. Meça a massa corporal (0,01 kg mais próximo) com uma balança digital suspensa e meça o comprimento do pé traseiro e o comprimento total do corpo (mm mais próximo).
   3. Colete amostras de cabelo e envie-as para um local remoto para atribuição de parentesco (consulte a Tabela de Materiais).
      NOTA: A atribuição de parentesco foi feita usando DNA com base em um banco de dados de linguagem de consulta estruturada personalizada proprietária e não estatística. Na comparação de alelos pareados, o local de atribuição de paternidade remota atribuiu parentesco quando excluiu todos, exceto um touro e uma mãe com base em um alelo compartilhado de cada pai em todos os loci testados (B. G. Cassidy, comunicação pessoal). Este método de atribuição de parentesco também foi usado em pesquisas anteriores realizadas em cervos de cauda branca em cativeiro^30,31.
   4. Administrar 2 cc de toxóide de Clostridium perfringens tipos C e D e antitoxina de Clostridium perfringens tipos C e D por via subcutânea e administrar 0,3 cc/kg de ivermectina em propilenoglicol (Mississippi State University Veterinary School, Mississippi, EUA) por via oral a cada filhote.
2. Imobilizar quimicamente machos adultos (≥1,5 anos) durante outubro e novembro para coleta de dados.
   1. Imobilize adultos confinados usando a mesma combinação de HCl de teletamina e HCl de xilazina usada para captura de animais selvagens (etapa 1.4).
   2. Durante os eventos de sedação, caminhe com o técnico que estará correndo até o final do curral onde as persianas elevadas estão localizadas. Tenha um único técnico em cada uma das duas persianas.
   3. Peça ao indivíduo que acompanhou o técnico até o cego que volte para a extremidade oposta do curral.
      NOTA: Os cervos se afastam desses técnicos e se localizam na frente das persianas, onde os técnicos estão em posição de tirar fotos éticas de cada cervo.
   4. Atire nos cervos quando eles estiverem parados e parados (seção 1.4).
   5. Espere cerca de 15 minutos para que os animais com dardos fiquem totalmente imobilizados antes de se aproximar.
   6. Confirme se os indivíduos estão sedados verificando os reflexos oculares (piscando). Aplique pomada oftálmica nos olhos e venda os cervos para reduzir o estresse.
   7. Depois que os dardos sedarem com sucesso um cervo individual, monitore as taxas vitais do cervo.
      1. Use um termômetro retal para avaliar a temperatura corporal após a recuperação. Aqueça os cervos com cobertores aquecidos se a temperatura do animal estiver abaixo de 37,7 °C. Resfrie os cervos com compressas de gelo se a temperatura do animal estiver acima de 40,0 °C.
   8. Carregue o cervo em uma maca de estilo militar e transporte-o por meio de um veículo utilitário para uma área de coleta de dados predeterminada.
   9. Uma vez transportado, registre as mesmas medidas morfométricas registradas no nascimento (etapa 4.1).
      1. Meça a massa corporal (0,01 kg mais próximo) com uma balança suspensa digital e meça o comprimento do pé traseiro e o comprimento total do corpo (mm mais próximo).
         NOTA: Os cervos individuais reagem de maneira diferente à combinação de medicamentos usados durante os eventos de sedação, portanto, administre cerca de 0,1-0,3 cc da mistura de HCl de teletamina e HCl de xilazina (dependendo da massa corporal de um cervo individual) se um indivíduo sair da sedação antes que a coleta de dados seja concluída.
   10. Administrar quantidades adequadas de antibiótico, ivermectina, uma vacina clostidrial e uma vacina contra leptospirose a todos os cervos após serem transportados para a área de coleta de dados (ver seções 1 e 3).
3. Faça três medições de chifres de machos adultos usando uma fita métrica de chifres enquanto o animal está sedado.
   1. Meça a propagação interna (maior distância entre as vigas principais), a circunferência basal (menor diâmetro localizado entre a rebarba e o dente G1) e o comprimento da viga principal (distância da base do chifre até a ponta da viga principal) dos chifres antes da remoção do chifre.
   2. Remova os chifres cerca de 3 cm acima da rebarba usando uma serra alternativa. Não remova chifres com menos de 3 cm.

Figura 4: Coleta de dados de homens adultos. Remoção de chifres por meio de serra alternativa de um cervo macho adulto de cauda branca em cativeiro. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. Depois que todos os dados forem coletados do indivíduo sedado, coloque o cervo no curral apropriado e administre 0,125 mg/kg de ioimbina HCl²⁸ ou 4,0 mg/kg de tolazolina HCl³² para reverter os efeitos do xilazina HCl. Monitore os indivíduos para garantir que eles permaneçam em posição esternal até que saiam da sedação e estejam totalmente alertas.
   NOTA: Se ocorrerem complicações e os animais precisarem ser sacrificados, a eutanásia por luxação cerebral via atordoamento de parafuso e corte da veia jugular são meios éticos para despachar o animal.
5. Traga os chifres para uma área designada para terminar de medir o tamanho do chifre.
   1. Meça cada dente individual que se projeta da viga principal (G1, G2, G3, etc.) e pontos anormais adicionais com o auxílio do fio.
      NOTA: Os pontos que não têm uma contraparte correspondente na viga principal oposta ou não são consistentes com a definição de um conjunto de chifres típico são definidos pela classe Boone and Crockett Club³³.
   2. Enrole o fio ao redor de onde o dente cruza a viga principal e marque esse ponto para referência.
   3. Meça deste ponto de referência até a ponta do dente e repita para cada dente.
   4. Colete as medidas de circunferência restantes identificando o menor ponto entre os dentes G1 e G2 (circunferência H2), os dentes G2 e G3 (circunferência H3) e os dentes G3 e G4, se presentes (circunferência H4).
   5. Se o dente G4 não estiver presente, meça a distância entre o ponto médio do dente G3 e a extremidade da viga principal e meça a circunferência H4 no ponto médio.
   6. Meça menos de quatro circunferências quando os chifres contiverem menos de três dentes.
      NOTA: Por exemplo, uma viga principal com dois pontos típicos inclui apenas três medidas de circunferência. Os indivíduos podem usar outras diretrizes (Safari Club International) para calcular o tamanho do chifre; no entanto, métodos consistentes devem ser usados para cada animal para comparação válida.
   7. Depois de fazer todas as medições, calcule uma pontuação de chifre semelhante à pontuação grosseira não típica de Boone e Crockett < sup class = "xref" > 33.
   8. Pesar os chifres com precisão de 0,1 g usando uma balança digital científica e atribuir uma massa crítica mínima de 1 g para animais do primeiro ano com chifres menores que 3 cm.
6. Imobilize quimicamente os juvenis cercados com aproximadamente 5,5 meses de idade usando os mesmos métodos para adultos (seção 4.2) e marque os juvenis com uma grande marca de plástico (etapa 4.1.1).
   1. Use as mesmas taxas de mistura de drogas para imobilizar adultos em cativeiro usadas para imobilizar veados selvagens (seção 1).
   2. Colete as mesmas medidas coletadas no nascimento (etapa 4.1.2) e administre os mesmos profiláticos que os adultos (seção 4.2).
      NOTA: Depois que todos os dados forem coletados, transporte cada jovem do sexo masculino para sua instalação satélite atribuída aleatoriamente via trailer.

5. Produzindo descendentes de primeira e segunda geração

1. Classifique os filhotes capturados na natureza com seis meses de idade e os filhotes nascidos na instalação em cativeiro de mães capturadas na natureza como indivíduos de primeira geração.
2. Durante a época de reprodução, coloque dois machos com 7-16 fêmeas para uma proporção média de sexo reprodutivo de um macho para oito fêmeas.
   NOTA: Selecione machos reprodutores de instalações satélites com base na aparência física, porque os machos mais saudáveis (chifres maiores e tamanho corporal) são mais propensos a atender as fêmeas durante toda a estação de reprodução sem sofrer lesões devido à natureza agressiva dos machos durante a época de reprodução.
   1. Permita que os cervos se reproduzam apenas com outros indivíduos da mesma região de origem (por exemplo, machos Delta criam fêmeas Delta, machos Thin Loess criam fêmeas Thin Loess e machos LCP criam machos LCP).
3. Classifique os cervos concebidos pelos pais de primeira geração como descendentes de segunda geração. Crie esses indivíduos em cativeiro desde o nascimento e alimente com a mesma dieta de alta qualidade de seus pais.
   NOTA: As fêmeas podem produzir descendentes por vários anos, mas normalmente com touros diferentes a cada ano. Colete os mesmos dados sobre a prole de segunda geração que os coletados sobre indivíduos de primeira geração e capturados na natureza.

Results

Individual idade, qualidade nutricional e genética influencia o fenótipo masculino cariacu. Nosso projeto de estudo permitiu-nos para controlar a qualidade dos cervos de nutrição estavam consumindo e nos permitiu identificar a idade de cada veado para comparações válidas dentro de classes do ano. Controlando a nutrição e idade com nosso projeto de estudo, melhor fomos capazes de entender se nível populacional genética foram restringindo o fenótipo dos machos do estudo de duas populações. ...

Discussion

Existem várias etapas associadas com nosso protocolo; no entanto, existem quatro etapas essenciais que devem ser tomadas para garantir o sucesso com este protocolo. Primeiro, durante a captura de veados selvagens, deve haver vários locais de captura ao longo de uma região única fonte (etapa 1.1.1). Ter vários locais de captura garante que qualquer variabilidade genética associada com a região de origem será representada entre veados. Em segundo lugar, veado deve ser mantido separado por região de origem durante a época d...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Arnês
Suporte
Milho
Modelo 196 Projetor Modelo 196	Pneu-Dart, Pensilvânia, EUA
Dardos de Radiotelemetria 3cc	(Pneu-Dart, Pensilvânia, EUA)
Vários Tamanhos Dardos	(Pneu-Dart, Pensilvânia, EUA)
Teletamine HCl	(Telazol, Fort Dodge Animal Health, Iowa, EUA)
Xilazina HCl	(West Texas Rx Pharmacy, Amarillo, Texas, EUA)
Yhoimbine HCl
Tolazoline HCl
Estilo Militar Gurney
Termômetro
Pano
20% Proteína Bruta Pellets de Veado	(Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, Missouri, EUA)
Alimentadores
Trevo Comercial	(Durana Clover, Pennington Seed Co., Geórgia, EUA)
Festuca Comercial	(Max-Q Fescue, Pennington Seed Co., Geórgia, EUA)
Cobertores
Pacotes de Gelo Controle de
Ervas Daninhas de Folha Larga (2, 4-DB Herbacide, Butyrac 200)
Controle de Grama	(Poast Herbacide, BASF Co.)
Wormer Pelleted	Safeguard Co.,		ingrediente ativo fenbendazol
Tratamento Parasita Pour-on	(Ivomec, Merial Co.)
Inseticida	Riptide, McLaughlin Gormley King Co.)
Etiquetas de Orelha de Plástico Médio e Grande	(Allflex, Texas, EUA)
Local remoto que designou parentesco	DNA Solutions Gerente de Soluções para Animais (DNA Solutions, Oklahoma, EUA)
Balança Digital Suspensa	(Moultrie, EBSCO Industries, Inc.)
Fita Métrica
Clostridium Perfringens Tipos C e D Toxoid Essencial 3	(Colorado Serum Co.)
Clostridium perfringens tipos C e D antitoxina de origem equina	(Colorado Serum Co.)
Ivermectina em antibiótico propilenoglicol
	(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., New Jersey, EUA)
Ivermectina	(Norbrook Labratories, LTD., Down, Irlanda do Norte, Reino Unido)
Vacina clostidrial	(Vision 7 com SPUR, Ivesco LLC, Iowa, EUA)
Vacina contra leptospirose	(Leptoferm-5, Pfizer, Inc., Nova York, EUA)
Reboque para transporte
Serra recíproca	(DEWALT, Maryland, EUA)
Balança Digital Científica	(Global Industrail, Global Equipment Company Inc)
Fita
Fogger
Etiquetas de Orelha de Plástico	(Allflex, Texas, EUA)
Etiquetador de orelha de plástico	(Allflex, Texas, EUA)