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Isolamento de células-tronco mesenquimais de tecido pulpar e co-cultura com células cancerosas para estudar suas interações

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DOI:

10.3791/58825

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7 de janeiro de 2019

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1Genetics and Bioengineering, Yeditepe University, 2National Heart, Lung, and Blood Institute (NHLBI), Sickle Cell Branch, National Institutes of Health (NIH)

Neste artigo

Resumo

Nós fornecemos os protocolos para avaliação de células-tronco mesenquimais isoladas de polpa dentária e interações de células de câncer de próstata baseadas em métodos diretos e indiretos co-cultura. Médio de condição e membranas de trans-bem são apropriadas analisar a atividade indireta parácrina. Semeando diferencialmente manchado células juntos é um modelo adequado para a interação célula-célula direto.

Resumo

Câncer como um processo de várias etapas e doença complicada é não só regulado pelo crescimento e proliferação das células individuais, mas também controlada por interações de ambiente e célula-célula de tumor. Identificação de câncer e interações de células-tronco, incluindo alterações no ambiente extracelular, interações físicas e fatores secretados, poderá permitir a descoberta de novas opções de terapia. Aliamos técnicas de co-cultura conhecidos para criar um sistema de modelo para as células-tronco mesenquimais (MSCs) e câncer interações célula. No estudo atual, as células-tronco polpa dental (DPSCs) e interações de células de câncer de próstata PC-3 foram examinadas por técnicas de co-cultura diretos e indiretos. Médio de condição (CM) obtidos de DPSCs e 0,4 µm de tamanho de poros bem trans membranas foram usadas para estudar a atividade parácrina. Co-cultura de diferentes tipos de células juntos foi realizada para estudar a interação célula-célula direto. Os resultados revelaram que CM aumentou a proliferação celular e diminuição da apoptose em cultura de células de câncer de próstata. Tanto CM e sistema de trans-bem aumentaram a capacidade de migração celular de células PC-3. Células coradas com membrana diferentes corantes foram semeadas em vasos cultura mesmo, e DPSCs participaram em uma estrutura auto-organizada com PC-3 células sob essa condição de co-cultura direto. Em geral, os resultados indicaram que as técnicas de cultura co poderiam ser útil para câncer e interações MSC como um sistema modelo.

Introdução

Células-tronco mesenquimais (MSCs), com a capacidade de diferenciação e contributo para a regeneração dos tecidos mesenquimais como osso, cartilagem, músculo, ligamento, tendão e adiposo, têm sido isoladas de quase todos os tecidos do corpo adulto1 , 2. além de fornecer homeostase do tecido, produzindo células residentes em caso de inflamação crônica ou lesão, eles produzem vitais citocinas e fatores de crescimento para orquestrar a angiogênese, sistema imunológico e tecido remodelação3. A interação do MSCs com tecido de câncer não é bem compreendida, mas acumula evidências sugerem que o MSCs podem promover tumor iniciação, progressão e metástase4.

A capacidade de localização de MSCs à área lesada ou cronicamente inflamada torna um candidato valioso para terapias baseadas em células-tronco. No entanto, os tecidos de câncer, "nunca cura feridas", também liberar citocinas inflamatórias, moléculas pro-angiogênico e fatores de crescimento vitais, que atraem MSCs para a área de cancerogenous5. Embora existam limitada relatórios mostrando efeitos inibitórios do MSCs no cancro crescimento6,7, sua progressão do câncer e metástase, promovendo efeitos tem sido extensivamente relataram8. MSCs afectam directa ou indirectamente carcinogênese de maneiras diferentes, incluindo a supressão de células do sistema imunológico, secreção de fatores de crescimento/citocinas que oferecem suporte a proliferação de células cancerosas e migração, reforçar a atividade angiogênico e regulação 9,de transição epitelial-mesenquimal (EMT)10. Ambiente de tumor consiste de vários tipos de células, incluindo fibroblastos associada a câncer (CAFs) e/ou miofibroblastos, células endoteliais, adipócitos e células do sistema imunológico11. Destes, CAFs são o tipo de célula mais abundante na área do tumor que secretam várias quimiocinas promover câncer de crescimento e a metástase8. Ficou demonstrado que MSCs derivadas da medula óssea podem diferenciar em CAFs no tumor estroma12.

Células-tronco polpa dental (DPSCs), caracterizadas como os primeiros MSCs de derivado de tecido dentais por Gronthos et al . 13 em 2000 e então amplamente investigados por outros14,15, express pluripotência marcadores como Oct4, Sox2e Nanog16 e pode se diferenciar em várias células linages17. Análise de expressão de gene e proteína provou que DPSCs produzir níveis comparáveis de fatores de crescimento/citocinas com outros MSCs como fator de crescimento endotelial vascular (VEGF), angiogenin, fator de crescimento fibroblástico 2 (FGF2), interleucina-4 (IL-4), IL-6, IL-10, e fator de células-tronco (SCF), bem como ligante de quinase-3 fms-como tirosina (Flt - 3L) que pode promover a angiogênese, modulam as células imunes e suporte câncer célula proliferação e migração18,19,20 . Enquanto as interações do MSCs com ambiente de câncer têm sido bem documentadas na literatura, a relação entre DPSCs e células de câncer não foi avaliada ainda. No presente estudo, estabelecemos estratégias de tratamento médio de co-cultura e condição para uma linhagem de células de câncer de próstata metastático altamente, PC-3 e DPSCs para propor a ação potencial do mecanismo de MSCs dentais na progressão do câncer e metástase.

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Protocolo

Termo de consentimento informado dos pacientes foi obtido após a aprovação do Comitê de ética institucional.

1. cultura e isolamento de DPSC

  1. Transferir os dentes do siso obtidos de adultos jovens com idades entre os 17 e os tubos de 20 a 15 mL contendo modificado Eagle médio (DMEM de Dulbecco completa) [baixa glicose DMEM meios de comunicação, suplementados com 10% de soro fetal bovino (FBS) e 1% penicilina/estreptomicina / solução de anfotericina (PSA)], dentro de 8 h após a ressecção. Manter o material de tecido frio (4 ° C) durante a transferência, para evitar potenciais morte celular.
  2. Remover o tecido pulpar por forceps de extração de estéril do centro do dente com cuidado, coloque o tecido pulpar no frio meio DMEM completo em pratos de cultura de tecido de 10 cm e pique-os em pedaços pequenos (2-3 mm) por bisturi.
    Nota: Todos os procedimentos experimentais devem ser efectuados sob condições estéreis em capa de fluxo laminar. Esta técnica não enzimáticos tem sido utilizado anteriormente21,22,23.
  3. Tecidos de celulose pequeno lugar dentro da cultura de tecidos trataram placas 6 boas e adicionar 200 µ l de mídia DMEM completa para cobrir cada pedaços de tecido de celulose pequena.
  4. Incube os poços de cultura de tecidos, a 37 ° C numa atmosfera de ar umidificado (80% de umidade) com 5% de CO2 por 2 h fornecer acessório de tecido.
    Nota: Este passo pode ser prolongado para 3-4 h, controlando a evaporação da mídia.
  5. Adicionar o volume apropriado (2-2,5 mL) de meio DMEM completo aos poços e incubar a 37 ° C numa atmosfera de ar umidificado com 5% de CO2 para as células a se espalhar no tecido.
    Nota: As células se tornam visíveis após cerca de 4 dias e atingem a confluência após 8-9 dias.
  6. Quando células alcançar 80% de confluência, retire mídia 6-poços chapas, lavar com 2 mL de soro de tampão fosfato (PBS) e adicionar 2 mL de tripsina. Incube durante 2 min em uma incubadora a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2. Em seguida, adicione 2 mL de meio DMEM completo seguido de incubação de 2 min para inibir a tripsina. Centrifugar as células a 300 x g por 5 min para células de Pelotas.
  7. Células de passagem para os frascos em completa DMEM mídia e loja para novas experiências. Adicionar 15 mL de mídia DMEM completa para os frascos de T-75 e células de transferência de dois poços da placa para frascos de T-75 um 6-poços e incubar a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2.

2. caracterização do DPSCs

  1. Realize análises morfológicas.
    1. Células da semente (passo 1.6) na cultura do tecido revestido frascos (ou placas boas 6) em meio DMEM completo pelo menos 8 passagens observar a morfologia celular.
    2. Visualizar células por microscópio de luz e definir a morfologia de células semelhantes a fibroblastos. Células devem anexar para os pratos de cultura e morfologia da célula como eixo.
      Nota: Como alternativa, células podem ser cultivadas como células únicas por até 14 dias no poço-placas para observar a capacidade de formação de colônia que é uma característica específica de fibroblastos e MSCs.
  2. Realize análises de marcador de superfície.
    1. Trypsinize as células da etapa 1.7. Retire o frasco de cultura de tecidos T-75 mídia, lavar com 2 mL de PBS e adicionar 2 mL de tripsina. Incube durante 2 min em uma incubadora a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2. Em seguida, adicione 2 mL de meio DMEM completo seguido de incubação de 2 min para inibir a tripsina. Centrifugar as células a 300 x g por 5 min para células de Pelotas.
    2. Consertar as células com paraformaldeído 4% por 20 min em temperatura ambiente em tubos de 1,5 mL e em seguida, lave-os com 500 µ l de PBS 3 vezes para remover paraformaldeído.
    3. Incube as células fixas com os anticorpos contra CD29, CD34, CD14, CD45, CD90, CD105, CD166 e CD73 durante 1 h a 4 ° C em 100 µ l de PBS.
      Nota: A concentração de anticorpo usado é de 0,5 µ g/mL. CD34, CD14 e CD45 são utilizados como marcadores negativos, enquanto CD29, CD90, CD105, CD166 e CD73 são utilizados como marcadores de superfície celular positivo para MSCs.
    4. Lavar as células 3 vezes com PBS e usar respectivos anticorpos secundários como isotiocianato de fluoresceína (FITC), ficoeritrina (PE), etc. para rotulagem. Incube as células com anticorpos secundários de 1: 500 diluído em 100 µ l de PBS durante 30 min a 4 ° C e lavagem 3 vezes com PBS.
    5. Mantenha as amostras no escuro para análise de citometria de fluxo e detectar positivos e negativos de coloração por citometria de fluxo.
      Nota: Use células controle imaculado para organizar a dispersão para a frente e lateral. Organize gating de positivamente manchado populações excluindo células mortas, detritos e população não-corada. Use 100 µm bocal com pressão de bainha de 45 libras por polegada quadrada e coletar 10.000 eventos para determinar o DPSCs positivos, organizando canais.
  3. Execute a diferenciação de DPSCs.
    1. Células de4 sementes 1 × 10 em placas de 24 poços em completar a mídia DMEM e incubam por 24 h a 37 ° C numa atmosfera de ar umidificado com 5% de CO2.
    2. Formular a diferenciação mídia usando competir meio DMEM como base media. Prepare a mídia osteogênica misturando 100 nM dexametasona, β-glicerofosfato de 10 mM e o ácido ascórbico 0,2 mM. Prepare a mídia chondrogenic misturando 1 × insulina-transferrina-selênio (ITS-G), 100 dexametasona nM, 100 ng/mL transformadora fator de crescimento beta (TGF-β), 14 μg/mL de ácido ascórbico e 1 mg/mL albumina de soro bovino (BSA). Prepare a mídia adipogenic misturando 100 dexametasona nM, 5 insulina μg/mL, 0,5 mM 3-isobutil-1-methylxanthine (IBMX) e 60 μM indometacina.
      Nota: Mídia de diferenciação pode ser mantida a 4 ° C pelo menos uma semana.
    3. Mudar meios de crescimento para osteo, Alexandra ou mídia de adipo-genic diferenciação e meios de atualizar duas vezes por semana durante duas semanas.
    4. Confirmar a diferenciação por von Kossa e Alcian coloração azul, atividade enzimática (atividade da fosfatase alcalina), imunocitoquímica e análises de reação em cadeia (qPCR) polimerase quantitativa de acordo com os protocolos descreveram anteriormente21.
      1. Executar von Kossa e Alcian blue citológicas em células que são corrigidas com paraformaldeído 4% à temperatura ambiente durante 10 min. lavam as células fixas com PBS e manchá-las com o kit de vonKossa de acordo com as recomendações do fabricante para observar os depósitos de cálcio .
      2. Prepare o Alcian azul coloração solução dissolvendo-se 1,00 g de corante de azul de Alcian em 100 mL de ácido acético a 3% (v/v) para manchar ainda mais. Lavar as células fixas com PBS e células por 30 min com solução de azul de Alcian de mancha. Visualize as amostras coradas por um microscópio de luz.

3. preparação de condição médio (CM)

  1. Substitua a mídia de células da etapa 1.7 com fresco completa DMEM 24 h antes da coleta do CM.
    Nota: Recomenda-se passagem 2-4.
  2. Recolha médio condição (CM) cultivadas DPSCs quando as células chegam a confluência de 80%. Centrifugue a mídia coletadas a 300 x g por 5 min remover restos de material e célula de resíduos de tecido.
    Nota: Como alternativa, use filtros de seringa 0,2 µm para remover restos de meio de condição.
  3. Recolher o sobrenadante e armazenar a-20 ° C para novas experiências.
    Nota: Mantenha o sobrenadante a-80 ° C para armazenamento a longo prazo.

4. tratamento de células cancerosas com CM

  1. Realize análises de viabilidade celular.
    1. Semente PC-3 células (células de câncer de próstata humano) em placas de 96 poços, com uma densidade de células de 5 × 103 células/poço em completar DMEM e incubam em uma câmara umidificada em 37 ° C e 5% CO2 por 24 h.
    2. Trate as células com 10, 20, 30, 40 e 50% de CM (v/v) misturadas com DMEM completa por 24 h.
    3. Medir a viabilidade celular usando 3-(4,5-dimethyl-thiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxy-phenyl)-2-(4-sulfo-phenyl)-2H-tetrazolium (MTS)-ensaio conforme descrito anteriormente,24.
  2. Execute a fim de nick do dUTP transferase terminal deoxynucleotidyl rotulagem análises (TUNEL).
    1. Semente PC-3 células em cultura de células de 6-poços chapas em uma densidade de células de 2 × 105 células/poço e incubam durante uma noite em uma câmara umidificada a 37 ° C e 5% de CO2 .
    2. Misture 20% CM (v/v) com completar meio DMEM e aplicar às células por 24 h.
    3. Trypsinize células e suspender em 50 μL de mistura de reação de TUNEL (rotulagem solução + solução enzimática, fornecido com o kit) e incubar a 37 ° C por 60 min em atmosfera umidificada e 5% CO2 .
      Nota: Para tripsinização, remova a mídia de placas de cultura de célula 6-poços, lavar com 1 mL de PBS e adicione 500 µ l de tripsina. Incube durante 2 min em uma incubadora a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2. Adicione 1 mL de meio DMEM completo seguido de incubação de 2 min para inibir a tripsina. Centrifugar as células a 300 x g por 5 min para células de Pelotas.
    4. Enxaguar com PBS e analisar as células em PBS usando citometria de fluxo.
  3. Realize análises de qPCR.
    1. Semente PC-3 células em cultura de células de 6-poços chapas em uma densidade de células de 2 × 105 células/poço e incubam durante uma noite em uma incubadora umidificada a 37 ° C e 5% de CO2 .
    2. Misture 20% CM (v/v) com completar meio DMEM e aplicar às células por 24 h.
    3. Trypsinize células e coletar centrifugado para isolamento e cDNA síntese de RNA.
      Nota: Remova a mídia de placas de cultura de célula 6-bem, lavar com 1 mL de PBS e adicione 500 µ l de tripsina. Incube a 2 min em uma incubadora a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2. Adicione 1 mL de meio DMEM completo seguido de incubação de 2 min para inibir a tripsina. Centrifugar as células a 300 x g por 5 min para células de Pelotas.
    4. Realize experimentos de qPCR de acordo com o protocolo descrito anteriormente,25.
  4. Execute a migração celular das células cancerosas.
    1. Semente de 1 × 105 PC-3 células em placas de 12-poços e incubá-los numa incubadora umidificado durante a noite a 37 ° C e 5% de CO2.
    2. Arranhar as células com uma ponta estéril 200 μL e mudar o meio imediatamente com meio fresco contendo diferentes concentrações de CM [por exemplo, 10, 20, 30, 40 e 50% de CM (v/v) misturado com DMEM completa].
    3. Observar riscos sob um microscópio invertido e tirar fotos em intervalos de tempo diferentes (0 e 24 h).
    4. Medir o encerramento do zero usando o software Image J usando a fórmula:
      figure-protocol-1
      Nota: Abra a imagem zero com o software Image J. Desenhe uma linha que tem a mesma magnitude que a barra de escala que já existe na imagem. Clique em analisar, definir escala e observar a distância, em pixels, como a ampliação da linha desenhada. Escreva o tamanho da barra de escala para a parte de distância conhecida, organizar unidade (pixels, centímetros, etc) e clique em okey. Vá para a seção de analisar novamente e clique em medições. Isto dará primeiro o tamanho da barra de escala como a unidade selecionada. Clique em uma aresta da risque e arraste até atingir a outra extremidade da risque. Observe o valor para cada ponto de tempo (0 h e 24 h). Conecte esses valores na fórmula acima e calcular o risco encerramento.

5. célula de migração por contacto indirecto de células cancerosas e DPSCs

  1. Sementes de 3 × 104 DPSCs para placa 24 inserções com 0,4 μm pore e incubá-los numa incubadora umidificado durante a noite a 37 ° C.
  2. Células de PC-3 sementes para 24-bem placas em uma densidade de célula de 5 × 104 e incubá-los numa incubadora umidificado durante a noite a 37 ° C e 5% de CO2.
  3. PC-3 células com uma ponta estéril 200 μL de coçar, mudar o meio com meio fresco e colocar inserções carregando DPSCs para PC-3 células.
  4. Observar as células sob um microscópio invertido e tirar fotos em intervalos de tempo diferentes (0 e 24 h) para analisar a migração celular.

6. co-cultura ensaio e análise de citometria de fluxo

  1. Rotular o PC-3 células e DPSCs usando PKH67 (verde) e PKH26 (vermelho) célula fluorescente vinculador corantes, respectivamente,26.
  2. Trypsinize células PC-3 e DPSCs, respectivamente. Remova a mídia do frasco de cultura de tecidos T-75, lave com 2 mL de PBS e adicionar 2 mL de tripsina. Incube durante 2 min em uma incubadora a 37 ° C, com atmosfera de ar umidificado e 5% de CO2. Adicione 2 mL de meio DMEM completo seguido de incubação de 2 min para inibir a tripsina.
  3. Centrifugar as células em 300 x g durante 5 min, descartar o sobrenadante e ressuspender pelotas de célula na solução corante preparada em tampão diluente-C fornecido pelo kit (veja a Tabela de materiais).
  4. Incubar as células na solução corante por 10 min e finalizar a reação de coloração adicionando-se 100 µ l de FBS. Centrifugar as células em 300 x g durante 5 min, desprezar o sobrenadante e lavar as células com meio de cultura completo antes de cultivo co.
  5. Placa rotulada células (5 × 104/bem) nas 6-poços chapas na proporção de 1:1 (DPSCs: PC3). Manter pilhas co cultivadas em DMEM completa.
  6. Recolha pilhas após períodos de incubação de 24h ou 48h por centrifugação de células a 300 x g durante 5 min e lavagem com PBS.
  7. Ressuspender as células em 300 µ l de fluorescência-ativado da pilha classificação Reserva (FACS) em 5 mL redondo fundo tubos de citometria de fluxo. Vórtice de dispersar os agregados de células bem antes da análise da amostra.
  8. Use um bocal de 100 µm com pressão de bainha de 45 libras por polegada quadrada.
    Nota: A taxa de fluxo extremamente elevada pode diminuir a sensibilidade da deteção de fluorescência.
  9. Use controle unstained células e células coloridas únicas para ajuste apropriado para a frente e tensão de laser de dispersão de lado para tipos de células e de compensação, como mencionado anteriormente,27.
    Nota: Utilize o gating para células vivas para excluir os restos celulares, células mortas ou agregados.
  10. Colete 10.000 eventos (100.000 é preferível) para determinar o percentuais positivos DPSCs verdes e vermelho PC-3 células, organizando FL-1 (verde) e canais de FL-2 (vermelho).

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Resultados

Figura 1 descreve as características gerais do Mestrado de DPSCs sob condições de cultura. DPSCs exercer a morfologia celular dos fibroblastos, como depois de chapeamento (figura 1B). Antígenos de superfície de MSC (CD29, CD73, CD90, CD105 e CD166) são altamente expressos enquanto marcadores hematopoiéticas (CD34, CD45 e CD14) são negativas (Figura 1). Alterações a nível morfológico e molecular relac...

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Discussão

Contribuição do MSCs para ambiente de tumor é regulada por diversas interações incluindo híbrido célula geração através de células fusões, entosis ou citocinas e chemokine atividades entre células-tronco e células de câncer28. Organização estrutural, interações célula-célula e fatores secretados determinam o comportamento de células de câncer em termos de promoção de tumor, progressão e metástase para o tecido circundante. Sistemas adequados ex vivo modelo para investigar os meca...

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Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

Este estudo foi suportado pela Universidade de Yeditepe. Todos os dados e os dados utilizados neste artigo foram publicados anteriormente34.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
DMEMInvitrogen11885084Para cultura de células
FBSInvitrogen16000044Para cultura de células
PSALonza17-745EPara cultura de células
TripsinaInvitrogen25200056Para dissociação celular
PBSInvitrogen10010023Para lavagens
DexametasonaSigmaD4902Componente do meio de diferenciação
β-GlicerofosfatoSigmaG9422Componente do meio de diferenciação osteogênica
Ácido ascórbicoSigmaA4544Componente do meio de diferenciação osteo e condrogênica
Insulina-Transferrina-Selênio (ITS − G)Invitrogen41400045Componente do meio de diferenciação condrogênica
TGF-βSigmaSRP3171Componente do meio de diferenciação condrogênica
InsulinaSigmaI6634Componente do meio de diferenciação adipogênica
Isobutil-1-metilxantina (IBMX)SigmaI7018Componente do meio de diferenciação adipogênica
IndometacinaSigma I7378Componente do meio de diferenciação adipogênica
MTS ReagentePromegaG3582Análises de viabilidade celular
Ensaio TUNELSigma11684795910Análises apoptóticas
Inserções de placas de 24 poçosCorning3396Para ensaio de migração trans-poço
PKH67SigmaPKH67GLPara coloração de células de co-cultura
PKH26SigmaPKH26GLPara coloração de
células de co-culturaParaformaldeídoSigmaP6148Para fixação celular
von Kossa KitBioOptica04-170801.APara coloração celular (diferenciação)
Azul AlcianSigmaA2899Para coloração celular (diferenciação)

Referências

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