Method Article

Bioindicação teste de adequação de ambiente de fluxo para jovens de água doce da pérola mexilhões usando métodos de exposição em Situ

DOI:

10.3791/57446

⸱

September 5th, 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague, 2T. G. Masaryk Water Research Institute, 3Department of Zoology and Fisheries, Faculty of Agrobiology, Food and Natural Resources, Czech University of Life Sciences Prague

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Em situ bioindications permitem a determinação da adequação de um ambiente para as espécies ameaçadas de extinção do mexilhão. Descrevemos dois métodos baseados sobre a exposição juvenil dos mexilhões de pérolas de água doce em gaiolas para habitats Rio oligotróficas. Ambos os métodos são implementados nas variantes para águas abertas e ambientes de água hyporheic.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Conhecimento de aptidão de habitat para mexilhões de água doce é um passo importante para a conservação deste grupo de espécies ameaçadas de extinção. Descreveremos um protocolo para a realização de testes in situ exposição juvenil dentro de bacias hidrográficas do Rio oligotróficas sobre períodos de um mês e três meses. Dois métodos (em ambas as modificações) são apresentados para avaliar a taxa de crescimento e sobrevivência de juvenis. Os métodos e modificações diferem em valor para a localidade de bioindicação e cada um tem seus benefícios, bem como limitações. O método de gaiola areia funciona com um grande conjunto de indivíduos, mas somente alguns dos indivíduos são medidos e os resultados são avaliados em massa. No método da gaiola de malha, os indivíduos são mantidos e medidos separadamente, mas um número baixo de individual é avaliado. A modificação de exposição de águas abertas é relativamente fácil de aplicar; Isso mostra o crescimento juvenil potencial dos sites e também pode ser eficaz para testes de toxicidade de água. A modificação de exposição dentro-cama precisa de uma alta carga de trabalho, mas está mais perto para as condições de um ambiente natural e juvenil e é melhor para relatar a real adequação das localidades. Por outro lado, são necessárias mais replicações esta modificação devido a sua variabilidade do ambiente de alta-hyporheic.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A exposição de organismos experimentais em situ , com a subsequente avaliação de sua condição é uma maneira de obter informações sobre a qualidade ambiental e (especialmente) a adequação do local para uma espécie. Nos animais, tal uma bioindicação é aplicável principalmente para pequenos invertebrados que são capazes de viver em um espaço limitado limitado. Estágios jovens de moluscos bivalves (Bivalvia) são um grupo tal organismo adequado1.

Moluscos bivalves da família Unionidae são um componente muito importante dos ecossistemas aquáticos2. No entanto, estas espécies são muitas vezes em perigo crítico, especialmente em córregos e rios. Alguns deles são caracterizados como 'espécies guarda-chuva' cuja conservação está intimamente relacionada com a conservação do biótopo fluxo inteiro e que exigem uma abrangente abordagem3. Estes animais têm um ciclo de vida associado com muitos componentes do ambiente, da água química4,5 a mudanças nas populações de peixes que servem de hospedeiros de larvas de mexilhão6. Porque os juvenis de mexilhão geralmente representam uma fase crítica do ciclo de vida de mexilhão, a adequação do local para o seu desenvolvimento nesta fase é crucial para um desenvolvimento de população de espécies bem sucedidas em uma localidade.

O mexilhão pérola de água doce (FWPM, Margaritifera margaritifera; Unionida, Bivalvia) é um ocorrendo bivalves criticamente em perigo em riachos europeus oligotróficos. Seus números caíram drasticamente durante os 20 do séculoXIX em toda a área de ocorrência. Parece que o actual declínio na reprodução de espécies, na maioria das populações europeias centrais é principalmente causado pelo muito baixo para zero sobrevivência de juvenis durante os primeiros anos da sua vida. Presume-se que FWPMs juvenis vivem por muitos anos no hyporheic rasa zona7, dos quais as condições e a sua variabilidade ainda não estão bem descritos. Além disso, até o segundo ano de vida, os juvenis só têm uma dimensão de até cerca de 1 mm, então eles são muito difíceis de encontrar em grandes volumes de sedimentos sob condições naturais8. Portanto, experiências com juvenis em cativeiro são necessárias para o estudo de sua ecologia.

Dentro Checa plano de acção para Pearl bivalve9, existem milhares de juvenis crescente a cada ano a partir de um programa de reprodução seminaturais. No entanto, há uma pergunta de que as localidades e habitats são adequados para suporte de população bem sucedido por esses menores ou para reintrodução de espécies eventual. Em situ bioindications apresentar uma maneira de encontrar a resposta.

Apesar do fato de que as taxas de sobrevivência inconsistente de mexilhões juvenis em gaiolas de exposição foram observadas em alguns trabalhos anteriores que questionaram a adequação de mexilhões juvenis como bioindicadores10, vários estudos recentes têm confirmado o aplicabilidade dos métodos de exposição juvenil para qualidade de água teste11,12,13. Além disso, foi demonstrado que vários fatores precisam ser considerados ao interpretar os resultados destes estudos particulares, tais como a origem das ações14 e os efeitos persistentes de condições larval15.

Surge a questão de como instalar juvenis experimentais em localidades testadas e como mais efetivamente avaliar a sua condição. A primeira aplicação rigorosa em situ métodos de exposição com FWPMs juvenis foi publicada pela Buddensiek16. Indivíduos FWPM juvenis foram mantidos em gaiolas de folha, expostos na água fluindo livremente de fluxos, e sua sobrevivência e crescimento foram quantificados após várias semanas de exposição. A abordagem foi originalmente desenvolvida como um método de reprodução artificial semi, mas o autor também destacou sua aplicabilidade para a avaliação dos requisitos de habitat e qualidade da água. Embora a sobrevivência de juvenis de FWPM é naturalmente muito baixa na escala de meses/anos e apenas um número muito pequeno de animais vai sobreviver, a taxa de sobrevivência pode ser um bom marcador do efeito ambiental em uma escala de várias semanas16. Ao longo de anos de pesquisa, métodos de exposição foram desenvolvidos na sequência dos habitats de fluxo de mexilhão juvenil experimental espera e avaliar suas taxas de crescimento e sobrevivência; Estes incluem caixas de areia17, silos de mexilhão com base em um princípio de afloramento18e vários outros exposição gaiolas (resumidas por chiclete e colegas)11. Porque os juvenis ocorrem naturalmente em hyporheic superficial zona7, a aplicação de dispositivos experimentais dentro da parte inferior do fluxo é muito desejável.

Em nosso artigo, descrevemos o uso de dois dispositivos de exposição para FWPMs: eu) modificado gaiolas de folha de Buddensiek ("gaiolas de malha") também permitindo bioindicação testes em condições de hyporheal; e ii) caixas de areia Hruška ("gaiolas de areias"). O protocolo descreve a aplicação de ambos os métodos em condições de água e hyporheic abertos (ou seja, quatro variantes de exposição são descritos). Os métodos foram gradualmente modificados e expandidos ao longo de mais de 15 anos de aplicação dentro do plano de acção para a Checa para Pearl bivalve9 e verificados por um conjunto de experiências.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. malha gaiola

Nota: Consulte a Figura 1.

  1. Preparar o material
    1. Preparar o material para a parte no laboratório da experiência: ~ 1-2 L de Rio de água por malha gaiola, gaiolas de malha (1 principal corpo de plástico, 2 tampas de plástico, 2 folhas de peneiras de técnicas especiais com 340 µm de poros, 4 parafusos e 4 porcas por gaiola), alicate , uma chave inglesa, pipetas Pasteur, um filtro, uma câmera digital, um trinocular dissecando zoom microscópio estéreo, uma grade de calibração (equipamento de microscópio), 5 placas de Petri de 50 mm de diâmetro, copos de vidro, 2 pratos de plástico (~ 25 cm x 15cm x 3 - 5 cm) e uma caixa de plástico.
    2. Para executar a instalação hyporheal, prepare uma mangueira de borracha e uma malha de 100 µm-poros e uma garrafa de esguicho. Para a construção do dispositivo, consulte complementar arquivo 1: S.1. Construção de gaiolas de malha.
  2. Monte o fundo e a parte central das gaiolas malha. Monte a parte da gaiola que mantém os indivíduos. Inserir uma capa de plástico em primeiro lugar, em seguida, Peneire uma folha de plástico, e finalmente o principal corpo em cima. Use os quatro parafusos para fixá-lo.
  3. Preparar material biológico
    1. Colocar a gaiola de malha para o prato de plástico contendo água do rio. Certifique-se de que as câmaras estão pela metade. Leve os juvenis FWPM (ver complementar arquivo 1: S.6. Material biológico) fora da caixa isolada termicamente e colocá-los na caixa de Petri.
      Nota: Certifique-se que as mudanças bruscas de temperatura não exceda ~ 2 ° C.
    2. Usando uma garrafa de esguicho e filtro, Peneire os juvenis para limpar os detritos.
  4. Configure o microscópio e câmera. Realizar uma calibração dos instrumentos (ver arquivo1 complementares: 5 s... Microscópio e phototechnics). Coloque uma placa de Petri contendo um pouco de água sob o microscópio.
  5. Colocar os juvenis em gaiolas (trabalho de laboratório experimental)
    1. Use uma pipeta Pasteur para remover um indivíduo de uma placa de Petri e com cuidado, coloque-o na caixa de Petri sob o microscópio.
    2. Verificar a aptidão do indivíduo olhando dentro da ocular (~ 40 ampliação de X).
      Nota: Aptidão "Bom" significa que o indivíduo se move, gira de um lado para o outro, empurra o pé fora do shell, etc. Remove morto ou baixa aptidão, os indivíduos com um Pasteur pipeta e colocá-los em um prato de Petri separado (juvenis FWPM com um aberto Shell, sem movimento, o pé não é puxado para fora, uma casca fragmentada, os juvenis que incontrolavelmente flutuam na água, uma decomposição visível da concha, descalcificação parcial).
    3. Tome duas fotografias de um FWPM individual, mostrando boa aptidão usando uma ampliação constante de ~ 80 X. Ver complementar arquivo 1: S.5. Microscópio e phototechnics. Salve as fotos.
      Nota: Para uma boa medida do seu comprimento, os menores devem ser colocadas longitudinalmente (vista lateral). O objetivo principal é tirar uma foto de alta qualidade do comprimento máximo casca boa o suficiente para permitir uma análise de imagens depois.
    4. Inserir o juvenil na câmara apropriada na gaiola, assim como as fotos são tiradas. Os números das fotos e da câmara de registro.
    5. Repita este passo com cada indivíduo para todas as câmaras utilizadas na gaiola malha.
      Nota: ver complementar arquivo 1: S.1. Construção de gaiolas de malha.
    6. Uma vez que todas as câmaras usadas tem pérolas mexilhões, coloque a peneira de plástico da gaiola, em seguida, delicadamente ponha a tampa de plástico e proteger todas as partes, juntamente com as porcas.
    7. No caso de uma instalação em uma zona de hyporheic, passar uma das extremidades da mangueira por uma das câmaras e corrigi-lo nesta posição, em seguida, levar a malha anti-obstrução e vinculá-lo na extremidade inferior (ver complementar arquivo 1: S.1. Construção de gaiolas de malha).
  6. Juvenis de loja
    1. Colocar a gaiola em caixa plástica com água do rio, para que os juvenis estão totalmente imersos e mantém-lo no thermobox. Antes da instalação, deixe os juvenis adaptar em situ rio a temperatura da água no local de instalação (gradual arrefecimento, Max 5 ° C em 24h).
  7. Instalar as gaiolas de malha
    1. Preparar o material de campo, incluindo as gaiolas de malha com os juvenis, pontas de aço, parafusos e porcas de metal, uma chave inglesa, campo dataloggers de temperatura (ver Tabela de materiais e complementares 1 arquivo: S.4.2. Medição de água), uma cadeia de caracteres, uma câmera, o protocolo de campo, um martelo e uma pá.
    2. Transportar os juvenis FWPM para o site em um campo thermobox (caixa isolada), mantendo uma temperatura da água estável com variações < ~ 2 ° C. Colocar as caixas térmicas com as gaiolas de malha no rio no site para deixar os juvenis a adaptar-se às condições ambientais locais (pH, condutividade, etc.).
    3. Instale a gaiola de malha.
      1. Retire a gaiola de malha o campo thermobox. Fornecê-lo com duas pontas de aço e fixe o datalogger de campo. Ancore a gaiola em um habitat com condições típicas para FWPMs na área de estudo (por exemplo, na borda do fluxo fluxo principal, não no fluxo direto de água, não em água parada, não na luz solar direta).
        1. Para águas abertas, usando um par das pontas de aço, consertar a gaiola para o fundo do Rio; Coloque-o no seu lado e o nível com o fundo do rio, a jusante em um ângulo de 45° para o fluxo do rio, em direção ao centro do rio. A borda horizontal inferior deve ser de cerca de 10-15 cm acima da superfície de fundo do rio. Manter uma distância mínima de 2 m entre cada gaiola em uma localidade (ver complementar arquivo 1: S.4. Gaiolas de manutenção).
        2. Para a zona de hyporheic, cavar as gaiolas no fundo do rio em uma posição perpendicular paisagem, perpendicular ao fluxo de água, para que a borda horizontal superior da gaiola é paralela à superfície de fundo do rio e as câmaras estão localizadas na hyporheic profundidade que deve ser testada. Retire a extremidade superior do tubo de borracha acima da superfície de fundo a possibilidade de amostragem de água durante o experimento (ver complementar arquivo 1: S.4.2. Medição de água).
          Nota: Recomenda-se realizar verificações regulares e manutenção em gaiolas (ver complementar arquivo 1: S. 4. Gaiolas de manutenção).
  8. Desinstalar as gaiolas e os juvenis de transporte após a exposição. Para isso, puxe as gaiolas fora da água, limpá-los bem sedimentos, bem como a partir de material Duna e colocá-los no thermobox campo preenchido com água do rio. Transportar as gaiolas imediatamente para o laboratório e iniciar a avaliação de taxa de mortalidade e crescimento.
    Nota: Ver arquivo complementar de 1: S.3. Duração da exposição. No caso de uma diferença de temperatura de mais de 5 ° C entre as gaiolas e o ambiente de laboratório, é primeiro necessário para deixar a temperatura equalizar.
  9. Avaliar a experiência, verificando a vida/fitness de cada juvenil (consulte as etapas 1.5.2 e 1.5.3) e tomar 2 imagens de cada juvenil ao vivo em um prato de Petri usando uma ampliação constante de ~ 80 X. Grave a aptidão e os números das fotos e câmaras.
  10. Completar o experimento (comum a todos os métodos)
    1. Realize as medições em software de análise de imagem. Use o software de análise de imagem para a determinação do tamanho de corpo de cada avaliado juvenil em ambas as imagens de entrada (etapa 1.5.3) e sobre as imagens de saída (etapa 1,9). O comprimento máximo total de casca são registados em ambas fotografias como valores de tamanho de corpo de entrada e saída.
    2. Inserir os valores medidos para o processador de mesa e calcular o incremento de crescimento (%) para sobreviver a cada juvenil.
    3. Estime a taxa de sobrevivência (%) por gaiola de malha usando a relação entre o número de indivíduos sobreviventes para todos os indivíduos experimentais na gaiola malha.
      Nota: Após o experimento, retornar os sobreviventes para o programa de reprodução
      (ver complementar arquivo 1: S.6. Material biológico).

2. Sandy gaiola

Nota: Consulte a Figura 2.

  1. Preparar o material
    1. Preparar o material para a parte no laboratório da experiência: 2 pratos de Petri (diâmetro ~8.5 cm), pipetas Pasteur, um coador, 25 L de água do rio, uma caixa de plástico, peneiras (malha tamanho 1 e 2 mm), uma caixa plástica grande (25L), uma gaiola de areia (veja complementar arquivo 1 : S.2. Sandy gaiolas construção), uma câmera digital, um trinocular dissecando zoom microscópio estéreo, uma grade de calibração (equipamento do microscópio), classificados Rio areia da área de estudo (ver passo 2.1.3) e o protocolo. Consulte tabela de materiais e arquivo complementar 1: S. 2. Sandy gaiolas de construção.
    2. Preparar o material para o processo de isolamento: redondo recipientes (1 para cada gaiola mais 1 extra), 2 placas de Petri (diâmetro ~ 14 cm), uma pipeta Pasteur, lupas e 1 L de água do rio.
    3. Peneire a areia do rio através de uma peneira de 2mm e então através de uma peneira de 1 mm para obter uma granulometria de 1-2 mm. secar a areia e salvá-lo em uma forma seca até necessária.
  2. Leve os juvenis (ver complementar arquivo 1: S.6. Material biológico) fora do thermobox e colocá-los na caixa de Petri. Usando uma garrafa de esguicho e filtro, Peneire os juvenis para limpar os detritos.
  3. Configurar o microscópio e câmera (ver complementar arquivo 1: S.5. Microscópio e phototechnics).
  4. Colocar os juvenis em gaiolas (trabalho de laboratório experimental)
    1. Coloque a gaiola areia na caixa plástica. Espalhe a areia classificada (veja etapa 2.1.3) até a um terço da altura da gaiola areia. Despeje água na caixa. Certifique-se de que a superfície da areia é cerca de 10 mm abaixo do nível da água. Insira a gaiola areia na caixa 25 L de água do rio e expô-lo à mesma temperatura como as FWPMs juvenis (ver complementar arquivo 1: S.6.2. Armazenamento do material biológico) para 12 h. evitar qualquer exposição de areia à luz solar.
    2. Leve o prato de Petri com os juvenis FWPM preparados.
    3. Verificar a aptidão dos indivíduos olhando dentro da ocular (consulte a etapa 1.5.2).
    4. Realize a documentação fotográfica da seguinte maneira. Tirar uma foto de todos os indivíduos descoberto (consulte a etapa 1.5.3) e escolher 10 dos maiores indivíduos. Alternativamente, tirar fotos de todos os juvenis juntamente com ampliação baixa (~ 40 X) para uma avaliação de volume e escolher os 10 indivíduos maiores. Salvar todas as fotos e gravar seus números.
    5. Usando uma garrafa de esguicho, mova os juvenis FWPM no ringue de areia preparada.
  5. Juvenis de loja
    1. Colocar a gaiola em caixa plástica grande com água do rio para que a gaiola está totalmente imerso e mantê-lo no thermobox. Deixe os juvenis adaptar em situ rio a temperatura da água (gradual arrefecimento, Max 5 ° C por 24 h) antes da instalação.
  6. Instalar as gaiolas de areias
    1. Preparar o material para a instalação de campo: gaiolas de areias, um campo de 25 ~-L thermobox, uma pedra plana (mínimo 1 kg de peso), uma rede (malha tamanho 10 x 10 mm), um frasco de esguicho, campo dataloggers de temperatura (ver Tabela de materiais e complementares 1 arquivo: Medição de água de S.4.2.), uma pá e o protocolo de campo.
    2. Transporte as gaiolas com os juvenis para o site no thermobox campo, mantendo uma temperatura da água estável (mudança de ~ 2 ° C). Colocar o campo thermobox com gaiolas de areia no rio, no local do campo para deixar os juvenis FWPM adaptar-se às condições ambientais locais (pH, condutividade, etc.).
    3. Instale as gaiolas de areias em habitats com condições típicas para FWPMs (por exemplo, na borda do córrego principal fluxo em um meandro, não no fluxo direto de água, não em água parada, não na luz solar direta).
      1. Para águas abertas, apertem as gaiolas de areias a uma pedra plana, usando uma rede e colocá-lo no fundo do rio. Certifique-se de que o lado maior da gaiola forma um ângulo de 45° com o fluxo.
      2. Para Hyporheal, cave as gaiolas no fundo do Rio perpendicular ao fluxo de água para que a tampa da gaiola é o nível com a superfície inferior do rio.
        Nota: Recomenda-se realizar verificações regulares e manutenção em gaiolas (ver complementar arquivo 1: S. 4. 1. verificações do site).
  7. Desinstalar o gaiolas e juvenis de transporte após a exposição
    Nota: ver complementar arquivo 1: S.3. Duração da exposição.
    1. Puxe as gaiolas fora da água, eliminá-los do material Duna e colocá-los no thermobox campo preenchido com água do rio.
    2. As gaiolas para o laboratório de transportes e iniciar a avaliação de taxa de mortalidade e crescimento.
      Nota: No caso de uma diferença de temperatura de mais de 5 ° C entre as gaiolas e o ambiente de laboratório, é necessário deixar as temperaturas equalizar.
  8. Juvenis FWPM separados da areia
    1. Prepare um recipiente redondo com uma profundidade de água de 50 mm (para cada gaiola separadamente) e um recipiente extra redondo. Transferi a areia da gaiola dentro do recipiente redondo. Use um movimento turbilhão para lavar para fora as partículas mais leves em um recipiente extra.
    2. O conteúdo desse contêiner da amostra gradualmente e procurar juvenis passo a passo usando uma pipeta Pasteur e uma lupa. Colocar os juvenis na prato de Petri com a pipeta de Pasteur. Repita este passo até que o último juvenil foi encontrado e depois outra x 10 na primeira constatação negativa. Após cada etapa de lavagem, adicione água limpa para o recipiente original com areia.
      Nota: Especialmente após a primeira lavagem, devidamente examinar o conteúdo e limpar de reator como sedimento fino e outros aluviões.
  9. Avaliar a experiência
    1. Verificar a adequação de cada juvenil (consulte as etapas 2.4.3 e 1.5.2) e contar o número de sobreviventes.
    2. Tirar uma foto (consulte a etapa 2.4.4.) de cada indivíduo separadamente, embora isto significa que não há nenhuma identidade clara de cada indivíduo. Alternativamente, tirar fotos em massa e escolher um subconjunto dos 10 indivíduos mais crescidos dos resultados definitivos.
      Nota: Ambas as possibilidades têm um valor de emissão de relatórios semelhante. Possibilidade 1 tem uma limitação de uma carga de trabalho maior, mas também o benefício da maior ampliação da foto e assim também maior precisão.
  10. Completar a experiência
    1. Realize medições em software de análise de imagem. Completar a experiência como feito em gaiolas de malha (consulte a etapa 1.10) com a seguinte exceção: não avaliar a taxa de crescimento (%) de cada juvenil, mas avaliar o grupo como um todo, o experimento de gaiola areia.
      Nota: Após a experiência, os sobreviventes devem ser retornados para o programa de reprodução
      (ver S.6.1 de arquivo complementar. Selectora de um material biológico).

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os quatro métodos de bioindicação (gaiolas de águas abertas e arenosas, gaiolas de areias dentro da cama, abrir as gaiolas de malha de água e gaiolas de malha dentro da cama) foram aplicados para investigar a adequação de condições de ambiente para FWPMs na bacia do alto Vltava Rio (floresta da Boêmia, Checa República). Este rio representa uma localidade residual de FWPM dentro de Europa central19. Aqui, apresentamos um conjunto especialmente selecionado de resulta...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tempo de exposição:

Até mesmo um mês expostos malha gaiolas mostrar um crescimento visível refletindo diferenças entre as localidades (Figura 3), então eles são muito úteis para a detecção rápida e fácil de uma caracterização da localidade. No entanto, a relevância dos resultados depende do estado a curto prazo das condições, que pode oscilar. Em particular, os eventos de precipitação curto podem desempenhar um papel. Em contraste, poluição episódica imprevisível pod...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Michal Bílý e Ondřej P. Simon foram apoiados por subsídios da Checa Universidade de Ciências da vida [interno Grant agência da faculdade de ciências ambientais, CULS Praga (42110 1312 3175 (20164236))]. Suporte para Karel Douda veio a Fundação científica checa (13-05872S). A bioindicação e presente ocorrência de mexilhões pérolas foram recolhidos durante a execução do plano de ação Checa para mexilhões de pérola de água doce, gerido pela Agência de conservação da natureza da República Checa, que é financiado pelo governo da República Checa e está disponível em

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
manutenção e cuidado de material biológico
Mexilhão de água doce juvenisNAde um programa de melhoramento FWPM
caixas plásticasqualquer
MERCI212.070.600.030Existem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
caixa térmica de campo (ca25 l)qualquercaixa fria NA (caixa isolada) comumente usada para transporte de alimentos,
água de rio,qualquerde
qualquer
com bulbo de balão (conta-gotas), qualquerdefuro
peróxido de hidrogêniode
(ca 50 l) para água de rioqualquer
qualquerNAcomumente usado na construção
de gaiolas > malha forte < cozinha< / corpos plásticos principais >
NA
plactic cobrequalquerpeneira
340 e micro; mSeda & PeneirasUHELON 20 T
100 µ mSeda & MangueiraUHELON 67 M
(diâmetro 5,5 mm)qualquer
qualquer
qualquerNA
qualquerpontade
qualquer
qualquer
qualquerPratos
(ca. 25x15x3-5cm)qualquer
qualquerde campo NA
qualquer
qualquer
qualquer
qualquer
qualquerNA
areia forte
1 mmqualquer
2 mmqualquer
340 µ mSeda & ProgressUHELON 20 T
caixas de plástico com tampa apertadaqualqueradesivo hot melt NA
qualquer
(ca 250 x 150 x 100 cm),
caixa de plástico grande (ca 25 l),qualquerNA
qualquerNA,
qualquerNA
areia do rioqualquer
qualquer
CarsonCarson CP 60Há muitas possibilidades. Este é um exemplo < instalação
e manutenção > gaiolas fortes< / registradores > dados de
temperatura campoforte ONSETUA-001-64http://www.onsetcomp.com/products/data-loggers/ua-001-64
pá qualquerdeNA
qualquer
estéreo com zoom de dissecação trinocularBresser ópticoICD 10x-160xExistem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
com câmera digital/ ocular eletrônicaBresser ópticoMikroCamLab 5MExistem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
Calibração AmScopeSKU: MR100Existem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
fonte de alimentação externa com duas guias de luz móveisArsenalK1309010150021Existem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
Software de imagemSoftware ImageJExistem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
processador de tabelaMS excelExistem muitas possibilidades. Este é apenas um exemplo.
qualquer caixa térmica NA placa Petri NA, pipeta Pasteur de plástico NA diâmetro NA, 1 mm, qualquer recipiente de plástico NA filtro de chá de plástico NA qualquer NA técnica especial de NA técnicas especiais Progress de borracha Progress parafuso de aço NA porca de aço NA chave NA qualquer chave aço NA alicate NA béqueres NA de plástico NA garrafa de esguicho NA protocolo papelaria NA recipiente de plástico NA corda NA martelo NA forte peneira NA peneira técnica especial NA , , caixa de plástico NA pedra plana , rede recipiente redondo NA lupa NA escova dentes avaliação > experimentos NA microscópio

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goldberg, E. D. The mussel watch-a first step in global marine monitoring. Marine Pollution Bulletin. 6 (7), 111-114 (1975).
  2. Vaughn, C. C. Ecosystem services provided by freshwater mussels. Hydrobiologia. , In Press (2017).
  3. Lopes-Lima, M., et al. Conservation status of freshwater mussels in Europe: state of the art and future challenges. Biological Reviews. 92 (1), 572-607 (2017).
  4. Strayer, D. L., Malcom, H. M. Causes of recruitment failure in freshwater mussel populations in southeastern New York. Ecological Applications. 22 (6), 1780-1790 (2012).
  5. Douda, K. Effects of nitrate nitrogen pollution on Central European unionid bivalves revealed by distributional data and acute toxicity testing. Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (2), 189-197 (2010).
  6. Modesto, V., et al. Fish and mussels: importance of fish for freshwater mussel conservation. Fish and Fisheries. , In Press (2017).
  7. Ecology and evolution of the freshwater mussels Unionoida. Bauer, G., Wächtler, K. 145, Ecological Studies. 1-394 (2001).
  8. Neves, R. J., Widlak, J. C. Habitat ecology of juvenile fresh-water mussels (Bivalvia, Unionidae) in a headwater stream in Virginia. American Malacological Bulletin. 5, 1-7 (1987).
  9. Švanyga, J., Simon, O. P., Mináriková, T., Spisar, O., Bílý, M. Záchranný program pro perlorodku říční v ČR (Action plan for the endangered freshwater pearl mussel in the Czech Republic). , NCA CR. Prague, Czech Republic. (2013).
  10. Schmidt, C., Vandré, R. Ten years of experience in the rearing of young freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera). Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (7), 735-747 (2010).
  11. Gum, B., Lange, M., Geist, J. A critical reflection on the success of rearing and culturing juvenile freshwater mussels with a focus on the endangered freshwater pearl mussel (Margaritifera margaritifera L.). Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 21 (7), 743-751 (2011).
  12. Denic, M., Taeubert, J. E., Lange, M., Thielen, F., Scheder, C., Gumpinger, C., Geist, J. Influence of stock origin and environmental conditions on the survival and growth of juvenile freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera) in a cross-exposure experiment. Limnologica. 50, 67-74 (2015).
  13. Černá, M., Simon, O. P., Bílý, M., Douda, K., Dort, B., Galová, M., Volfová, M. Within-river variation in growth and survival of juvenile freshwater pearl mussels assessed by in situ exposure methods. Hydrobiologia. , In Press (2017).
  14. Denic, M., Taeubert, J. E. Trophic relationships between the larvae of two freshwater mussels and their fish hosts. Invertebrate Biology. 134 (2), 129-135 (2015).
  15. Douda, K. Host-dependent vitality of juvenile freshwater mussels: implications for breeding programs and host evaluation. Aquaculture. 445, 5-10 (2015).
  16. Buddensiek, V. The culture of juvenile freshwater pearl mussels Margaritifera margaritifera L. in cages: a contribution to conservation programmes and the knowledge of habitat requirements. Biological Conservation. 74 (1), 33-40 (1995).
  17. Hruška, J. Experience of semi-natural breeding program of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmaßnahmen. , Albert-Ludwigs Universität: Freiburg. Kongressband. WWA Hof 69-75 (2001).
  18. Barnhart, M. C. Buckets of muckets: a compact system for rearing juvenile freshwater mussels. Aquaculture. 254 (1), 227-233 (2006).
  19. Simon, O. P., Vaníčková, I., Bílý, M., Douda, K., Patzenhauerová, H., Hruška, J., Peltánová, A. The status of freshwater pearl mussel in the Czech Republic: several successfully rejuvenated populations but the absence of natural reproduction. Limnologica. 50, 11-20 (2015).
  20. R Core Team. A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. Available from: https://www.r-project.org/ (2013).
  21. Hastie, L. C., Yang, M. R. Conservation of the freshwater pearl mussel I: captive breeding techniques. 2, Natural England. Peterborough, UK. Conserving Natura 2000 Rivers Conservation Techniques Series No. 2 (2003).
  22. Hruška, J. Nahrungsansprüche der Flußperlmuschel und deren halbnatürliche Aufzucht in der Tschechischen Republik. Heldia. 4 (6), 69-79 (1999).
  23. Scheder, C., Lerchegger, B., Jung, M., Csar, D., Gumpinger, C. Practical experience in the rearing of freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera): advantages of a work-saving infection approach, survival, and growth of early life stages. Hydrobiologia. 735 (1), 203-212 (2014).
  24. Braun, A., Auerswald, K., Geist, J. Drivers and spatio-temporal extent of hyporheic patch variation: implications for sampling. PLoS ONE. 7 (7), e42046(2012).
  25. Franken, R. J. M., Storey, R. G., Williams, D. D. Biological, chemical and physical characteristics of downwelling and upwelling zones in the hyporheic zone of a north-temperate stream. Hydrobiologia. , 183-195 (2001).
  26. Roley, S. S., Tank, J. L. Pore water physicochemical constraints on the endangered clubshell mussel (Pleurobema clava). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 73 (12), 1712-1722 (2016).
  27. Larson, J. H., Eckert, N. L., Bartsch, M. R. Intrinsic variability in shell and soft tissue growth of the freshwater mussel Lampsilis siliquoidea. PLoS ONE. 9 (11), e112252(2014).
  28. Lavictoire, L., Moorkens, E., Ramsey, A. D., Sinclair, W., Sweeting, R. A. Effects of substrate size and cleaning regime on growth and survival of captive-bred juvenile freshwater pearl mussels, Margaritifera (Linnaeus, 1758). Hydrobiologia. 766 (1), 89-102 (2015).
  29. Hruška, J. Experience of semi-natural breeding programme of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmassnahmen. , 69-75 (2000).
  30. Bayne, B. L. Physiological components of growth differences between individual oysters (Crassostrea gigas) and a comparison with Saccostrea commercialis. Physiological and Biochemical Zoology. 72 (6), 705-713 (1999).
  31. Tamayo, D., Azpeitia, K., Markaide, P., Navarro, E., Ibarrola, I. Food regime modulates physiological processes underlying size differentiation in juvenile intertidal mussels Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 163 (6), (2016).

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