Artigo de método

Produção semi-automática do hepatócito como células de células-tronco pluripotentes

10.5K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/57995

⸱

27 de julho de 2018

 ,  ,  , 
1MRC Centre for Regenerative Medicine, University of Edinburgh

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve uma abordagem semi-automática para produzir células hepatócito de células-tronco pluripotentes humanas em um formato de 96 placa bem. Este processo é rápida e econômica, permitindo que a produção de qualidade assegurada lotes de hepatócitos células para pesquisa humana básica e aplicada.

Resumo

Células estaminais pluripotentes humanas representam uma fonte renovável de tecido humano. Nossa pesquisa é focada em gerar tecido hepático humano a partir de células-tronco embrionárias humanas (hESCs) e induzidas (iPSCs) as células-tronco pluripotentes. Procedimentos de diferenciação atual geram humanas hepatócitos células (HLCs) exibindo uma mistura de traços fetais e adultos. Para melhorar o fenótipo da célula, totalmente definimos nosso procedimento de diferenciação e o nicho da célula, resultando na geração de populações de células que exibem expressão gênica melhorada e função. Enquanto estes estudos marcam progresso, a capacidade de gerar grandes quantidades de multi placas bem para triagem tem sido limitada pela variação de lote para lote e procedimentos intensivos do trabalho. Para abordar esta questão, desenvolvemos uma plataforma semi automatizada para diferenciar células estaminais pluripotentes, em semeadura de célula tronco HLCs. e diferenciação foram realizadas usando a manipulação de líquidos e sistemas automáticos de pipetagem em formato de placa de 96 poços. Após a diferenciação, o fenótipo celular foi analisado usando microscopia automatizada e um luminómetro bem multi.

Introdução

Hepatócitos humanos primários (PHHs) representam o padrão atual para a investigação biomédica hepática. Apesar de suas vantagens, PHHs representam uma fonte limitada de hepatócitos maduros com fenótipo instável1. Células-tronco embrionárias humanas (CES) e as células-tronco pluripotentes induzidas humanas (iPSC) têm sido propostas como um poderoso recurso para investigação biomédica, prometendo uma fonte renovável de tecidos humanos, incluindo o fígado2,3,4 . Procedimentos de diferenciação de hepatócito atual geram células que expressam marcadores de hepatócitos, genes e funções semelhantes PHHs3,4,5,6,7, 8,9,10,11. Mais recentemente, o uso de materiais definidos e matrizes como laminins recombinante, tem fenótipo celular melhorada e reprodutibilidade experimental5,12,13,14.

Técnicas de cultura celular tradicionais dependem fortemente de pipetagem manual, que é demorado e sujeito a erros. Isso limita o throughput de ensaio e um pode trabalhar com o formato da placa. Até à data, a maioria dos estudos descrevendo a geração de HLCs são trabalho intensivo na natureza e, portanto, de pequena escala em tamanho15,16,17.

Corrente de avanços na manipulação de líquidos e sistemas de pipetagem, em combinação com microscopia automatizada e analisadores de laboratório, foi possível desenvolver procedimentos que minimizem a necessidade de intervenção humana. Aproveitou-se dessas tecnologias e desenvolvemos um sistema semi-automático de diferenciação com o qual deseja gerar grandes quantidades de tecido do fígado humano para o basic e investigação biomédica aplicada. Esta abordagem pode ser realizada tanto com humano ESC e linhas de iPSC com pequenos ajustes necessários, dependendo da linhagem celular. Combinando este sistema com alto conteúdo de análise, demonstramos que a fenotipagem HLC pode ser menos demorado e realizada em escala18,19,20,21.

Em resumo, a automatização das técnicas de cultura celular aqui descritos conduziu a melhorias na confiabilidade, gerenciamento de tempo experimental e throughput de ensaio.

Protocolo

1. semeadura de células-tronco pluripotentes humanas (hPSCs) em 96 bem as placas de hepatócitos diferenciação

Nota: Os reagentes e equipamentos utilizados neste protocolo foi listado na tabela 1. Meios usados para esta experiência devem ser esterilizado e na temperatura de quarto para cultura de células. Todos os volumes de reagente/solução descritos nesta parte do protocolo são baseados em um único poço de uma placa de 96 poços, a menos que especificado de outra forma.

  1. Preparar laminina revestido 96 placas bem.
    1. Descongelar um frasco de laminina recombinante 521 (100 µ g/mL) (LN-521) por 2 h durante a noite a 4 ° C.
    2. Prepare uma solução de 5 µ g/mL, diluindo-se LN-521 na gelada 1 x fosfato salino de Dulbecco (DPBS) (com Ca2 +/ mg2 +).
    3. Use um líquido automático dispensador de manipulação com um tubo padrão gaveta de distribuição para adicionar 50 µ l da solução LN-521 por alvéolo de um prato bem 96.
      Nota: Todo volume dispensa são executadas com um distribuidor de manipulação automática do líquido com um tubo padrão gaveta de distribuição, a menos que especificado de outra forma. Prime a solução até atingir o final dispensação da fita e, em seguida, prossiga para dispensar. Múltiplas 96 placas bem podem ser preparadas no mesmo experimento, repetindo o processo quantas vezes for necessário.
    4. Incube as placas revestidas LN521 em 37 °C/5% CO2 para 2 a 4 h.
      Nota: Placas com revestimento em LN521 podem ser armazenadas duas semanas a 4 ° C. Mantenha as placas seladas em uma superfície plana para evitar a evaporação e contaminação.
  2. Aquecer o número necessário de placas pré-revestidas a 37 ° C por 30 min a 1 h.
  3. Aspire a solução LN-521 restante da superfície revestida, usando um adaptador de aspiração de 8 canais.
    Nota: É fundamental para evitar qualquer contato com a superfície revestida, para evitar a degradação do revestimento.
  4. Imediatamente adicione 50 μL por poço de mTeSR1 suplementado com inibidor de quinase Rho-associado (ROCK) 10 µM Y27632 e manter a placa na incubadora até a célula semeadura em 37 °C/5% CO2.
    Nota: Não permitem os poços laminina-revestidos secar.
  5. Prepare uma suspensão de células de 3 x 105 células/mL em mTeSR1 suplementado com inibidor ROCK 10 µM Y27632.
    Nota: A densidade de semeadura para cada linhagem celular exigirá a otimização.
    1. Aspire o meio de uma placa de Petri com uma cultura diferenciada de hPSCs em cerca de 75% a 85% confluência cultivada na LN-521 conforme descrito anteriormente12.
      Nota: hPSCs são cultivadas na LN-521, em mTSER1, com o médio mudou a cada 24h e passadas regularmente, uma vez que as células alcançar 80% de confluência como descrito anteriormente,12.
    2. Lavar as células com 5 mL de temperatura 1 x DPBS (sem o Ca2 +/ mg2 +) e aspire o buffer.
    3. Adicionar 5 mL de 1x gentil eritrócito de dissociação para as células e incubar a 37 ° C por 6 a 8 min para dissociação de célula.
      Nota: Para parar a reação, examine o desprendimento das células da matriz sob o microscópio. As células devem ser parcialmente desconectadas da placa. Se assim não for, estender a incubação por um extra 1 a 2 min.
    4. Terminar a reação aspirando o reagente gentil dissociação celular e adicionar 5 mL de mTeSR1 fresco suplementado com 10 µM ROCK inibidor da Y27632 para as células. Utilize um raspador de célula para levantar as células da matriz e da pipeta e descer usando uma dica P1000 várias vezes para misturar.
    5. Contar as células viáveis usando um hemocytometer baseado no azul Trypan método de exclusão de coloração e preparar a suspensão de células com concentrações necessárias.
    6. Pipetar o número desejado das células para um tubo de centrífuga de 15 mL ou 50 mL estéril e girar as células para baixo por centrifugação-los a 115 x g durante 5 min à temperatura ambiente.
      Nota: Para uma 96 placa bem, 5 mL de meio de mTeSR1, contendo 3 x 105 células/mL é necessário para a linha de celular H9.
    7. Aspirar o sobrenadante e suavemente Ressuspender as células até à obtenção de uma solução homogênea a 37 ° C em mTeSR1 suplementado com inibidor ROCK 10 µM Y27632.
      Nota: O uso de inibidor ROCK é recomendado como melhora a célula sobrevivência post re-chapeamento.
  6. Adicione 50 µ l de suspensão de célula na chapa bem 96 contendo 50 µ l de mTeSR1 com inibidor ROCK 10 µM Y27632.
  7. Após a semeadura, entregue as chapas para a incubadora de célula em 37 °C/5% CO2 por 24 h permitir que as células anexar.
  8. Examinar as células no dia seguinte e retirar inibidor ROCK, uma vez que estabeleceu o contato de uma célula para outra. Na confluência de 40%, alterne para o meio de diferenciação (figura 1B).
    Nota: Se a confluência de célula é superior a 40%, as placas não são adequadas para diferenciação de HLC com a linha de celular H9.

2. diferenciação hPSCs de hepatócitos células na Laminins recombinante em 96 placas bem

  1. Prepare a diferenciação de fatores de crescimento e meio.
    1. Prepare o humano Activin A solução (100 µ g/mL), dissolvendo o pó de Activin A humana em estéril 0,2% albumina de soro bovino (BSA) em PBS. Alíquota do estoque e loja a-20 ° C. Usar em 1:1, 000.
    2. Prepare a solução do mouse (10 µ g/mL) Wnt3a dissolvendo o pó de Wnt3a de rato em estéril 0,2% de BSA. Alíquota do estoque e loja a-20 ° C. Usar em 1: 200.
    3. Prepare a solução humana hepatócito (10 µ g/mL) fator de crescimento (HGF) dissolvendo-se pó HGF humano em estéril 0,2% de BSA. Alíquota do estoque e loja a-20 ° C. Usar em 1: 1000.
    4. Prepare a solução Oncostatin M (OSM) (20 µ g/mL), dissolvendo o pó em estéril 0,2% de BSA. Alíquota do estoque e loja a-20 ° C. Usar em 1:1, 000.
    5. Endoderme definitivo: preparar o meio de diferenciação de endoderme, consistindo de suplemento de 2% B27 (50 x, sem insulina), 1% penicilina/estreptomicina (concentrações finais: 100 UI/mL e 100 µ g/mL, respectivamente) adicionado a Roswell Park Memorial Institute 1640 ( RPMI 1640) meio basal. Armazenar a 4 ° C e uso dentro de duas semanas. Em cada mudança de média, completar o volume necessário com A Activin e Wnt3a na concentração final de 100 ng/mL e 50 ng/mL, respectivamente.
    6. Hepatoblast diferenciação: preparar o hepatoblast meio de diferenciação, constituído por substituição de 20% de soro de nocaute (KSR), 0,5% alternativa suplemento de L-glutamina, 1% não aminoácidos essenciais (timina), 0.1 mM beta-Mercaptoetanol, DMSO 1% e 1% penicilina/estreptomicina (concentrações finais em 100 UI/mL e 100 µ g/mL, respectivamente) adicionado ao nocaute DMEM (KO-DMEM). Filtrar sob vácuo e armazenar a 4 ° C. Use dentro de duas semanas.
    7. Diferenciação do hepatócito: preparar o meio de diferenciação de hepatócitos, consistindo de 1%, uma alternativa suplemento de L-glutamina, 10 µM hidrocortisona 21-hemisuccinate sal de sódio (HCC), 1% penicilina/estreptomicina (concentrações finais em 100 UI/mL e 100 µ g/mL, respectivamente) adicionado ao meio de HepatoZYME. Armazenar o estoque a 4 ° C e uso dentro de duas semanas. Para cada alteração média, completar o volume necessário com HGF e OSM (concentrações finais em 10 ng/mL e 20 ng/mL, respectivamente).
  2. post de 24 h, semeadura, cuidadosamente remova o meio usando um sistema de pipeta automática de canais eletrônicos portáteis e adicionar 100 µ l de fresco endoderme-ferragem suplementado com 100 ng/mL A Activin e Wnt3a de 50 ng/mL.
    Nota: O processo de diferenciação começa uma vez que o meio de endoderme definitivo foi adicionado. Uma vez que a célula semeadura é otimizado, a diferenciação celular é iniciada normalmente dentro de 24 h. Médio de todas as alterações são executadas, removendo o meio com um sistema de pipeta automática de canais eletrônicos portáteis e 100 µ l de meio fresco, utilizando um dispensador de manipulação automática do líquido com um padrão de distribuição do tubo gaveta distribuidora a menos que caso contrário especificado. Utilizou-se um sistema de pipeta automática de canais eletrônicos portáteis com um 96 bem cabeça, uso de 300 µ l dicas. Em breve, 90 µ l foram aspirado do bem evitando qualquer contato com as células, e é importante para não secar as células durante a mudança de médio para reduzir o stress celular.
  3. Para células-tronco embrionárias humanas (hESCs), altere o meio de diferenciação endoderme diariamente por três dias. Se a diferenciação é realizada por células-tronco pluripotentes induzidas humana (hiPSCs), estenda a fase definitiva endoderme por 2 dias extras usando Activin A apenas.
  4. Após a indução da endoderme definitivo, alterne para meio de KSR/DMSO para especificação de hepatoblast e mudar o médio a cada 2 dias durante 5 dias.
    Nota: Se houver um número de células não-inscritos no poço, use KO-DMEM não completadas para lavar as células uma vez antes da próxima mudança de médio. Devido a duração da segunda fase do protocolo (5 dias), haverá 3 alterações médias com o último no último dia da especificação hepatoblast.
  5. Após a diferenciação de hepatoblast, alterne para o HepatoZYME médio para maturação do hepatócito. Lavar as células uma vez com HepatoZYME sem o suplemento após a remoção média KSR/DMSO e adicionar 100 µ l de meio de maturação HepatoZYME suplementado com 10 ng/mL HGF e 20 ng/mL OSM.
  6. Mude o meio cada 48 h por 7 a 10 dias. No dia 18 da diferenciação, caracteriza HLCs, analisando a expressão gênica e atividade metabólica CYP P450.

3. caracterização do hepatócito, como células diferenciadas na Laminins recombinante

  1. Detecta a expressão de marcadores específicos do hepatócito e marcadores de polarização usando immunostaining.
  2. Teste de função metabólica de hepatócito usando CYP P450 ensaios conforme descrito antes12.
  3. Determine a variação de placa, contando o número total de células por poço por placa.

4. alto Throughput imunocitoquímica e aquisição de imagem

  1. No dia 18 de diferenciação, lavar os poços três vezes com 1 x DPBS, os HLCs pela distribuidora 50 µ l de paraformaldeído 4% (PFA) e incubar a temperatura ambiente por 15 a 30 min. Após a fixação, lavar três vezes com PBST (0.1% tween) (sem o Ca2 +/ mg2 +) usando uma anilha de chapa automática.
    Nota: Todas as lavagens nesta seção são realizadas usando uma anilha de chapa automático, a menos que especificado de outra forma. Todas as lavagens são feitas seguindo o mesmo protocolo.
  2. Permeabilize a membrana pela distribuidora 100 µ l de PBST (sem o Ca2 +/ mg2 +) e incube por 20 min em temperatura ambiente. Em seguida, executar o bloqueio de proteína por aplicadora 100 µ l de 10% BSA em PBST e incubar durante 1 h em agitação suave, utilizando um agitador de placa. Após bloqueio de proteína, adicionar 50 µ l de 1% de BSA em PBST contendo os anticorpos primários, incubar a 4 ° C durante a noite com agitação suave, utilizando um agitador de placa.
    Nota: Não lave entre adição de bloco e anticorpo da proteína.
  3. Após 24h, lavar três vezes com 1 x DPBS (sem o Ca2 +/ mg2 +) e adicione o anticorpo secundário por aplicadora 50 µ l de 1% de BSA em PBST. Incube a 1h à temperatura ambiente no escuro.
  4. Após a incubação do anticorpo secundário, lave 3 vezes com 1 x DPBS. Adicionar 50 µ l de DPBS com DAPI (10 µ g/mL) e incubar durante 5 a 10 min à temperatura ambiente no escuro.
  5. Finalmente, lavar 3 vezes com DPBS e deixar 100 µ l de 1 x DPBS no poço. As placas estão prontas para a imagem latente.
    Nota: As placas devem ser armazenadas a 4 ° C, no escuro até a imagem.
  6. A placa de imagem usando um sistema de imagens de alto teor e adquirir vários campos do outro lado do poço para obter uma boa representação do poço. Quantificar a expressão dos marcadores diferentes nos HLCs usando software de Colombo (alto teor Imaging software de sistema de análise).
    Nota: Colombo é um software de análise de conteúdo elevado, que oferece análise de segmentação celular para fenotipagem de células. Resultados semelhantes podem ser obtidos usando CellProfiler, um software open-source para análise quantitativa de imagens biológicas22.

Resultados

Diferenciação celular foi realizada usando uma linha de células estaminais embrionárias (H9). A plataforma semi automatizada foi usada para diferenciar e caracterizar as células (figura 1A). Um dispensador de manipulação automática do líquido foi usada para revestir a matriz e células únicas de sementes. Diferenciação celular foi iniciada quando as células atingido 40% confluência (dia 0). Alterações de mídia foram realizadas usando um sistema de pipeta automática de canais electrónicos portáteis para remover a médio e o manipulação de líquido dispensador de adição médio (figura 1A). Fixação da pilha e coloração foram realizadas utilizando o dispensador de manipulação automática do líquido em combinação com a arruela de chapa automática. Imagens e quantificação foram realizadas por meio de um sistema de imagem de alto teor e software de Colombo. Atividade de citocromo P450 foi medida utilizando um ensaio estabelecido. Após incubação de substrato, sobrenadantes de células foram colhidas e bioluminescência gravado usando um leitor de microplacas multimodo (figura 1A). Além disso, a microscopia de contraste de fase convencional foi usada para medir as mudanças na morfologia celular durante a diferenciação de hepatócitos (figura 1B).

No dia 18, a variabilidade na cela número entre poços foi examinada após DAPI coloração (Figura 2A). Sete campos de vista foram capturadas por bem e o número de núcleos quantificados (Figura 2A). Detectamos que não há diferenças estatísticas entre poços, com uma média de 41.662 ± 3, 366 células por poço (Figura 2B).

No dia 18, HLCs eram fixas e manchados por marcadores típicos de hepatócitos (Figura 3A-G) e testados para CYP P450 atividade. HLCs expressaram marcadores de hepatócito como HNF4α (89,2% células positivas ± 2), ALB (92,8% ± 6 células positivas), AFP (61,8% ± 2 células positivas). HLCs também expressaram proteínas CYP P450 CYP2D6 e CYP3A4 e exibida uma aparência distinta e poligonal, como mostrado pela expressão da proteína de E-caderina. Atividade do CYP P450 HLCs foi medida no dia 18. HLCs exibiram atividade CYP1A2 em ± 45 295.906, 828 RLU/mL/mg de proteína e CYP3A no 1.066.112 ±177, 416 RLU/mL/mg de proteína (Figura 3 H).

figure-results-1
Figura 1: diferenciação de hepatócitos de EPS na 96 bem formato. (A). diagrama dos equipamentos utilizados para a diferenciação celular semi automatizar, fixação, coloração, imagem latente e atividade funcional. (B). representante as alterações na morfologia celular durante a diferenciação HLC. Brevemente, EPS são pré-pintados em direção a endoderme definitivo, seguido de especificação de hepatoblast caracterizada por células de paralelepípedos, como morfologia e antes da maturação do hepatócito com células, adquirindo forma poligonal. Barra de escala = 100 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2: avaliação da variabilidade de HLCs-a bem. (A) representação de um 96 placa bem vista HLCs manchadas com DAPI. Barra de escala = 1 mm. (B) a quantificação do número de células por poço. Média do número de células por poços em colunas (parte superior) e linhas (inferior), de sete campos de views por bem e quantificados utilizando software de Colombo. Número de telemóvel média em toda a placa é 41.662 ± 3.366 SEM as células por poço. Não há diferenças estatisticamente significativas foram observadas entre os poços. Utilizou-se uma ANOVA One-Way com testes estatísticos do post-hoc de Tukey. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-3
Figura 3: expressão de marcador do hepatócito e medição de atividade de CYP P450 no HLCs no dia 18. (A) a percentagem do alfa do fator nuclear 4 hepatócito (HNF4α) expressão ± SEM baseia-se trinta poços com dez campos de vista por bem. (B) o percentual de expressão de albumina (ALB) + /-SEM, é baseado em 3 poços separados com dez campos de vista por bem. (C) a porcentagem de alfa fetoprotein (AFP) + /-SEM é baseada em 3 poços separados com dez campos de vista por bem. (D) E-caderina de coloração. (E) coloração de CYP2D6. Coloração de CYP3A4 (F) . (G). imunoglobulina G (IgG), controle de coloração. Barra de escala = 50 µm. (H) CYP P450 1A2 e 3A atividade metabólica no HLCs no dia 18. O representa dados biológicos seis Replica + /-atividade SEM. é citado como unidades relativas de luz (RLUs) /mL por 1 mg de proteína. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Nosso procedimento semi-automático é eficiente, confiável e econômica, permitindo a produção de HLCs em escala (Figura 1). Não houve diferença significativa em termos do número de células entre os poços da placa, tornando esta plataforma uma abordagem adequada para triagem baseada em célula (Figura 2). Além disso, o fluxo de trabalho semi automação permite que o usuário produzir um grande número de pratos ao mesmo tempo, que não era possível antes de usar processos manuais5,12.

Importante, o processo de automação não teve impacto sobre os rendimentos de diferenciação, com a maioria das células expressando HNF4α (89,2% ± 2) e ALB (92,8% ± 6) (Figura 3). HLCs também expressaram enzimas CYP P450 CYP2D6 e CYP3A4 e exibido CYP1A2 e CYP3A atividade metabólica comparável ao anterior relatado experimentos (Figura 3)5. Apesar da padronização do protocolo, confluência de célula antes da diferenciação é fundamental para diferenciação de HLC pura. Portanto, garantir uma distribuição boa célula através do poço é uma consideração importante (Figura 1). Isto tem provado para ser a linha de celular dependente, portanto, otimização de semeadura e densidade de células é necessária para cada antes de linha celular aumentar.

Na sua forma actual, esta plataforma não é adequada para produzir grandes quantidades de HLCs para aplicações clínicas, e isso provavelmente será alcançado através da utilização de biorreatores e fábricas de célula. No entanto, a metodologia desenvolvida permite para a rápida geração de células do fígado humanas para modelagem de doença, triagem de drogas e/ou drogas reaproveitamento de estudos. Além disso, o ensaio é passível de multiplexação, permitindo a geração de datasets Multiparamétrico para análise mecanicista. Vai para a frente, acreditamos também que esta tecnologia pode ser aplicada a sistemas em vitro mais complexos tais como diferenciação 3D ou como uma plataforma para melhorar HLC fenótipo em vitro.

Em conclusão, acreditamos que nosso sistema simples e semi automatizado vai aumentar a taxa de transmissão experimental e reduzir a variação experimental, melhorando assim a qualidade dos conjuntos de dados biológicos e sua extrapolação para a fisiologia humana.

Divulgações

Prof David C. Hay é co-fundador e diretor da Stemnovate Limited.

Prof David C. Hay é um diretor de HigherSteaks Limited.

Agradecimentos

Este trabalho foi financiado com prêmios de escritório do cientista-chefe (SCT/16/37) e uma bolsa de doutoramento de MRC.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
405 LS LavadoraBiotek
B27 suplementoLife Technologies12587-010
beta-mercaptoetanolLife Technologies31350
Albumina de soro bovinoSigma-AldrichA2058
DMSOSigma-AldrichD5879
DPBS com cálcio e magnésioThermoFisher
Reagente de dissociação celular suaveSTEMCELL Technologies7174
GlutaMaxLife Technologies35050
GripTips para VIAFLO 96Integra6434
HepatoZYME-SFMLife Technologies  17705021
Human Activin APeprotech120-14E
Fator de crescimento de hepatócitos humanosPeprotech100-39
Oncostatina humana MPeprotech300-10
Laminina recombinante humana 521BioLaminaLN521-02
Sal de sódio de hidrocortisona 21-hemisuccinatoSigma-AldrichH4881
Nocaute DMEMLife Technologies10829
Nocaute Substituição de SoroLife Technologies10828
mTeSR1 mediumSTEMCELL Technologies5850
MultidropCombi Reagent DispenserThermoFisher5840300
Aminoácidos não essenciaisLife Technologies11140
Operetta High-Content Imaging SystemPerkinElmerHH12000000
Penicilina-Estreptomicina (10.000 U/mL)Life Technologies15140122
Camundongo recombinante Wnt3aR& D Systems1324-WN-500/CF
Inibidor de quinase associada a Rho (ROCK) Y27632Sigma-AldrichY0503-1MG
RPMI 1640Life Technologies21875
de dispensação de tubo padrãoThermoFisher24072670
TWEEN 20Sigma-AldrichP9416 
VIAFLO 96 Pipeta eletrônica de 96 canaisIntegra6001
PBS, sem cálcio, sem magnésioThermoFisher14190250
Solução de formaldeído 4%, tamponada, pH 6.9Sigma-Aldrich1.00496  EMD MILLIPORE
P450-Glo CYP3A4 Ensaio e Sistema de TriagemPromegaV8801
P450-Glo CYP1A2 Sistema de Ensaio e TriagemPromegaV8771
DAPIInvitrogenD1306
Anticorpos
AlbuminaSigma-AldrichA66841:200 (camundongo)
Alfa-fetoproteínaAbcamab39801:500 (camundongo)
CYP2D6Universidade de DundeeUniversidade de Dundee1:200 (ovelhas)
CYP3A4Universidade de DundeeUniversidade de Dundee1:200 (ovelhas)
HNF-4αSanta Cruzsc-89871:400 (coelho)
E-caderinaAbcamab760551:200 (camundongo)
IgGDAKO1:400
Anti-Mouse 488 (anticorpo secundário)Life technologiesA-110011:400
Anti-sheep 488 (anticorpo secundário)Life technologiesA-110151:400
Anti-rabbit 488 (anticorpo secundário)Tecnologias de vidaA-110081:400
14040133

Referências

  1. Forbes, S. J., Gupta, S., Dhawan, A. Cell therapy for liver disease: From liver transplantation to cell factory. J Hepatol. 62 (1, Supplement), S157-S169 (2015).
  2. Avior, Y., Sagi, I., Benvenisty, N. Pluripotent stem cells in disease modelling and drug discovery. Nat Rev Mol Cell Biol. 17 (3), 170-182 (2016).
  3. Szkolnicka, D., Lucendo-Villarin, B., Moore, J. K., Simpson, K. J., Forbes, S. J., Hay, D. C. Reducing Hepatocyte Injury and Necrosis in Response to Paracetamol Using Noncoding RNAs. Stem Cells Transl Med. 5 (6), 764-772 (2016).
  4. Choudhury, Y., et al. Patient-specific hepatocyte-like cells derived from induced pluripotent stem cells model pazopanib-mediated hepatotoxicity. Sci Rep. 7, 41238(2017).
  5. Cameron, K., et al. Recombinant Laminins Drive the Differentiation and Self-Organization of hESC-Derived Hepatocytes. Stem Cell Rep. 5 (6), 1250-1262 (2015).
  6. Cayo, M. A., et al. A Drug Screen using Human iPSC-Derived Hepatocyte-like Cells Reveals Cardiac Glycosides as a Potential Treatment for Hypercholesterolemia. Cell Stem Cell. 20 (4), 478-489 (2017).
  7. Takayama, K., et al. Prediction of interindividual differences in hepatic functions and drug sensitivity by using human iPS-derived hepatocytes. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16772-16777 (2014).
  8. Takayama, K., et al. 3D spheroid culture of hESC/hiPSC-derived hepatocyte-like cells for drug toxicity testing. Biomaterials. 34 (7), 1781-1789 (2013).
  9. Hay, D. C., et al. Efficient differentiation of hepatocytes from human embryonic stem cells exhibiting markers recapitulating liver development in vivo. Stem Cells Dayt Ohio. 26 (4), 894-902 (2008).
  10. Iii, R. L. G., et al. Maturation of Induced Pluripotent Stem Cell Derived Hepatocytes by 3D-Culture. PLOS ONE. 9 (1), e86372(2014).
  11. Chen, Y. -F., Tseng, C. -Y., Wang, H. -W., Kuo, H. -C., Yang, V. W., Lee, O. K. Rapid generation of mature hepatocyte-like cells from human induced pluripotent stem cells by an efficient three-step protocol. Hepatol Baltim Md. 55 (4), 1193-1203 (2012).
  12. Wang, Y., et al. Defined and Scalable Generation of Hepatocyte-like Cells from Human Pluripotent Stem Cells. JoVE J Vis Exp. (121), e55355(2017).
  13. Takayama, K., et al. Long-Term Self-Renewal of Human ES/iPS-Derived Hepatoblast-like Cells on Human Laminin 111-Coated Dishes. Stem Cell Rep. 1 (4), 322-335 (2013).
  14. Kanninen, L. K., et al. Laminin-511 and laminin-521-based matrices for efficient hepatic specification of human pluripotent stem cells. Biomaterials. , 86-100 (2016).
  15. Szkolnicka, D., et al. Accurate prediction of drug-induced liver injury using stem cell-derived populations. Stem Cells Transl Med. 3 (2), 141-148 (2014).
  16. Kim, D. E., et al. Prediction of drug-induced immune-mediated hepatotoxicity using hepatocyte-like cells derived from human embryonic stem cells. Toxicology. 387 (Supplement C), 1-9 (2017).
  17. Rashid, S. T., et al. Modeling inherited metabolic disorders of the liver using human induced pluripotent stem cells. J Clin Invest. 120 (9), 3127-3136 (2010).
  18. Grimm, F. A., Iwata, Y., Sirenko, O., Bittner, M., Rusyn, I. High-Content Assay Multiplexing for Toxicity Screening in Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes and Hepatocytes. Assay Drug Dev Technol. 13 (9), 529-546 (2015).
  19. Bray, M. -A., et al. A dataset of images and morphological profiles of 30,000 small-molecule treatments using the Cell Painting assay. GigaScience. , (2017).
  20. Pradip, A., et al. High Content Analysis of Human Pluripotent Stem Cell Derived Hepatocytes Reveals Drug Induced Steatosis and Phospholipidosis. Stem Cells Int. 2016, 2475631(2016).
  21. Donato, M. T., Gómez-Lechón, M. J., Tolosa, L. Using high-content screening technology for studying drug-induced hepatotoxicity in preclinical studies. Expert Opin Drug Discov. 12 (2), 201-211 (2017).
  22. Carpenter, A. E., et al. CellProfiler: image analysis software for identifying and quantifying cell phenotypes. Genome Biol. 7, R100(2006).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Diferenciação Semi-automatizadaFormato de Placa de 96 PoçosSistemas de Manipulação de LíquidosMicroscopia AutomatizadaLuminômetro de Múltiplos PoçosMeio de Priming do EndodermeEspecificação de HepatoblastosMeio de Maturação HepatoZYME
Produção semi-automática do hepatócito como células de células-tronco pluripotentes
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.