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Artigo de método

PET e MRI guiada irradiação de um modelo do rato de Glioblastoma usando um Microdifusora

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DOI:

10.3791/56601

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28 de dezembro de 2017

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1Department of Nuclear Medicine, Ghent University Hospital, 2IBiTech-MEDISIP, Department of Electronics and Information Systems, Ghent University, 3Department of Radiation Oncology, Ghent University Hospital

Neste artigo

Resumo

No passado, pequena animal irradiação geralmente foi realizada sem a capacidade de direcionar um volume de tumor bem delineados. O objetivo era imitar o tratamento do glioblastoma humano em ratos. Utilizando uma plataforma de irradiação de animais pequenos, realizamos guiada por MRI irradiação conformal 3D com secundário-volume baseados em PET impulsionando em um ajuste pré-clínicos.

Resumo

Há décadas, pesquisa de radiação animal pequeno principalmente foi realizada usando configurações experimentais bastante cruel, aplicando técnicas simples de feixe único sem a capacidade para atingir um volume de tumor específico ou bem delineados. A entrega de radiação foi conseguida usando fontes de radiação fixo ou aceleradores lineares produzindo raios-x megavoltage (MV). Estes dispositivos são incapazes de alcançar precisão sub mm necessário para pequenos animais. Além disso, as altas doses entregue para avaliação saudável de resposta cesto tecido circundante. Para aumentar a tradução entre pequenos estudos animais e humanos, nosso objetivo era imitar o tratamento do glioblastoma humano em um modelo do rato. Para habilitar uma irradiação mais precisa em uma configuração pré-clínicos, recentemente, plataformas de pesquisa guiada por imagem pequeno animal radiação precisão foram desenvolvidas. Semelhante ao planejamento de sistemas humanos, planejando essas micro-irradiators de tratamento baseia-se na tomografia computadorizada (CT). No entanto, baixo contraste de tecidos moles na CT torna muito difícil de localizar alvos em determinados tecidos, como o cérebro. Portanto, incorporando a ressonância magnética (MRI), que tem excelente contraste de tecidos moles em relação ao CT, permitiria uma delimitação mais precisa do alvo para irradiação. Na última década também biológica de imagens técnicas como tomografia por emissão de pósitrons (PET) ganharam interesse para orientação de tratamento de terapia de radiação. PET permite a visualização de , por exemplo, consumo de glicose, transporte de aminoácidos ou hipóxia, presente no tumor. Visando essas peças altamente proliferativas ou rádio-resistente do tumor com uma dose maior poderia dar um benefício de sobrevivência. Esta hipótese levou à introdução de tumor biológico volume (VFC), além do volume de destino bruto convencionais (GTV), volume de destino clínico (CTV) e volume de destino planejado (PTV).

No laboratório de imagem pré-clínicos da Universidade de Ghent, um microdifusora, um pequeno animal de estimação e um animal pequeno 7 T MRI estão disponíveis. O objetivo era incorporar irradiação guiada por MRI e PET-guiada secundário-volume aumentar em um modelo do rato de glioblastoma.

Introdução

Glioma de alto grau é o tumor cerebral maligno mais comum e mais agressivo em adultos com uma sobrevida média de 1 ano apesar de modalidades de tratamento atual. O tratamento padrão inclui máxima ressecção cirúrgica seguida de radioterapia de feixe externo combinado (RT) e temozolomide (TMZ), seguido de manutenção TMZ1,2,3. Desde a introdução do TMZ agora mais de 15 anos atrás, sem melhorias significativas foram feitas no tratamento destes tumores. Portanto, a implementação de novas estratégias terapêuticas é urgente, mas deve primeiro ser investigada em modelos de terapia do câncer animal pequeno (principalmente camundongos e ratos). Modelos de roedores de tumor-rolamento podem ser usados para investigar a eficácia dos protocolos de radiação nova e complexa, possivelmente combinado com outros agentes de tratamento (novo), para avaliar a resposta de radiação ou para investigar agentes de rádio-protetor. Uma grande vantagem da pesquisa pré-clínica radiação é a capacidade de trabalhar em condições experimentais controladas usando grandes coortes, resultando em dados acelerado rendimento devido a menor expectativa de vida de roedores. Os achados pré-clínicos, em seguida, devem ser traduzidos em um ensaio clínico de uma forma muito mais rápida e mais eficiente do que na atual prática4.

Experimentos de radiação de animais pequenos, nas últimas décadas normalmente alcançados usando fontes de radiação fixo a5,6,7, por exemplo, 137Cs e 60Co, isótopos, ou linear aceleradores se destina para uso clínico humano, aplicando um campo único de radiação com raios x MV6,8,9,10,11. No entanto, esses dispositivos não alcançar precisão sub milímetros, que é necessário para pequenos animais12. Além disso, MV radiografias têm características impróprias para irradiar pequenos alvos, tais como um acúmulo de dose na interface ar-tecido na região da entrada do feixe com uma extensão na ordem o animal em si tamanho4,6 ,8,9,10,11. Este último torna bastante desafiador para entregar uma dose uniforme para um tumor, poupando em torno de um cérebro normal tecido4,8,9,10,11. Portanto, não está claro para quais extensão atual estudos realizados com animais ainda são relevantes para a moderna RT prática12. A este respeito, recentemente desenvolvido tridimensional (3D) conformal pequenos animais micro-irradiators são promissores para colmatar o fosso tecnológico entre 3D guiada por imagem RT técnicas avançadas, tais como a terapia de radiação de intensidade modulada (IMRT) ou conformados arcos usados em humanos e atual irradiação animal pequeno4,13. Essas plataformas fazem uso de uma fonte de raios-x de quilovoltagem (kV) para obter penumbras afiadas e para evitar o acúmulo de dose. Essas plataformas incluem uma fase controlado por computador para animal, posicionamento, um kV fonte de raios-x para a imagem e o tratamento de radiação, um assembly de rotacional do pórtico para permitir a entrega de radiação de vários ângulos e um sistema collimating a moldar o feixe de radiação 4. em 2011, um microdifusora foi instalado no laboratório de imagem pré-clínicos da Universidade de Ghent (Figura 1). Este sistema é semelhante à prática de radioterapia humana moderna e permite uma grande variedade de experimentos pré-clínicos, tais como a sinergia de radiação com outras terapias, esquemas de radiação complexo e estudos de impulso guiada por imagem alvo secundário.

Tratamento a planear estas micro-irradiators é baseado em CT, que é equivalente a humana planejamento sistemas14,15. Para a imagem latente de CT, um detector de raios x a bordo é usado em combinação com o tubo de raios-x kV mesmo que é usado durante o tratamento. Imagem latente de CT é usado como permite o posicionamento exato do animal e fornece as informações necessárias para os cálculos de dose de radiação individual através de segmentação. No entanto, devido ao baixo contraste de tecidos moles no CT da imagem latente, tumores no cérebro dos animais pequenos, tais como glioma de alto grau, não podem ser facilmente delineados. A incorporação da imagem de várias modalidades, é necessária para uma delineação de volume alvo exato. Comparado ao CT, MRI fornece vastamente superior contraste de tecidos moles. Isso torna muito mais fácil de visualizar os limites de lesão que resultarão em uma muito melhor delineação do volume alvo, ajudando a melhor irradiar a lesão e evitar tecido, conforme ilustrado no Figura 24, 16. Uma vantagem adicional é que o MRI usa radiação não-ionizante, ao contrário do CT que está utilizando radiação ionizante. As principais desvantagens da RM são os tempos de aquisição relativamente longo e elevados custos operacionais. É importante notar que as ressonâncias não podem ser usadas para cálculos de dose, como eles não fornecem as informações de densidade de elétrons necessária, embora o progresso está sendo feito neste campo, também com o desenvolvimento recente do senhor-LINACS. Como tal, um conjunto de dados combinado CT/RM é o método de escolha para o planejamento da irradiação de glioma maligno, contendo ambas as informações necessárias para o direcionamento (volumes baseado em MRI) e para cálculos de dose (densidade de elétron CT-baseado).

Para diminuir o fosso entre a irradiação de animais pequena e rotina clínica, MRI claramente precisa integrar o fluxo de trabalho do microdifusora, que exigem um registo correcto entre MRI e CT, que está longe de ser trivial. Neste trabalho, o nosso protocolo para MRI guiadas irradiação conformal 3D do F98 glioblastoma em ratos é discutido, que tem sido recentemente publicado17.

Embora incorporando CT e ressonância magnética do fluxo de trabalho do microdifusora é um claro passo em frente na pesquisa de irradiação de animais pequenos, estas técnicas de imagens anatômicas não permite sempre uma definição completa do volume alvo. As alterações patológicas no cérebro no CT e MRI caracterizam-se pelo conteúdo de água aumentado (edema) e o escapamento da barreira hemato - encefálica ou realce de contraste. No entanto, tanto realce de contraste e áreas hipertenso em T2-weighted MRI não são sempre uma medida exata da extensão do tumor.Foram detectadas células tumorais muito além das margens do realce de contraste12. Além disso, nenhuma destas técnicas pode identificar as partes mais agressivas dentro do tumor, que pode ser responsável pela resistência terapêutica e recorrência do tumor. Portanto, informações adicionais de técnicas de imagem moleculares como animal de estimação pode ter um valor acrescentado para RT alvo definição do volume porque estas técnicas permitem visualizar vias biológicas na vivo12,18, 19.

Em 2000, Ling et al introduziu o conceito de volume alvo biológico (BTV) integrando o fluxo de trabalho de radioterapia, levando a que chamaram de radioterapia conformal multidimensional20imagens anatômicas e funcionais. Isto cria a possibilidade de melhorar a dose alvo entregando uma dose não-uniforme a uma região de destino usando, por exemplo, imagens de PET. O mais amplamente utilizado marcador de PET para estadiamento do tumor e para monitorar o tratamento resposta é fluor-18 (18F) rotulado fluorodeoxyglucose (FDG), que visualiza o metabolismo de glicose21. Em câncer de cabeça e pescoço, estudos anteriores mostraram que o uso de 18F-FDG PET levou a uma melhor estimativa do volume real de tumor, conforme definido por espécimes patológicos, em comparação com CT e MRI22. No cérebro primário, tumores, onde o FDG não é útil devido o sinal de fundo muito forte do cérebro normal, aminoácidos, tais como 11C-metionina e, mais recentemente, 18F-fluoroetthyltyrosine (FET), têm sido investigados para GTV delimitação com muitas vezes marcadas diferenças entre aminoácidos PET e MRI-baseado GTVs23. No entanto, sem julgamento em perspectiva, investigar o significado desse achado foi executado ainda. Neste estudo, nós selecionamos o palpador de aminoácidos 18F-FET e o palpador hipóxia 18F-fluoroazomycin-arabinoside (18F-Fernandes). 18 F-FET e 18F-Fernandes foram seleccionados por um aumento da absorção amino-ácido é fortemente correlacionado com a taxa de proliferação em tumores de GB, Considerando que a captação de uma hipóxia PET-tracer está correlacionada com resistência à de radioterapia (quimioterapia)18 , 23. volume sub impulsionando usando o microdifusora foi otimizado, dando uma dose de radiação adicional a uma parte definida pelo PET do F98 GB tumor em ratos.

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Protocolo

O estudo foi aprovado pelo Comitê de ética para experimentação animal (ECD 23/09 e ECD 12/28). Todos os detalhes comerciais podem ser encontrados na Tabela de materiais.

1. F98 GB modelo de células de rato

  1. Cultura das células F98 GB, obtidas ATCC, em monocamadas usando de Dulbecco meio Eagle modificado, soro de vitelo de 10%, 1% penicilina, estreptomicina 1%, 1% L-glutamina e 0,1% anfotericina b e coloque numa incubadora de CO2 (5% de CO2 e 37 ° C).
  2. Inocule as células de glioma no cérebro de ratos de F344 Fischer femininos (170 g de peso corporal).
    1. Use instrumentos estéreis e luvas estéreis em todos os momentos.
    2. Anestesia os ratos injetando uma mistura de 74 mg/kg de ketamina e xilazina de 11 mg/kg intrapertioneally (IP) com uma seringa de insulina (1 mL, 29 G). Confirme o anesthetization pela ausência de resposta para o reflexo de retirada do membro. Imobilize os ratos em um dispositivo estereotáxico usando pontos de fixação para nariz e orelhas. Lugar um olho carbomer gel para evitar o ressecamento dos olhos enquanto sob anestesia.
    3. Raspar o rato do nível dos olhos na parte de trás do crânio e desinfectar a pele com iodo-povidona.
    4. Expor o crânio através de uma incisão de couro cabeludo de 2 cm e fazer um furo de 1 mm (broca de diamante) 2 mm posterior e 2,5 mm lateral para o bregma no hemisfério direito frontal.
    5. Inserir uma agulha de insulina Estereotaxia guiada (29 G) e injetar a suspensão de células de 5 µ l (20.000 F98 GB células) 3 mm de profundidade utilizando um controlador de bomba micro-seringa (configurações: injetar (I50), taxa de 1 nL/s (001 SDN)).
    6. Retirar a seringa lentamente e fechar a incisão com cera para osso. Suturar a pele e desinfectar com iodo-povidona.
    7. Estabilize a temperatura do corpo da pós cirurgia animal usando uma lâmpada vermelha. Monitore o despertar do rato até que recuperou a consciência suficiente para manter a prostração esternal. Não retornam o animal para a companhia de outros animais até que se recuperou totalmente. Manter todos os animais sob condições ambientais controladas (ciclos de luz/escuro normal h 12, 20-24 ° C e 40-70% de humidade relativa) com comida e água ad libitum. Certifique-se de acompanhar de perto os animais através do acompanhamento de seu peso corporal, alimentar, ingestão de água e sua atividade e comportamento normal. Use uma dose letal de pentobarbital de sódio a eutanásia dos animais (160 mg/kg), se for observada uma diminuição do peso corporal 20% ou quando o comportamento normal severamente se deteriora (por exemplo, falta de higiene).

2. a confirmação do crescimento do Tumor

Nota: Avalie tumor crescimento 8 dias após inoculação usando contraste aprimorado T1-weighted MRI, MRI dinâmico de contraste aprimorado (DCE-MRI) e T2-weighted MRI. Quando o tumor atinge um tamanho de 2.5 x 2.5 x 2.5 mm3, seleccione o rato para a terapia.

  1. Primeiro, conecte uma agulha 30G para um tubo de 60 cm longo, que é colocado por via intravenosa na veia lateral da cauda. Anestesia os ratos através de um cone de nariz com 2% de isoflurano misturado com oxigênio (0,3 L/min). Confirme anesthetization quando os ratos não respondem para o reflexo de retirada do membro. Cobrir os ratos com um cobertor aquecido e colocá-los na cama MRI. Use um gel do olho carbomer para evitar ressecamento.
  2. Coloque a cama no suporte com uma bobina de superfície de cérebro de rato fixo e posicionar a cama em uma bobina de transmissor de corpo inteiro de rato 72 milímetros.
  3. Execute uma verificação de localizador, seguida por uma varredura de ponderação T2 spin-eco para avaliar o crescimento do tumor. Detalhes de sequência T2-MRI: TR/TE 3661/37,1 ms, 109 µm isotrópica no plano resolução, fatia µm de espessura 600, 4 médias e TA 9 min 45 s.
  4. Se o tumor for confirmada a aquisição de T2-weighted, injetar um agente de contraste contendo gadolínio o tubo colocado por via intravenosa (agente de contraste MRI; 0,4 mL/kg) 30 s após o início da aquisição DCE-MRI. Adquira o DCE-MRI durante 12 min usando um rápido-baixo ângulo atirou em sequência (FLASH) em uma única fatia (espessura da fatia de 1 mm). Usar uma resolução espacial no plano de (312 µm2) e uma resolução temporal de 1.34 s.
  5. Usando a ferramenta de análise de sequência de imagem, selecione uma região de interesse (ROI) dentro da região de suspeita de tumor para plotar a intensidade de sinal ao longo do tempo. Posteriormente, analise a forma da curva resultante DCE para confirmar a presença de glioblastoma (Figura 3).
  6. Finalmente, adquira uma sequência de contraste aprimorado ponderada T1 spin-eco. Detalhes de sequência T1-MRI: TR/TE 1539/9.7 ms, 117 µm isotrópica no plano resolução, fatia espessura 600 µm, 3 médias, TA 4 min 15 s. típico contraste aprimorado T1-weighted MR imagens são mostradas na Figura 2.
  7. Após finalizar a sequência ponderada em T1, o animal pode acordar sob supervisão contínua, até que recupere a consciência plena.

3. multimodalidade Imaging para seleção do Volume de destino

Nota: Para poder executar o MRI-interativa 3D irradiação conformal do rato F98 GB modelo com PET-guiada secundário-volume impulsionando, 3 imagem latente necessidade de modalidades a serem executadas. Primeiro, injetar o radiotracer, em seguida, executar o MRI durante a captação do traçador, posteriormente realizar uma aquisição de PET estática e um tratamento planejamento CT.

  1. Anestesia os animais usando um cone de nariz com 2% de isoflurano misturado com oxigênio (0,3 L/min). Confirme anesthetization quando os ratos não respondem para o reflexo de retirada do membro. Use um gel do olho carbomer para evitar ressecamento enquanto sob anestesia.
  2. Inserir um cateter (26 G) a veia da cauda, permitindo a injeção do traçador radioativo de 37 MBq de PET dissolvida em soro fisiológico a 200 µ l. Injete ou 18F-FET ou 18F-Fernandes, 30 min ou 2 h antes da aquisição do animal de estimação, respectivamente.
  3. Injete o agente de contraste MRI (0,4 mL/kg) por via intravenosa na veia de cauda usando o cateter 15 min antes da aquisição do animal de estimação.
  4. Coloque os ratos em um in-house fez cama de multimodalidade e fixá-lo com prendedores de gancho-e-laço, mantendo uma posição fixa durante a imagem latente e microirradiação (Figura 1).
  5. Corrigi três marcadores de multimodalidade (capilares preenchidos com água) por baixo, acima e no lado direito do crânio. Coloque o rato, ainda fixado na cama multimodalidade, no suporte do animal do scanner MRI, corrigir a bobina de superfície de cérebro de rato e posicionar este set-up em uma bobina de transmissor de corpo inteiro de rato de 72 mm. Execute uma verificação de localizador, seguida por uma sequência de contraste aprimorado ponderada T1 spin-eco.
  6. Transporte o animal para executar um 18F-FET ou 18aquisição PET Fernandes-F. Adquira um 30 min estático PET scan no modo de lista. Verificação deve ser adquirido ou 30 min após a injeção de 18F-FET ou 2 h após a injeção de 18F-Fernandes.
Reconstrua todos os PET scans em uma matriz do × 64 200 × 200 por um algoritmo de maximização de expectativa de probabilidade máxima (MLEM) 2D usando 60 iterações e um tamanho de voxel de 0,5 × 0,5 × 1,157 mm.
  • Casa do animal, ainda na cama a multimodalidade, sobre um suporte de plástico fixado sobre a mesa de posicionamento robótica de 4 eixos do microdifusora. Realize uma tratamento de alta resolução planejamento tomografia computadorizada usando um filtro de alumínio de 1 mm e um detector de painel plano 20 x 20 cm (1.024 x 1.024 pixel) amorfo Si. Reconstruir as imagens de CT com um tamanho de voxel isotrópico de 0,2 mm. corrigir a tensão do tubo e tubo de corrente à 70 kV e 0,4 mA, respectivamente. Adquira um total de 360 projeções mais de 360 °.

    • 4. RT planejamento do tratamento

    1. Use o sistema (PCTPS) para o planejamento do tratamento de planeamento de tratamento pré-clínico. Importar o CT de planejamento para o PCTPS e segmentar manualmente esta imagem de CT em três classes de diferentes tecidos: ossos, tecidos moles e ar. Esta segmentação manual baseia-se na definição de três diferentes limiares de cinza-valor no CT planejamento. Estes limiares cinza-valor manualmente selecionadas devem ser escolhidos tal que o ar no cérebro está ausente e a espessura do osso do crânio é diferente de zero. Uma vez que estes limites são definidos, densidades de material são atribuídas pelo PCTPS para ossos, tecidos moles e ar (Figura 4).
    2. Se apenas é necessária a orientação de MRI, carregar a varredura de MRI e co registrar com o CT planejamento usando o PCTPS.
      1. Use as transformações de corpo rígido (três traduções e três rotações), os marcadores de multimodalidade e o crânio. Sobrescreve a intensidade do sinal de aumento do crânio no CT com sinal preto na RM, uma fusão de precisa pode ser alcançado (Figura 5).
      2. Selecione o destino para irradiação no centro do tumor melhoria de contraste em T1-weighted MRI, ver Figura 6 e Figura 7.
    3. Quando informações adicionais de PET devem ser incluídas, incluem um CT/MRI/PET co o registro usando o software de quantificação de imagem biomédica (BIQS).
      1. Use a ferramenta contorno no BIQS para fazer uma fusão de imagens de PET/RM (Figura 8). Após o registo co, selecione o destino no centro do aumento da absorção PET do traçador no BIQS (Figura 9) e introduzir as coordenadas manualmente no PCTPS usando as seguintes transformações: X → -X e Y → Z → Z -Y.
      2. Selecione a dose prescrita, o número de arcos, a posição de arco, a gama de rotação de arcos e o tamanho do colimador (Figura 10).
      3. Para RT MRI-guiada, use as seguintes configurações: uma dose prescrita de 20 Gy, 3 arcos, posicionados no sofá ângulos de 45 °, 0 ° e -45 ° com rotações do arco de 120 ° e um tamanho do colimador de 5 x 5 mm.
      4. Para PET-MRI-guiada RT, use as seguintes configurações: uma dose prescrita de 20 Gy usando 3 arcos e um colimador de 5 x 5 mm e extra 5 Gy para secundário-volume aumentar usando um colimador de 1 x 1 mm e 3 arcos não-coplanares. Selecione uma rotação de 120 ° para todos os arcos, enquanto mudando a posição do sofá (-45 °, 0 ° e 45 °).
    4. Calcule a distribuição de dose dentro do animal e os parâmetros de entrega do feixe para entregar a dose prescrita para o destino usando o PCTPS. Antes de irradiação real, teste as rotações do arco no sofá diferentes posições para evitar qualquer colisão durante a irradiação.
    5. Para a irradiação real, selecione um filtro de cobre 0,15 mm, definir a tensão de raio-x de 220 kV, defina o raio-x atual 13 mA, e a posição do colimador certo sobre o pórtico. Execute o RT transferindo os parâmetros de entrega do feixe apropriado do PCTPS para o microdifusora.
    6. Durante esses procedimentos, o rato é mantido sob anestesia contínua isoflurano (2% de isoflurano, misturado com oxigênio 0,3 L/min). Após a execução do último arco, o animal pode acordar sob supervisão contínua, até que recupere a consciência plena.

    5. dose Volume histogramas (DVHs)

    Nota: Para comparar a dose real entregada para os volumes de destino do tumor e o tecido cerebral normal circundante, calcule DVHs.

    1. Desenhe um volume de interesse (VOI) ao redor do tumor e o cérebro normal sobre as T1-contraste aprimorado senhor imagens ponderadas para calcular a dose média, máxima e mínima (Figura 11).
    2. Como um substituto para o máximo, média e a dose mínima para o volume do tumor e do volume de tecido cerebral normal, calcular a D2, D50e D90. D representa a dose recebida pelo x % do volume, denotado pelo subscrito e pode ser derivado o DVH resultante.

    6. TMZ e quimioterapia de Souza

    1. Para simular o tratamento do glioblastoma em pacientes, administrar quimioterapia concomitante usando injeções de IP de 29 mg/kg, que TMZ dissolvido em solução salina com 25% de Dimetilsulfóxido (DMSO) uma vez por dia durante 5 dias, começando no dia da irradiação24, 25. uso 1 mL, seringa de insulina 29 G para administrar a injeção.
    2. Para o grupo de controle, administre injeção da etapa 6.1 sem TMZ.

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    Resultados

    Para imitar a metodologia de tratamento humano para a irradiação do glioblastoma num modelo pré-clínico, a inclusão de radioterapia guiada por MRI foi necessário. Usando o PCTPS e a interface microdifusora, fomos capazes de irradiar F98 glioblastoma em ratos com vários arcos não-coplanares conformados direcionamento da região de contraste aprimorado em T1-weighted MRI17. Rigid-corpo transformações em combinação com uma cama de várias modalidades foram usadas para r...

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    Discussão

    Para atingir a precisa irradiação do alvo tumor glioblastoma no cérebro de ratos, orientação de CT on-Board do microdifusora não era suficiente. Tumores cerebrais são dificilmente visíveis devido ao contraste de tecidos moles insuficiente, mesmo se o realce de contraste seria usado. Como tal, MRI precisa ser incluído para permitir a irradiação mais precisa. Usando uma aquisição sequencial do senhor sobre um sistema de T 7 e uma aquisição de TC sobre o microdifusora, de que fomos capazes atingir a dose para a melhoria de ...

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    Divulgações

    Os autores têm sem conflitos de interesse a divulgar

    Agradecimentos

    Os autores gostaria de agradecer a Stichting Luka Hemelaere e Soroptimista Internacional para apoiar este trabalho.

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    Materiais

    Lista de materiais utilizados neste artigo
    NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
    GB RAT modelo
    F98 Linha celular de glioblastomaATCCCRL-2397
    Fischer F344/Ico crl RatosCharles RiverN/ASistema de
    microbombaWorld Precision InstrumentsUMP3Micro 4: https://www.wpiinc.com/products/top-products/make-selection-ump3-ultramicropump/#tabs-1
    Quadro estereotáxicoKopf902Modelo 902 Dual Small Animal Quadro estereotáxico
    broca diamantVellemanVTHD02https://www.velleman.eu/products/view/?id=370450
    Cera ósseaAesculap1029754https://www.aesculapusa.com/products/wound-closure/hemostatic-bone-wax
    Seringa de insulina MicrofineBeckton-Dickinson3209241 mL, 29G
    Lâmpada infraPhil IRPhilipsHP3616/01
    EthilonEthicon662G/662HFS-2, 4-0, 3/8, 19 mm
    NomeEmpresa Número de catálogoComentários
    Cultura de células
    DMEMInvitrogen14040-091
    Penicilina-estreptomicinaInvitrogen15140-148
    L-glutaminaInvitrogen25030-032
    FungizoneInvitrogen15290-018
    Tripsina-EDTAInvitrogen25300-062
    PBSInvitrogen14040-224
    FalconsThermo Scientific178883175 cm2 superfície nunclon, descartáveis para cultura de células com tampas de filtro
    Meio de congelamento de célulasSigma-aldrichC6164Meio de congelamento de células-DMSO, filtrado estéril, adequado para cultura celular, endotoxina testada
    NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
    Irradiação animal
    MicroirradiadorX-strahlSARRP
    software para irradiaçãoX-strahlSistemade planejamento de tratamento pré-clínico MuriPlan (PCTPS), versão 2.0.5.
    NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
    Possibilidade de sistema PET para animais de pequeno porte
    microPETPossibilidade de sistema MolecubesB-Cubehttp://www.molecubes.com/b-cube/
    microPET 2TriFoil Imagem, Northridge CAFLEX Triumph IIhttp://www.trifoilimaging.com
    Traçadores PETFabricados18F-FDG, 18F-FET, 18F-FAZA, 18F-Colina
    NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
    >Ressonância magnética de pequenos animais
    sistema de microRMBruker BiospinPharmascan 70/16https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan/overview.html Agente de
    contraste DotaremGuerbet, Dotarem 0,5 mmol / ml
    bobina transmissora de corpo inteiro de ratoRapid BiomedicalV-HLS-070
    bobina de superfície cerebral de ratoRapid BiomedicalP-H02LE-070
    Unidade de aquecimento à base de águaBruker BiospinMT0125
    30 G Agulha para injeção IVBeckton-Dickinson30512830 G
    PE 10 tubulação (60 cm/injeção)Instech laboratories, IncBTPE-10BTPE-10, tubulação de polietileno 0,011 x 0,024 pol (0,28 x 60 mm), não estéril, carretel de 30 m (98 pés), Instech laboratories, Inc Plymouth reunião PA EUA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com
    microcapilares de hematócrito não heparinizadosGMBH7493 21esses capilares são preenchidos com água para criar marcadores visíveis na ressonância magnética e na tomografia computadorizada
    strong>NomeCompanyNúmero de catálogoComentários
    Consumíveis
    isoflurano: IsofloZoetisB506Anestesia
    cetamina: CetamidorEcupharAnestesia
    xilazina: SedaxylCodifar NVde anestesia
    TerumoVersatus-W26G
    TemozolomidaSigma-aldrichT2577-100MGquimioterapia
    DMSOSeringa de insulina Sigma-aldrich276855-100ML
    MicrofineBeckton-Dickinson3209241 mL, 29G
    NomeEmpresaNúmero de catálogo<strong>Comentários
    Análise de imagem
    Software PMODPMOD technologies LLCPFUS (ferramenta de fusão)software de quantificação de imagens biomédicas (BIQS), versão 3.405, https://www.pmod.com/web/?portfolio=22-image-processing-pfus
    NomeEmpresa<strong>Número de catálogoComentários
    Anesthesia-equipment
    unidade movebé anestésicaASA LTDASA 0039ASA LTD, 5 valley road, Keighley, BD21 4LZ
    Gerador de oxigênioTécnicas veterinárias Int.7F-3BDO-Medipass, Ijmuiden
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    Referências

    1. Stupp, R., et al. Promising survival for patients with newly diagnosed glioblastoma multiforme treated with concomitant radiation plus temozolomide followed by adjuvant temozolomide. J Clin Oncol. 20 (5), 1375-1382 (2002).
    2. Dhermain, F. Radiotherapy of high-grade gliomas: current standards and new concepts, innovations in imaging and radiotherapy, and new therapeutic approaches. Chin J Cancer. 33 (1), 16-24 (2014).
    3. Ahmed, R., et al. Malignant gliomas: current perspectives in diagnosis, treatment, and early response assessment using advanced quantitative imaging methods. Cancer Manag Res. 6, 149-170 (2014).
    4. Verhaegen, F., Granton, P., Tryggestad, E. Small animal radiotherapy research platforms. Phys Med Biol. 56 (12), R55-R83 (2011).
    5. Kinsella, T. J., Vielhuber, K. A., Kunugi, K. A., Schupp, J., Davis, T. W., Sands, H. Preclinical toxicity and efficacy study of a 14-day schedule of oral 5-iodo-2-pyrimidinone-2-deoxyribose as a prodrug for 5-iodo-2-deoxyuridine radiosensitization in U251 human glioblastoma xenografts. Clin Cancer Res. 6 (4), 1468-1475 (2000).
    6. Vellimana, A. K., et al. Combination of paclitaxel thermal gel depot with temozolomide and radiotherapy significantly prolongs survival in an experimental rodent glioma model. J Neurooncol. 111 (3), 229-236 (2012).
    7. Kioi, M., Vogel, H., Schultz, G., Hoffman, R. M., Harsh, G. R., Brown, J. M. Inhibition of vasculogenesis, but not angiogenesis, prevents the recurrence of glioblastoma after irradiation in mice. J Clin Invest. 120 (3), 694-705 (2010).
    8. Vinchon-Petit, S., Jarnet, D., Jadaud, E., Feuvret, L., Garcion, E., Menei, P. External irradiation models for intracranial 9L glioma studies. J Exp Clin Cancer Res. 29, 142(2010).
    9. Yang, W., et al. Convection enhanced delivery of carboplatin in combination with radiotherapy for treatment of brain tumors. J Neurooncol. 101 (3), 379-390 (2011).
    10. Rousseau, J., et al. Efficacy of intracerebral delivery of cisplatin in combination with photon irradiation for treatment of brain tumors. J Neurooncol. 98 (3), 287-295 (2010).
    11. Baumann, B. C., et al. An integrated method for reproducible and accurate image-guided stereotactic cranial irradiation of brain tumors using the small animal radiation research platform. Transl Oncol. 5 (4), 230-237 (2012).
    12. Grosu, A. -L., et al. Implications of IMT-SPECT for postoperative radiotherapy planning in patients with gliomas. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 54 (3), 842-854 (2002).
    13. Butterworth, K. T., Prise, K. M., Verhaegen, F. Small animal image-guided radiotherapy: Status, considerations and potential for translational impact. Br J Radiol. 88 (1045), 4-6 (2015).
    14. Aird, E. G. A., Conway, J. CT simulation for radiotherapy treatment planning. Br J Radiol. 75 (900), 937-949 (2002).
    15. Baker, G. R. Localization: Conventional and CT simulation. Br J Radiol. 79 (Spec No 1). , S36-S49 (2006).
    16. Corroyer-Dumont, A., et al. MRI-guided radiotherapy of the SK-N-SH neuroblastoma xenograft model using a small animal radiation research platform. Br J Radiol. 90 (1069), 20160427(2017).
    17. Bolcaen, J., et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). J Neurooncol. 120 (2), 257-266 (2014).
    18. Niyazi, M., et al. FET-PET for malignant glioma treatment planning. Radiother Oncol. 99 (1), 44-48 (2011).
    19. Grosu, A. L., et al. First experience with I-123-alpha-methyl-tyrosine SPECT in the 3-D radiation treatment planning of brain gliomas. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (2), 517-526 (2000).
    20. Ling, C. C., et al. Towards multidimensional radiotherapy (MD-CRT):biological imaging and biological conformality. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 47 (3), 551-560 (2000).
    21. Wahl, R. L., Jacene, H., Kasamon, Y., Lodge, M. A. From RECIST to PERCIST: Evolving Considerations for PET response criteria in solid tumors. J Nucl Med. 50 Suppl 1. (5), 122S-150S (2009).
    22. Daisne, J. F., et al. Tumor volume in pharyngolaryngeal squamous cell carcinoma: comparison at CT, MR imaging, and FDG PET and validation with surgical specimen. Radiology. 233 (1), 93-100 (2004).
    23. Grosu, A. -L., Weber, W. PET for radiation treatment planning of brain tumours. Radiother Oncol. 96 (3), Elsevier Ireland Ltd. 325-327 (2010).
    24. Banissi, C., Ghiringhelli, F., Chen, L., Carpentier, A. F. Treg depletion with a low-dose metronomic temozolomide regimen in a rat glioma model. Cancer Immunol Immunother. 58, 1627-1634 (2009).
    25. Robinson, C. G., et al. Effect of alternative temozolomide schedules on glioblastoma O(6)-methylguanine-DNA methyltransferase activity and survival. Br J Cancer. 103, 498-504 (2010).
    26. España, S., Marcinkowski, R., Keereman, V., Vandenberghe, S., Van Holen, R. DigiPET: sub-millimeter spatial resolution small-animal PET imaging using thin monolithic scintillators. Phys Med Biol. 59 (13), 3405(2014).

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