Artigo de método

Processamento do tecido cardíaco humano em direção a matriz extracelular auto montagem hidrogel para In Vitro e In Vivo de aplicações

DOI:

10.3791/56419

⸱

4 de dezembro de 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Charité - Universitätsmedizin Berlin, corporate member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, and Berlin Institute of Health, 2Berlin-Brandenburg Center for Regenerative Therapies (BCRT), 3German Center for Cardiovascular Research (DZHK), 4Deutsches Herzzentrum Berlin (DHZB), 5Department of Cardiovascular Surgery, Charité - Universitätsmedizin Berlin, corporate member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin, and Berlin Institute of Health

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo descreve a decellularization completa do miocárdio humano preservando seus componentes de matriz extracelular. Transformação dos resultados da matriz extracelular na produção de micropartículas e um hidrogel de auto-montagem de tilacoides.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Preparações de matriz acelular extracelular são úteis para estudar interações célula-matriz e facilitam aplicações da terapia celular regenerativa. Vários produtos comerciais da matriz extracelular estão disponíveis como hidrogel ou membranas, mas estes não possuem atividade biológica de tecido-específica. Porque decellularization de perfusão geralmente não é possível com o tecido do coração humano, desenvolvemos um processo de decellularization de imersão de 3 passos. Fatias do miocárdio humanas, adquiridas durante a cirurgia são primeiro tratadas com tampão de Lise hiperosmolar livre de detergente, seguida de incubação com o iônico detergente, Dodecil sulfato de sódio, e o processo é concluído, explorando a atividade de DNase intrínseca de soro fetal bovino. Esta técnica resulta em folhas sem célula da matriz extracelular cardíaca com em grande parte preservada composição arquitetura e biopolímero de tecido fibroso, que foram mostrados para fornecer pistas ambientais específicas para populações de células cardíacas e tronco pluripotentes células. Folhas de matriz extracelular cardíaca podem então ser mais transformadas em um pó microparticulado sem mais modificação química, ou, através de digestão de pepsina a curto prazo, em um hidrogel de matriz extracelular cardíaca auto-montagem com conservados Bioatividade.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A matriz extracelular (ECM) fornece não somente estrutural apoio mas também é importante para a célula biológica e tecido função1. No coração, o ECM participa na regulação das respostas fisiopatológicas como fibrose, inflamação, angiogênese, função contrátil de casos e viabilidade e destino de células progenitoras residente. Além de seus principais componentes fibrosas glicoproteínas, glicosaminoglicanos e proteoglicanos - contém uma série de fatores de crescimento secretados, citocinas e vesículas membranosas que contém proteínas e ácidos nucleicos2,3.

Recentemente tornou-se claro que preparações de ECM acelulares não são apenas inestimáveis para o estudo de interacções célula-matriz, mas também para potenciais aplicações terapêuticas baseada em célula. A importância de fornecer um ambiente adequado para produtos terapêuticos celular ou tecidos engenharia agora é amplamente reconhecida. Foram feitas tentativas para combinar suspensões celulares ou compostos ativos com hidrogel de biopolymeric definido4,5,6 ou com coquetéis de proteína secretadas pelas células de sarcoma murino (i.e., Matrigel, Geltrex) 7. no entanto, o antigo limitaram bioatividade, estes últimos são problemáticos em processos de qualidade GMP, e ambas faltam a bioatividade de tecido-específica de cardíaca ECM (cECM)8,9,10, 11,12,13.

Decellularization do miocárdio tem sido realizado anteriormente por perfusão do coração toda via a vasculatura coronária14,15. Enquanto isso é possível em animais corações, corações humanos intactas são raramente disponíveis. Portanto, um processo de imersão que permite a manipulação de amostras de tecidos obtidas na sala de cirurgia foi favorecido. Nosso protocolo de "3 passos" contém separado 3 etapas de incubação ou seja Lise, solubilização e remoção de DNA. Que produz o ECM do miocárdio humano com em grande parte preservada da proteína e glicosaminoglicano composição16,17. Essas fatias cECM permitem em vitro estudos de interacções célula-matriz, mas são mal adaptadas para aplicações terapêuticas de potenciais humano-escala. O processo de fabricação estendeu-se então para produzir cECM liofilizado micropartículas ou um hidrogel de cECM18.

Este protocolo permite a decellularization do miocárdio humano obtido de amostras cirúrgicas, preservando os principais componentes da matriz extracelular do miocárdio (ECM) e sua atividade biológica. Este protocolo é recomendado quando ECM cardíaco humano com conserva bioatividade de tecido-específica é necessária para estudos experimentais de interacções célula-matriz, ou quando um ambiente adequado é necessário para abordagens baseadas em células de regeneração miocárdica. Em princípio, também é possível adaptar este protocolo para condições GMP-classe, para que o uso de cECM processado deve ser viáveis aplicações terapêuticas no futuro.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo do estudo está em conformidade com os princípios éticos descritos na declaração de Helsinque e foi aprovado pela Comissão de Conselho e ética a revisão institucional da Universidade de medicina Charité. Todos os pacientes fornecidos escritos, consentimento informado para o uso de tecido cardíaco para estudos experimentais.

1. preparação do miocárdio humano para seccionamento

  1. Obter o miocárdio ventricular esquerdo (tamanho varia dependendo do tipo de cirurgia) diretamente da sala de operações e transporte em PBS frio em um recipiente estéril.
  2. Remova todo o tecido gordo com um bisturi estéril com uma lâmina n º 10 em condições estéreis.
  3. Corte o miocárdio em cubos de aproximadamente 1 x 1 x 1 cm com um bisturi.
  4. Coloque os cubos em tubos estéreis de 50 mL.
    Nota: Para pausar, executar passo 1.5, caso contrário continue com o passo 2.2. Evite ciclos repetidos de congelamento-descongelamento para evitar a degradação das proteínas e uma diminuição na qualidade do tecido.
  5. Armazenar os tubos que contém os cubos a-80 ° C. O tecido pode ser armazenado por vários meses.

2. corte dos cubos de miocárdio em fatias

  1. Leve os tubos contendo os cubos preparados fora do congelador.
  2. Transporte em gelo para o criostato.
  3. Definir o objeto e a câmara de temperatura-15 ° c.
    Nota: A temperatura certa é crucial para garantir o corte perfeito.
  4. Relaxa os tubos vazios de 50 mL e selos na câmara ou em gelo seco.
  5. Adicione uma camada (aproximadamente 0,5 - 1,0 mL) de cryosection médio para o carimbo frio e deixá-la congelar até é branca e sólida.
  6. Adicionar uma segunda camada de cryosection médio e coloque um cubo de miocárdio para esta camada.
  7. Certifique-se de meio de cryosection e miocárdio são completamente congelado antes de continuar.
    Nota: Quando o meio da amostra e cryosection não são congelados o seccionamento será prejudicada. Cryosection completamente congelado médio gira de fluídos e transparentes para sólido, branco e não transparente. Os cubos do miocárdio precisam de pelo menos 30 min a 1 h para congelar completamente se continuar imediatamente da etapa 1.4. Quando o tecido é congelado não deve deformar quando tocou/tratado com pinças.
  8. Insira o selo com miocárdio congelado no suporte e aperte os parafusos.
  9. Apare a superfície do tecido até à obtenção de uma superfície de corte mesmo.
  10. Conjunto de corte espessura a 300 µm.
  11. Seção do miocárdio congelado com seccionamento automático. Isto garante a seções de corte uniformes. Aproximadamente 30 a 40 seções podem ser cortadas de um cubo.
  12. Coloque cada fatia após seccionamento frouxamente em um tubo de 50ml pré-resfriada.
    Nota: Não pressione as fatias ou pacote firmemente. Aproximadamente 40 fatias podem caber em um tubo.
  13. Fechar os tubos cheios e colocar no gelo.
    Nota: Para pausar ir sobre com passo 2.14, caso contrário continue com o passo 3.2.
  14. Fatias de miocárdio loja a-80 ° C. As fatias podem ser armazenadas por vários meses.

3. decellularization do miocárdio humano fatias

  1. Pegue o número necessário de tubos de 50 mL contendo seções de miocárdio fora do congelador-80 ° C e transporte no gelo.
  2. Transferi as seções congeladas de todos os tubos de 50 mL do passo 3.1 em um béquer estéril. Aproximadamente 40 fatias são adicionadas para o copo por tubo de 50 mL. O copo deve ser três vezes o volume dos tubos de 50 mL; por exemplo, para decellularization de um tubo de 50 mL, use um copo de 150 mL.
  3. Adicione 50 mL de solução de lise (10 mM Tris, 0,1% w/v EDTA, pH 7,4 em H2O) pelo tubo de 50 mL com fatias do miocárdio.
  4. Agite as fatias do miocárdio em um béquer estéril em 100-150 rpm continuamente por 2 h à temperatura ambiente.
  5. Coe o líquido com as fatias de tecido através de uma peneira grossa. Transferi as fatias de tecido com uma pinça contundente para um novo copo estéril. Adicione 50 mL de SDS 0,5% em PBS por tubo de 50ml inicial de fatias do miocárdio (por exemplo, usar 100ml SDS solução quando dois tubos de 50 mL de seções do miocárdio estão sendo decellularized).
  6. Agitar continuamente durante 6 h em 100-150 rpm, à temperatura ambiente.
  7. Coe o líquido com as fatias de tecido através de uma peneira grossa. Transferir as fatias de tecido com uma pinça contundente para um novo copo estéril e lavar 3 vezes com 50 mL de PBS por 10 min cada e agitando a 150 rpm. Em seguida, lave a noite em PBS com 1% penicilina/estreptomicina e 1% nistatina (PBS-P/S-N) em 100-150 rpm e 4 ° C, agitando.
    Nota: A lavagem completa é crucial para remover completamente qualquer SDS residual. Os restos de SDS são tóxicos quando o ECM é usado em combinação com células.
  8. Remover a solução de lavagem e adicionar 25 mL pré-aquecido FBS (37 ° C) com 1% penicilina/estreptomicina e 1% nistatina para as decellularized fatias por tubo inicial 50 mL de fatias do miocárdio.
  9. Incubar durante 3 h a 37 ° C. Nesta etapa, qualquer DNA restante é removido da matriz devido a atividade de DNase intrínseca do FBS.
  10. Transfira as fatias para um novo copo estéril e lavar 3 vezes com 50 mL de PBS por 10 min cada e agitando a 150 rpm.
    Nota: As fatias de ECM podem ser armazenadas em PBS-P/S-N em 4 ° C por vários dias. No entanto, recomenda-se proceder de imediato.

4. processamento do cECM Decellularized a pó

  1. Coloque as fatias de ECM frouxamente em uma placa nova de estéril 6. Congelar o ECM a-80 ° C e lyophilize para 2 dias em um liofilizador.
    Nota: mais do que uma fatia pode ser colocada por bem. Disponha as fatias para cobrir completamente a superfície do poço. Sobrepondo as fatias não afeta o sucesso subsequente de pulverização.
  2. Para a pulverização da fatia ECM, uso de moagem específicos tubos contendo grânulos de cerâmica 1,4 mm (ver Tabela de materiais). Encha os tubos frouxamente com ECM liofilizado usando uma pinça estéril de Franco. Para obter melhores resultados, recomenda-se um peso total de ECM entre 10-20 mg.
    Nota: Se o ECM é embalado demasiado firmemente em tubos de moagem o processo de pulverização será negativamente afetado.
  3. Os tubos snap-congelamento em nitrogênio líquido.
    ATENÇÃO: nitrogênio líquido é a temperatura extremamente baixa, usar proteção pessoal apropriada.
  4. Inserir os tubos congelados a máquina de trituração e pulverizar o ECM.
    1. Definir a duração de 30 s e um máximo de velocidade e iniciar o dispositivo.
    2. Depois de terminar, retire os tubos e snap-congelar novamente em nitrogênio líquido.
    3. Repeti cinco vezes.
  5. Lave as micropartículas dos tubos, adicionando 1 mL ddH2O pelo tubo e agitar ou vórtice para solubilizing completa. Filtre a solução heterogênea, através de uma malha de 200 µm em um tubo de 50 mL.
  6. Congele o tubo em nitrogênio-80 ° C ou líquido.
  7. Substitua a tampa padrão do tubo com um filtro de 0,22 µm. Esta tampa de filtro impede que o pó fluindo para fora do tubo, mas permite a circulação de ar para evaporação da água.
  8. Inserir os tubos no Liofilizador e lyophilize novamente para remover a água da etapa (etapa 4.5)
    Nota: Liofilização neste passo pode demorar até 3 dias.
  9. Armazenar o pó a-80 ° C até o processamento adicional ou continuar com a etapa 5.1.

5. homogeneização de base enzima de cECM Micropartículas

  1. Pepsina suína em 0,01 M HCl (pH 2,0) a uma concentração de 1 mg/mL, dissolva. Coloque em um agitador rotativo à temperatura ambiente até que é completamente dissolvido.
  2. Dissolva o pó liofilizado de ECM humano (4.8. etapa) da solução de pepsina a uma concentração final de 10 mg/mL. Homogeneizar através de pipetagem. O volume total varia de acordo com a quantidade de solução de ECM necessária. Por exemplo, dissolvem-se 10 mg de pó de ECM em 1 mL de solução de pepsina.
    Nota: Dissolver as partículas pode ser suportado através da utilização do Vortex suave (1.000-1.500 RPM). Restante em pedaços de micropartículas afetará negativamente a digestão.
  3. Transferi a solução para tubos de 2 mL com um volume de 1 mL por tubo.
  4. Coloque os tubos em um agitador de tubo por 48 h a 27 ° C e 1.200 rpm.
  5. Tirar os tubos do agitador e colocar no gelo ou um suporte de tubo pré-refrigerado.
  6. Mistura 1/9 do volume da solução de ECM de frio 10x PBS (pH 7,4) com 1/10 do volume da solução de ECM frio 0,1 M de NaOH em um tubo pré-resfriado e lugar no gelo. Esta mistura irá neutralizar a solução ECM digerida e irreversivelmente inativar a pepsina.
  7. Adicione a solução de ECM para a mistura de neutralização e misture completamente através de pipetagem ou num Vortex.
  8. Defina o ECM para a concentração desejada com 1X PBS (pH 7,4). O pH da solução pode ser verificado com papel de pH.
    Nota: O cálculo de exemplo para 10 mL digerido solução ECM:
    Adicione 10 mL de HCl (pH 2,0) pepsina suína 10 mg.
    Adicione 100 mg ECM em pó para solução de pepsina.
    Nota: O cálculo de exemplo para neutralizar 10 mL digerido solução ECM e definindo a concentração para 8 mg/mL:
    Vol.Final = cIniciar x VolIniciar / cFinal = 10 mg / mL x 10ml / 8 mg/mL = 12,5 mL
    Vol.10xPBS = Volcomeçar / 9 = 1/9 da PBS de 10 x 10 mL = 1,11 mL
    VolNaOH = Volcomeçar / 10 = 1/10 de 10 mL = 1 mL
    Vol.1xPBS = Vol VolFinal - Volcomeçar -10xPBS - VolNaOH = 12,5 mL - 10 mL-.11 mL-1 mL = 0,39 mL

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo de 3 passos para decellularization do miocárdio humano aqui apresentados resultados em quase completa remoção de material celular, preservando-se os principais componentes de ECM e a estrutura fibrillar do ECM. Após decellularization, a bruta remoção de células do tecido é evidente pela mudança na cor (figura 1A). A análise histológica com H & E e Masson Trichrome manchas revelou a ausência completa de células intactas residuais (

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ao preparar o ECM do miocárdio humano, o objetivo é alcançar o seguinte: remoção de material celular imunogênica relevante, preservação da integridade de ECM e bioatividade, esterilidade, não-toxicidade do produto final, compatibilidade de GMP-processo, e adequação do produto para um determinado aplicativo em termos de manipulação. Combinando nosso protocolo de decellularization de 3 passos com tratamento subsequente em micropartículas ou auto-montagem hidrogel, material de ECM cardíaco humano é obtido que possui activid...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo do estudo está em conformidade com os princípios éticos descritos na declaração de Helsinque. Pacientes fornecido o consentimento informado para o uso do tecido para fins de investigação, e o processo de coleta de tecido foi aprovado pelo Comitê de ética da Charité - Universitätsmedizin Berlin (EA4/028/12) e Conselho de revisão institucional.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
BalanceDR Precisa, Dietikon, SuíçaPrecisa XR 205SM
Blades Nr.10 Skalpell Nr.3InstrumenteNRW, Erftstadt, AlemanhaSK-10-004
Placas de cultura de células (6 poços)Greiner, Frickenhausen, Alemanha657160
Cryostat CMLeica, Wetzlar, Alemanha3050S
EDTACarl Roth, Karlsruhe, Alemanha8043.3
Tubos de reação Eppendorf (1,5 ou 2 ml)Greiner, Frickenhausen, Alemanha616201, 623201
Falcon 15ml, 50mlGreiner, Frickenhausen, Alemanha188271, 227270
Soro Fetal Bovino (FBS)Biochrome, Berlim, AlemanhaS 0115
Sistema de LiofilizaçãoLabconco, Kansas City, EUA7670520
Congelador (-80° C)Thermo Scientific, Waltham, MA, EUAForma 900 Series
HClCarl Roth, Karlsruhe, Alemanha281.1
Lâminas de micrótomo Tipo 819Leica, Wetzlar, Alemanha14035838925
Minilys HomogeneizadorPEQLAB Biotechnologie GmbH, Erlangen, Alemanha91-PCSM
NaOHCarl Roth, Karlsruhe, AlemanhaK021.1
NystatinPAN Biotech, Aidenbach, AlemanhaP06-07800
PBSThermo Scientific, Waltham, MA, EUA14190-094
Penicilina/estreptomicinaLife Technologies, Darmstadt, Alemanha15140122
PepsinSigma-Aldrich, Taufkirchen, AlemanhaP6887-1G
Precellys Keramik-Kit 1,4 mmPeqlab Biotechnolgie, Erlangen, Alemanha91-PCS-CK14
Agitador de placas Rotamax 120Heidolph, Schwabach, Alemanha544-41200-00
SDSCarl Roth, Karlsruhe, AlemanhaMicroscópio estéreo CN30.3
Leica, Wetzlar, AlemanhaM125
Steriflip-GP, 0,22 µ mMerck Millipore, Darmstadt, AlemanhaSCGP00525
Misturadores analógicos de rolos e balancins StuartSigma-Aldrich, Taufkirchen, AlemanhaZ675113-1EA
Tissue Tek O.C.T compostoHartenstein, Würzburg, AlemanhaTTEK
Conjunto de transfusão 200µ mSarstedt, Nü mbrecht, Alemanha798.200.500
TRISCarl Roth, Karlsruhe, Alemanha5429.3
vedena Skalpellgriff Fig. 3, Padrão, 125 mmDestaques Médicos, Rohrdorf, AlemanhaCV102-003
Vortex-Genie2Scientific Industry, Nova York, EUASI-0256

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Elliott, R., Hoehn, J. Use of Commercial Porcine Skin for Wound Dressings. Plastic and reconstructive surgery. 52 (4), 401-405 (1973).
  2. Rienks, M., Papageorgiou, A. -P., Frangogiannis, N. G., Heymans, S. Myocardial Extracellular Matrix: An Ever-Changing and Diverse Entity. Circulation Research. 114 (5), 872-888 (2014).
  3. Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The Biological Basis for Cardiac Repair After Myocardial Infarction. Circulation Research. 119 (1), 91-112 (2016).
  4. Boopathy, A. V., Martinez, M. D., Smith, A. W., Brown, M. E., Garcia, A. J., Davis, M. Intramyocardial Delivery of Notch Ligand-Containing Hydrogels Improves Cardiac Function and Angiogenesis Following Infarction. Tissue Eng Part A. 21 (17-18), 2315-2322 (2015).
  5. Gaetani, R., Yin, C., et al. Cardiac derived extracellular matrix enhances cardiogenic properties of human cardiac progenitor cells. Cell Transplant. , (2015).
  6. Kraehenbuehl, T. P., Ferreira, L. S., et al. Human embryonic stem cell-derived microvascular grafts for cardiac tissue preservation after myocardial infarction. Biomaterials. 32 (4), 1102-1109 (2011).
  7. Zhang, J., Klos, M., et al. Extracellular matrix promotes highly efficient cardiac differentiation of human pluripotent stem cells: The matrix sandwich method. Circulation Research. 111 (9), 1125-1136 (2012).
  8. Fong, A. H., Romero-López, M., et al. Three-Dimensional Adult Cardiac Extracellular Matrix Promotes Maturation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes. Tissue Engineering Part A. 22 (15-16), 1016-1025 (2016).
  9. DeQuach, J. A., Mezzano, V., et al. Simple and High Yielding Method for Preparing Tissue Specific Extracellular Matrix Coatings for Cell Culture. PLoS ONE. 5 (9), e13039(2010).
  10. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  11. Tukmachev, D., Forostyak, S., et al. Injectable extracellular matrix hydrogels as scaffolds for spinal cord injury repair. Tissue Eng Part A. , (2016).
  12. Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
  13. Singelyn, J. M., Sundaramurthy, P., et al. Catheter-deliverable hydrogel derived from decellularized ventricular extracellular matrix increases endogenous cardiomyocytes and preserves cardiac function post-myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 59 (8), 751-763 (2012).
  14. Wainwright, J. M., Czajka, C. A., et al. Preparation of cardiac extracellular matrix from an intact porcine heart. Tissue Eng Part C Methods. 16 (3), 525-532 (2010).
  15. Ott, H. C., Matthiesen, T. S., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14, 213-221 (2008).
  16. Oberwallner, B., Anic, B. A., et al. Human cardiac extracellular matrix supports myocardial lineage commitment of pluripotent stem cells. Eur J Cardiothorac Surg. 47, 416-425 (2015).
  17. Oberwallner, B., Brodarac, A., et al. Preparation of cardiac extracellular matrix scaffolds by decellularization of human myocardium. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (9), 3263-3272 (2014).
  18. Kappler, B., Anic, P., et al. The cytoprotective capacity of processed human cardiac extracellular matrix. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. , (2016).
  19. Bashey, R. I., Martinez-Hernandez, A., Jimenez, S. A. Isolation, characterization, and localization of cardiac collagen type VI. Associations with other extracellular matrix components. Circulation Research. 70 (5), (1992).
  20. Wu, J., Ravikumar, P., Nguyen, K. T., Hsia, C. C. W., Hong, Y., Gorler, A. Lung protection by inhalation of exogenous solubilized extracellular matrix. PLOS ONE. 12 (2), e0171165(2017).
  21. Chen, W. C. W., Wang, Z., et al. Decellularized zebrafish cardiac extracellular matrix induces mammalian heart regeneration. Science Advances. 2 (11), e1600844(2016).
  22. Godier-Furnémont, A. F. G., Martens, T. P., et al. Composite scaffold provides a cell delivery platform for cardiovascular repair. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (19), 7974-7979 (2011).
  23. Sarig, U., Sarig, H., et al. Natural myocardial ECM patch drives cardiac progenitor based restoration even after scarring. Acta Biomaterialia. 44, 209-220 (2016).
  24. Singelyn, J. M., DeQuach, J. A., Seif-Naraghi, S. B., Littlefield, R. B., Schup-Magoffin, P. J., Christman, K. L. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Cardiac Extracellular MatrixDecellularization ProcessHydrogel FormationTissue ProcessingMicroparticle PreparationPepsin DigestionLyophilization TechniqueCell free ECM SheetsIn Vitro ApplicationsIn Vivo Applications

Artigos relacionados