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Summary

Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Abstract

Tabelas de vida fornecem um meio de medir as listas de nascimento e morte de populações ao longo do tempo. Eles também podem ser usados para quantificar as fontes e as taxas de mortalidade nas populações, que tem uma variedade de aplicações em ecologia, incluindo ecossistemas agrícolas. Horizontal, ou com base em coorte, vida tabelas fornecem para o método mais direto e preciso para quantificar taxas de população vital, porque eles seguem um grupo de indivíduos em uma população desde o nascimento até a morte. Aqui, os protocolos são apresentados para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo que aproveita a natureza séssil das fases imaturas de vida de uma praga de insetos global, Bemisia tabaci. Insetos individuais estão localizados na parte inferior das folhas de algodão e são marcados por um pequeno círculo ao redor do inseto de desenho com uma caneta de tóxicos. Este inseto pode então ser observado repetidamente ao longo do tempo com o auxílio de lentes de mão para medir desenvolvimento de uma fase para a próxima e para identificar as causas específicas do estágio da morte associada com mortalidade natural e introduziu as forças. Análises explicam como medida corretamente mortalidade várias forças que atuam simultaneamente dentro de cada fase e como usar esses dados para fornecer métricas dinâmicas de população significativa. O método não conta diretamente para adulta sobrevivência e reprodução, o que limita a inferência a dinâmica dos estágios imaturos. Um exemplo é apresentado que focado em medir o impacto das (planta qualidade) de baixo para cima e de cima para baixo (inimigos naturais) efeitos sobre a dinâmica da mortalidade de b. tabaci no sistema de algodão.

Introduction

Tabelas de vida são uma ferramenta comum com uma longa história na ecologia^1,2. Tabelas de vida são que essencialmente uma agenda dos nascimentos e mortes em uma população ao longo do tempo e esses dados pode ser usada para quantificar um número de parâmetros importantes para compreender e predizer a dinâmica populacional. Tabelas de vida podem também fornecer informações sobre as causas da morte que são importantes para a compreensão de interações tróficas e no desenvolvimento de estratégias de controle para gestão de pragas em sistemas agrícolas e naturais. Numerosas tabelas de vida baseada em campo foram construídas por insetos^3,4,5, e análises forneceram importantes insights sobre a dinâmica, regulamento e previsão das populações de insectos em muitos gerenciado e sistemas naturais^{6,7,8,9,10,11,12,13,14}. A tabela de vida do termo é também frequentemente usada para descrever estudos de laboratório com base que em grande parte, examinar programações de nascimentos e mortes, mas sob condições artificiais que não exponha o inseto para forças de mortalidade natural e realistas variáveis ambientais. Geralmente, o objetivo dos estudos de laboratório é estimar o potencial biótico comparativo de uma espécie. O foco dos métodos descritos aqui é para campo com base em investigações que definem perceberam o potencial relativo para o ambiente.

Tabelas de vida podem ser caracterizadas como horizontal, em que um grupo real de indivíduos de idade iguais são seguido desde o início de suas vidas até à morte, ou vertical, onde frequentes amostras através do tempo de uma população com uma estrutura de idade estável assumida e então taxas vitais são inferidas coortes matematicamente construído^2,15. O tipo de tabela de vida que pode ser implantado depende da natureza do inseto. Tabelas de vida horizontal muitas vezes podem ser desenvolvidas para insetos univoltine (uma geração por ano), enquanto essa abordagem pode ser muito desafiador para um inseto multivoltine com múltiplos e amplamente sobreposição de gerações por ano. Uma série de métodos analíticos foram propostos e utilizados para o desenvolvimento de tabelas de vida vertical para as populações de insetos (ver Southwood² para exemplos). A metodologia demonstrada aqui permite o desenvolvimento de tabelas de vida baseado em coorte, horizontal no campo para insetos multivoltine com características específicas de história de vida, nomeadamente, a presença de estágios de vida séssil. O método é demonstrado por uma praga chave no algodão como um sistema modelo.

A mosca branca, Bemisia tabaci biótipo B (= Bemisia argentifolii, Médio Oriente-Ásia menor 1¹⁶) é uma praga global da agricultura que impacta negativamente o rendimento e a qualidade em muitas culturas agronômicas e horticultura, incluindo protegido por sistemas agrícolas em regiões temperadas¹⁷. Impactos ocorrem devido ao floema alimentação que interrompe o fluxo de nutrientes, distúrbios de etiologia desconhecida, causada por alimentação ninfal, transmissão de numerosos vírus de planta e efeitos de qualidade de colheita devido a deposição de melada^18,19 . O inseto tem uma gama ampla de anfitrião e multivoltine, tendo até 12-13 gerações por ano, dependendo da região e alimentos disponíveis recursos²⁰. Desafios de gerenciamento também são exacerbados por seu alto potencial reprodutivo, sua capacidade de dispersar e migrar dentro e entre sistemas agrícolas, a falta de uma fase quiescente (diapausa ou estivation) e sua disposição para desenvolver rapidamente a resistência aos inseticidas usadas para supressão^21,22.

Progresso considerável tem sido feito no desenvolvimento de estratégias de protecção integrada de gestão (IPM) gerenciem eficazmente e economicamente as populações desta praga em culturas afetadas^23,24,25. Estes sistemas de gestão foram baseados em uma sólida compreensão fundamental da dinâmica das populações de b. tabaci e tabelas de vida têm sido uma técnica de chave que permitiram esse entendimento. No Arizona, tabelas de vida permitiram a estimativa e identificação de mortalidade importantes forças de b. tabaci em várias culturas sistemas^13,26, permitiram a medição da dinâmica de mortalidade relativo a estratégias de gestão, incluindo não-alvo os efeitos de inseticidas¹⁴, forneceram um meio de estimar potenciais efeitos funcionais do não-alvo de algodão transgênico produzem proteínas insecticidas²⁷, apoiaram rigorosas avaliação de um programa de clássico controle biológico²⁸ (Naranjo, dados não publicados) e ajudou a explorar os efeitos comparativos dos efeitos top-down e ascendente em pragas dinâmica²⁹. Todas essas aplicações têm implantado a metodologia descrita aqui. A abordagem pode ser útil para o estudo da ecologia de população de insetos em um número de sistemas naturais e gerenciados.

Protocol

Nota: as técnicas descritas abaixo são consideradas tabelas de vida parcial porque eles não incluem explicitamente reprodução ou mortalidade dos estágios adultos. A coorte de termo é equivalente a geração porque ele examina a mortalidade do ovo à fase adulta.

1. estabelecer campo Sites

1. conduta tabelas de vida a qualquer momento durante o crescimento da safra, uma vez que os insetos estão presentes. A escolha de quando iniciar estudos vai depender as metas e objetivos da pesquisa.
2. Selecionar duas linhas de colheita, perto do centro da trama para minimizar os efeitos de borda do entorno terrenos ou áreas não cultivadas. Marcar a cabeça de cada linha com uma bandeira de arame ou uma estaca de madeira para facilitar a recolocação fácil uma vez que a colheita obtém grande.
3. Entrem 3-4 m da borda do enredo paralelo à linha. Use uma linha para estabelecer coortes de ovo e o segundo para estabelecer coortes ninfa

2. Estabelecer coortes de ovo

1. usar uma lente de mão de 8x para procurar recém colocados ovos na parte inferior das folhas, perto do topo da haste principal da planta do algodão (geralmente o segundo ou terceiro nó de cima).
   Nota: Fases da vida de b. tabaci geralmente são distribuídos de verticalmente no dossel vegetal com ovos perto do topo da planta e progressivamente mais velhas ninfal etapas abaixo. Isto resulta porque 1 ^st ínstar ninfas resolver sobre a mesma folha como o ovo e a planta adiciona folhas acima do local de oviposição inicial como ele cresce.
   1. Uso um poder superior 15 X lente observar ovos frescos e verifique se a identificação antes de usar a lente de 8x para marcar o inseto. Ovos frescos têm uma coloração branca brilhante sob a lente e destacam-se os ovos que são mais velhos (Figuras 1A e 1B). Ovos escurecem uma cor Torlone, medida que amadurecem.
2. , Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor do ovo. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a possibilidade de uma fêmea pondo outro ovo dentro do círculo adiante.
   1. Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).
3. Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outros ovos, marcar um total de não mais que quatro ovos em uma única folha e não mais do que um ovo por cada sector da folha. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).
4. Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo egg(s) marcado. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).
5. Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.
Número de
6. folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ovos nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).
7. Estabelecer cada coorte em um único dia.
   Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ovos totais.
   1. Não mais do que uma folha de uso por planta para distribuir melhor os membros da coorte.
      Nota: Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3 a 4 ovos cada ou 50 folhas com um ovo em cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto.

3. Estabelecer a ninfa coortes

1. uso uma lente de mão para procurar recentemente resolvido 1 ^st de 8x ínstar ninfas na parte de baixo das folhas sobre o 3-5 folhas para baixo da parte superior da haste principal da planta do algodão. Use uma lente X 15 para verificar identificação antes de marcação usando o 8 X lente.
2. Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor da ninfa. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a chance de um rastreador, fixando-se mais tarde dentro do círculo.
   Nota: Recém-eclodidos 1 ^st ínstar ninfas são chamadas crawlers, que podem se mover vários centímetros durante as primeiras horas após a escotilha de ovo. É então " resolve " em um site onde vai alimentar e muda sem nunca se mover novamente até que o adulto emerge. Estes se estabeleceram 1 ^st ínstar ninfas ( Figura 1) são distintas das esteiras rolantes. Primeiro, eles são imóveis e o segundo, são mais 2-dimensional e leigos apertados e plana na folha e tem uma cor ligeiramente mais translúcida e âmbar.
   1. Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).
3. Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outras ninfas, não mais que quatro ninfas em uma única folha e não mais de uma ninfa por setor de folha de marcação. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).
4. Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo a ninfa marcada. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).
5. Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.
Número de
6. folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ninfas nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).
7. Para garantir que se instalaram 1 ^st ínstar ninfas e rastreadores não são marcados, voltar a cada folha marcada e observar o inseto marcado cerca de 1-2h após a instalação inicial. Remarcação de resolvido ninfas podem ser necessárias.
8. Estabelecer cada coorte em um único dia.
   Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ninfas totais. Não mais do que uma folha é usada por planta para distribuir melhor os membros da coorte. Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3-4 ninfas cada ou 50 folhas com uma ninfa cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto. Por causa de 1 ^st ínstar rastreador fase, os ovos marcados no protocolo 2 não são os insetos mesmos que depois são seguidos como ninfas. assim, nenhuma mortalidade de rastreador é medida e a tabela de vida é ligeiramente separada no tempo porque o ovo e a ninfa coortes são normalmente estabelecidas no mesmo dia. A pesquisa mostrou o rastreador mortalidade é insignificante e pode ser essencialmente ignorado ³⁰.

4. Observação e gravação de ovo Hatch e mortalidade

1. depois de 8-10 d (28-32 ° C; médias condições de Verão do Arizona) após o estabelecimento das coortes de ovo, recolher folhas que contenham ovos marcados e retornar para o laboratório para observação sob uma microscópio de dissecção. Os ovos são muito pequenos para avaliar claramente a mortalidade e causas de mortalidade no campo.
2. Determinar as causas de morte para os ovos e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1).
   Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, predação ou inviabilidade. Desalojamento: o ovo está ausente devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar a predação. Predação: predadores chupando deixam para trás um córion recolhido ( Figura 4 K). Podem aparecer ovos eclodidos recolhidos, mas vai haver um corte vertical no córion ovo. Use um alfinete minuten para arreliar o córion na folha ao microscópio para procurar essa fenda. Inviabilidade: ovos não eclodem após o período de 8 a 10 d e são uma cor marrom escura. Sob Arizona ovos de condições (28-32 ° C) de verão eclodiriam normalmente em 5-7 dias. Isto pode ser diferente em outras regiões e podem ser necessários na hora da coleta do campo ajustes.

5. Observação e gravação de desenvolvimento ninfal e mortalidade

1. um a dois dias após o estabelecimento da coorte, usar uma lente X 15 para avaliar o desenvolvimento de ninfas e atribuir uma causa de mortalidade se morto. Fazer observações pelo menos três vezes por semana (todos os dias).
   1. Uso tamanho relativo ( Figura 1 -G) e depois o estabelecimento para avaliar ínstar.
      Nota: Existem quatro ínstares ninfal e desenvolvimento é rápido em condições de Verão do Arizona (28-32 ° C) com cada um dos três primeiros estágios durando cerca de 2 d e fase final dura 3-5 d (total desenvolvimento ninfal wk 2 ou menos). Novos observadores devem aprender ínstar tamanhos pela observação de insetos criados em laboratório ou estufa sobre a planta hospedeira de interesse. O volume relativo no abdômen da bacteriosomes (simbionte abrigando os órgãos da mosca branca), em relação ao tamanho total do corpo é um indicador útil de ínstar ninfal ( Figura 1 -G). As ninfas recém derretidas são muito plana e translúcido. Pronto para muda de ninfas são mais inchado, abobadado no perfil e opacos.
   2. Determinar as causas da morte de ninfas e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1).
      Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, parasitismo, predação ou desconhecido dependendo ínstar ( Figura 4). Desalojamento: ninfas de qualquer estágio estão desaparecidas devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar predação. Estime a fase das ninfas desalojadas como estágio médio de ninfas de vivo e mortos em uma data determinada observação. Parasitismo: só observável em 4 ^th ínstar ninfas. Os bacterisomes amarelados emparelhados são deslocadas pela larva de parasitoides em desenvolvimento ( Figura 4A); a fase larval é às vezes visível ( Figura 4). O estágio de pupa do parasitoide é distinto e gêneros específicos ( Figura 4B , 4D). Predação: chupando predadores irá evacuar o conteúdo da ninfa e deixar para trás um cadáver recolhido ( Figura 4 -4I). Raramente, um predador de mastigação pode deixar evidências ( Figura 4J). Desconhecido: morte que não pode ser atribuída a uma das causas acima. Em ambientes úmidos, doença fúngica pode ser uma causa adicional da morte. Esta categoria também pode incluir ninfas mortas pelo parasitoide hospedeiro-alimentação. Ninfas que sobrevivem emergem como adultos, deixando um slot distintivo em forma de t na exúvia ( Figura 1 H)
2. gravar o estágio de desenvolvimento (se vivo) e da causa da morte e palco no caderno iniciado na coorte estabelecimento (tabela 1).
3. , Uma vez que todas as ninfas sendo observadas em uma única folha tem também morreu ou emergiu como uma mosca adulta, coleta a folha e retorna para o laboratório. Use a maior ampliação de um microscópio de dissecação para confirmar que a causa da morte observada no campo é precisa e fazer as correções.
   Nota: Nem todo inseto morto não-desalojado permanecerá na folha ao longo do período de observação típica de duas semanas e então algumas verificações não será possíveis.

6. Resumo de dados e análises

1. Consult recursos disponíveis para ajudar na construção de tabelas de vida a partir dos dados coletados de ^{8 , 2 , 11 , 31}. Um exemplo de tabela de vida é apresentado como a tabela 2.
   Nota: Análises de tabela de vida robusta exigem várias tabelas de vida independente, realizadas ao longo do tempo e/ou sites diferentes. Para um inseto multivoltine como b. tabaci pode ser várias tabelas de vida ao longo de uma única temporada e/ou várias temporadas e sites.
   1. Estimativa de mortalidade real (d x/l ₀) com base no número de insetos estabelecida no início da geração.
      Mortalidade real = (d x/l ₀)
      onde d _x é o número de mortos durante a fase x e l ₀ é o número de insetos no início da geração. Estas taxas de mortalidade são aditivo e a soma de d _x sobre estimativas de estágios a total taxa de mortalidade para a geração (tabela 2).
   2. Estimar a mortalidade aparente dentro de um estágio (q _x) com base no número de insetos vivos no início de um estágio específico (tabela 2). Estimar a fase específica q _x ou fator dentro estágio específico q _x. Estas taxas são aditivo somente dentro de um estágio.
   3. Determinar mortalidade marginal, usando a fórmula:
      M _B = d _B / (1-d _A)
      onde M _B é a taxa marginal de fator de mortalidade B, d, _B é a aparente taxa de mortalidade de fator B e d _A é a taxa aparente de mortalidade somada para todos os fatores de mortalidade que podem outcompete fator B ^{13 , 32} (tabela 3).
      Nota: Para insetos sessile como whiteflies e muitos outros insetos, as múltiplas causas de morte dentro de um estágio de vida particular não são sequenciais. Em vez disso, eles agem simultaneamente e então estimativa das taxas marginais é necessário estimar com precisão estágio específico taxas de mortalidade por qualquer um causam ^{32 , 34}. Por exemplo, um parasitoide pode atacar uma ninfa da mosca branca. O parasitoide ovo pode eclodem e as larvas podem se desenvolver no hospedeiro. Esta atividade, inicialmente assintomática para o observador, faz, ou seria mais provável, matar o inseto hospedeiro e devem ser creditados como a causa da morte. Mas em alguns casos, um predador pode atacar esta mesma ninfa ou a ninfa pode ser desalojada da folha levando o observador notar a causa da morte como predação ou desalojamento. Mortalidade marginal corrige para isto.
      1. Converter marginais taxas de estágio específico para valores de k ³⁵ como k = – ln (1 – M), onde ln é o logaritmo natural e M é a taxa de mortalidade marginal de interesse. valores de k são aditivo e isto simplifica ainda mais análises. k-valores podem ser convertidos de volta para as taxas de mortalidade proporcional por 1 – e ^[-k].
   4. Estimar a mortalidade insubstituível como [1 – e ^(-TotalK)]-[1 – e ^{(-{falar – kvalue} _eu ^})].
      Nota: Isto dá a parte da mortalidade total de geracional que não poderia ser realizada se um fator de mortalidade específica foi removido. Por exemplo, quanto geracional mortalidade pode ser perdida se predação ou parasitismo foram removido por causa de um spray de inseticida? Insubstituível mortalidade estimada desta forma assume que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.
   Fatores
   5. chave
      1. usam uma simples análise gráfica para plotar o valor de k para qualquer um estágio, ou qualquer um fator de mortalidade (ou um fator de mortalidade dentro de um estágio) contra o valor Total-K para a geração inteira (K Total = soma de todos os k-valores individuais).
         Nota: O fator de mortalidade que mais estreitamente imita o padrão de Total-K o melhor é o factor chave, o fator que mais contribuem para mudanças na mortalidade geracional ³⁵. Um método mais quantitativo regride k-valores individuais no Total-K e identifica o fator-chave como aquele com a maior inclinação valor ³.
   6. Teste de dependência de densidade por regressão-valores de k para fatores de interesse sobre o log natural de densidade de população de insetos medido de forma independente (por exemplo, ¹³). Uma inclinação positiva significativa sugere dependência direta de densidade e uma dependência inversa de inclinação negativa.
      Nota: com informações de tabela de vida adicional no adulta sobrevivência e reprodução, muitos parâmetros adicionais (por exemplo, tempo de geração, taxa líquida de reprodução, instantâneas taxas de aumento, a expectativa de vida em uma determinada fase, etc.) e análises (matrix modelos e análises de elasticidade ^{36 , 37} podem ser conduzidos.

Representative Results

Discussion

Normalmente, o desenvolvimento da vida tabelas para insetos multivoltine com amplamente sobreposição de gerações são restritas a uma abordagem vertical, onde uma população é amostrada várias vezes ao longo do tempo e várias técnicas gráficas e matemáticas são usados para estimar o recrutamento para as várias fases e inferir as taxas de mortalidade alterem as densidades da vida vários estágios². A força da abordagem aqui é que ele navega esta limitação isolando um grupo de insectos de igual idade imóveis de uma população e em seguida, seguindo seu destino ao longo do tempo. Taxas de mortalidade podem ser calculadas diretamente, e igualmente importante, os agentes desta mortalidade podem ser identificados, pelo menos dentro de categorias (por exemplo, predação, desalojamento de sucção).

Estas categorias amplas de mortalidade são relativamente fáceis de distinguir no campo com uma lente X 15, mas as causas específicas de morte são menos certas. São possíveis mais delineação da espécie de predador chupando específica ou causas específicas de desalojamento. Naranjo e Ellsworth¹³ usado regressão múltipla para identificar a espécie de predador associado medidas taxas de predação de estágio específico e a associação de vários mastigação predador espécies e atmosféricas parâmetros (precipitação, velocidade do vento) para taxas de de desalojamento de estágio específico. A categoria desconhecida provável captura várias fontes potenciais de mortalidade. Por exemplo, muitas espécies de parasitoides aphelinid são conhecidos por anfitrião-feed^41,,⁴². Esta alimentação resulta na morte do hospedeiro, mas não aparece o mesmo como predação (compare Figura 4F com 4 G-4I). Durante muitos anos de realização de tabelas de vida nunca observamos ninfas que foram definitivamente predadas por parasitoides, mas isto pode diferir em outros sistemas e pode ser uma fonte separada de mortalidade que pode ser quantificada.

Passos críticos no protocolo incluem a identificação precisa de ovos recém-estabelecidas e recentemente resolvido 1^st ínstar ninfas. Se indivíduos mais velhos de qualquer um destes estágios foram marcados, em seguida, as taxas de mortalidade resultante seria censurada e, portanto, menos precisos. A exatidão e consistência das observações repetidas após o estabelecimento de coorte também são importantes. Às vezes a escala do estudo exigem que múltiplos observadores são necessários para completar o estudo. Nos estudos de Naranjo e Ellsworth^13,14 , houve quatro principais observadores e eles estavam cada um responsável por um bloco de replicar a experiência. Diferenças entre observadores foi então contabilizados através da variação do bloco nas análises estatísticas. Os observadores também conferidas regularmente para reduzir as diferenças individuais na interpretação do desenvolvimento do estágio e as causas da morte. Em outros estudos, um único indivíduo fez todas as observações²⁹, reduzindo inconsistências baseado no observador. Também é importante estabelecer as coortes dentro de uma bastante estreita janela de tempo para que uma dada população identificada poderia ser seguida em datas posteriores observações. Dependendo do escopo do estudo, seria possível escalonar a iniciação de coorte, mas em seguida planejamento cuidadoso seria necessários para garantir que as observações que se seguiu para o desenvolvimento e mortalidade ser cronometrado em intervalos semelhantes, especialmente se o desenvolvimento é rápido, Como é para as espécies estudadas aqui.

Uma óbvia limitação do método é que ele não inclui reprodução e mortalidade da fase adulta móvel. Vários predadores potencialmente podem predar adulto b. tabaci^43,44,45 e pode ser uma fonte importante de mortalidade não capturada por esse método. Reprodução é também extremamente importante para a compreensão da dinâmica global da população de uma espécie. É possível combinar informações laboratoriais gerados na reprodução adulta dependente da temperatura e sobrevivência com dados de tabela de vida baseada no campo do¹³estágios imaturos, mas não está claro quão bem tais dados laboratoriais representam o processo reprodutivo sob ambientes de campo variável. Com medição contemporânea da dinâmica populacional de whiteflies juntamente com modelos, estes resultados de tabela de vida podem ser usados para desenhar inferências sobre adulta imigração e emigração¹³. Outra limitação é que a mortalidade durante a fase de rastreador do inseto não é medida. Apoio à investigação sugere que a fase de rastreador é muito curta em duração^46,47 , e que as taxas de mortalidade são insignificante³⁰. Uma terceira limitação é que os insetos na coorte estão localizados perto do topo da planta. Certos fatores de mortalidade (predação, parasitismo, desalojamento) podem variar dependendo do local com o dossel. Por exemplo, certos predadores ou parasitoides podem ter preferências específicas de microclima e desalojamento forças tais como vento e chuva pode ser menos severa inferior no dossel. Esta limitação pode ser facilmente superada, simplesmente alterando a distribuição dos insetos marcados na coorte. As outras limitações merecem mais investigação e desenvolvimento no sentido de uma tabela de vida a mais completa. Limitações similares são susceptíveis de afectar a outras espécies de insetos com estilos de vida e comportamentos semelhantes.

Limitações adicionais envolvem alguns dos métodos analíticos descritos aqui. Enquanto a análise de fator-chave tem sido amplamente utilizada na vida tabela análises¹², tem sido criticado como um método inadequado para definir os mecanismos casuais de dinâmica de população essa unidade⁴⁸. No entanto, em conjunto com outras análises pode lançar luz sobre os estágios de vida importante e mortalidade as forças de impacto das populações de insectos¹³. Análise de densidade dependente também tem sido questionada por razões metodológicas e ecológicas e enquanto a dependência de densidade direto às vezes está associada com o Regulamento da população, o debate continua sobre a melhor forma para medir e demonstrar o efeito^{4 ,31,},^49,50,51. Finalmente, as análises de mortalidade insubstituível é uma construção matemática e é difícil saber exatamente como contemporânea mortalidade forças irão interagir e compensar qualquer fator que possa ser eliminado^2,11. O método apresentado aqui pressupõe que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.

Os protocolos de campo são flexíveis e podem ser aplicados em um número de circunstâncias e para um número de diferentes culturas além do algodão desde os estágios de insetos de interesse são sésseis²⁶. Isso pode ser aplicado para simplesmente descrever as fontes e as taxas de mortalidade para uma população de insetos ou pode ser usado em um contexto experimental para avaliar a influência de um amplo número de fatores sobre a dinâmica de mortalidade de uma população^31,36 . Os métodos de análise gerais descrevem aqui tem aplicação ampla, apesar das limitações do fator chave, densidade-dependência e análises de mortalidade insubstituíveis já observou. A inclusão de adulta reprodução e sobrevivência abre avenidas adicionais de análises e compreensão através da aplicação de modelos de matriz e o rico conjunto de ferramentas interpretativas permitem. Por exemplo, uma tabela completa vida permitiria a aplicação da análise de elasticidade, um método robusto para identificar quais fases mais contribuem para o crescimento de população^36,52a vida. Isso pode permitir que um mais fundamental compreender a dinâmica da população de uma espécie e também facilita a identificação de que a vida estágios podem ser mais rentável alvo de medidas de controle como o controle biológico de³⁷. Aplicação de tais análises de b. tabaci could contribuir para estratégias de gerenciamento ainda mais robustas em sistemas de cultivo afetados.

Materials

Flagging tape	Gempler, Janesville, Wisconsin USA	52273	Five colors
Manila merchandise tags	American Tag Company, Pico Rivera, California USA	12-104
Ultra fine point marker	Sanford, Bellwood, Illinois, USA	451898	Available at Office Max, Amazon
Peak Loupe 8X	Adorama, New York, NY USA	2018
Peak Loupe 15X	Adorama, New York, NY USA	19621