Artigo de método

Uso da microscopia de força atômica para medir propriedades mecânicas e pressão de turgor de células vegetais e tecidos vegetais

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DOI:

10.3791/59674

⸱

15 de julho de 2019

 ,  , 
1SFR Biosciences, Université de Lyon, 2Laboratoire de Reproduction et Développement des Plantes, Université de Lyon, ENS de Lyon, UCBL, INRA, CNRS

Neste artigo

Resumo

Aqui, nós apresentamos a microscopia de força atômica (AFM), operada como uma ferramenta do nano-e do micro-Indentation em pilhas e em tecidos. O instrumento permite a aquisição simultânea de topografia de superfície 3D da amostra e suas propriedades mecânicas, incluindo a parede celular módulo de Young, bem como a pressão de turgor.

Resumo

Apresentamos aqui o uso da microscopia de força atômica para recuar os tecidos vegetais e recuperar suas propriedades mecânicas. Usando dois microscópios diferentes no modo de recuo, mostramos como medir um módulo elástico e usá-lo para avaliar as propriedades mecânicas da parede celular. Além disso, também explicamos como avaliar a pressão de turgor. As principais vantagens da microscopia de força atômica são que ele é não-invasivo, relativamente rápido (5 ~ 20 min), e que virtualmente qualquer tipo de tecido vegetal que é superficialmente plana pode ser analisado sem a necessidade de tratamento. A resolução pode ser muito boa, dependendo do tamanho da ponta e do número de medições por unidade de área. Uma limitação deste método é que dá somente o acesso direto à camada superficial da pilha.

Introdução

A microscopia da força atômica (AFM) pertence à família da microscopia da sonda da exploração (SPM), onde uma ponta com um raio de geralmente alguns nanômetros examina a superfície de uma amostra. A detecção de uma superfície não é alcançada através de métodos ópticos ou baseados em elétrons, mas através das forças de interação entre a ponta e a superfície da amostra. Assim, esta técnica não se limita à caracterização topográfica de uma superfície amostral (resolução 3D que pode descer para poucos nanômetros), mas também permite a medição de qualquer tipo de força de interação, como eletrostática, Van der Waals ou forças de contato. Além disso, a ponta pode ser usada para aplicar forças na superfície de uma amostra biológica e medir a deformação resultante, o chamado "recuo", a fim de determinar suas propriedades mecânicas (por exemplo, módulo de Young, propriedades viscoelásticas).

As propriedades mecânicas das paredes das células vegetais são essenciais para serem levadas em conta ao tentarem compreender os mecanismos subjacentes aos processos de desenvolvimento1,2,3. Certamente, estas propriedades são controladas firmemente durante o desenvolvimento, no detalhe desde que o amolecimento da parede celular é exigido para permitir que as pilhas cresçam. AFM pode ser usado para medir essas propriedades e estudar a maneira como eles mudam entre órgãos, tecidos ou estágios de desenvolvimento.

Neste artigo, nós descrevemos como nós usamos AFM para medir propriedades mecânicas da parede de pilha e a pressão do turgor. Estas duas aplicações são demonstradas em dois microscópios diferentes de AFM e são detalhadas aqui em seguida.

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Protocolo

1. Measure de propriedades mecânicas da parede de pilha

Nota: O exemplo do gineceu tornando-se de Arabidopsis é apresentado.

  1. Preparação das amostras biológicas
    1. Colete um botão de flor fechado no estágio 9 a 10 (aproximadamente 0,5 milímetros de comprimento) de acordo com a determinação publicada dos estágios para Arabidopsis4. um binocular, usando pinças finas, cuidadosamente abrir o botão para verificar o estágio de desenvolvimento e recolher o gineceu localizado no centro da flor.
    2. Põr o gineceu na fita lateral dobro coloc no centro da tampa de um prato de Petri pequeno (diâmetro de 5 cm).
      Nota: Como alternativa, cola biocompatível também pode ser usado para a imobilização mais eficiente da amostra após o recuo.
    3. Adicione rapidamente água até que a amostra esteja completamente coberta. Isso evita a desidratação e reduz a aderência da ponta à amostra. Alternativamente, mergulhe a amostra em meio líquido, como o meio de cultura Arabidopsis Apex5.
  2. Calibração AFM
    1. Definir a mola cantilever k constante alta o suficiente para permitir a deformação da superfície da amostra até o recuo desejado, mas não muito alto para evitar a perda de sensibilidade.
      Nota: Como regra geral, se o módulo de Young da amostra é conhecido, a ordem de magnitude da constante de mola pode ser escolhida como k≈E * δ, onde δ é o recuo desejado.
    2. Use uma ponta esférica de R = 400 nm com uma distância de ponta-cantilever de 15 μm.
      Nota: O raio da ponta está diretamente relacionado à resolução lateral. Geralmente, para o recuo em materiais biológicos, escolha pontas arredondadas (R maior do que 10-20 nanômetro) ou pontas de prova coloidal. As pontas de prova coloidal pequenas podem ser complicadas de usar-se devido à distância pequena entre a extremidade da ponta e o cantilever que podem tocar na superfície da amostra.
    3. Ligue o software e coloque a cabeça horizontalmente pelo menos 2-3 h antes do experimento: Isto permitirá que a cabeça para queimar e evitará os movimentos relativos termicamente induzidos do cantilever-laser. Se o microscópio estiver equipado com um módulo CellHesion (estendendo a faixa de Z piezo disponível para 100 μm em vez de 15 μm), ligue o seu controlador primeiro e, em seguida, selecione o modo CellHesion ao iniciar o software.
    4. Monte o cantilever no bloco de vidro e monte o bloco na cabeça. Coloque uma gota de alguns microlitros de água ultrapura na ponta para evitar a formação de bolhas de ar quando a ponta é mergulhada em água.
    5. Coloque uma amostra dura (lâmina de vidro limpa ou safira) e adicione 30-50 μL de água ultrapura.
      Nota: O procedimento de calibração descrito aqui é a calibração de contato às vezes chamada. Em primeiro lugar, uma curva de força é feita em uma superfície rígida e plana e, em seguida, o espectro de oscilação do cantilever termicamente animado é gravado a fim de calcular a constante de mola. Outros protocolos de calibração existem e serão brevemente descritos no parágrafo de discussão.
    6. Coloque a cabeça no palco (tenha cuidado para levantar os motores Z alto o suficiente). Use a imagem óptica para colocar aproximadamente o laser no cantilever.
      1. Mova o laser ao longo do eixo principal do cantilever monitorando o sinal de soma no fotodiodo.
        Nota: Quando os cantimanhas padrão são usados, uma soma maior do que 0,5 V deve ser obtida.
      2. Mova o laser ao longo da outra direção e maximizar o sinal de soma, a fim de posicionar o laser no meio do cantilever. Isso minimizará o cross-talk entre a deflexão lateral e vertical.
    7. Medição da sensibilidade de deflexão
      Nota: O fotodiodo lê o deslocamento do laser e fornece um sinal nos volts. A fim de poder medir a deflexão na unidade métrica, a sensibilidade da deflexão deve ser medida.
      1. Ajuste o instrumento em contato → espectroscopia de força. Defina um ponto de ajuste relativo para 2 V , comprimento z para 0,5 μm e aumente a velocidade para 2 μm/s (taxa de amostragem para 10000 Hz) e selecione z closed loop.
      2. Abra o Gerenciador de calibração e selecione a parte de contato da curva de força (que deve ser linear) para fazer um ajuste linear: o inverso da inclinação dá a sensibilidade de deflexão. A leitura do fotodiodo está agora calibrada na unidade métrica.
    8. Determinação da constante da mola. No Gerenciador de calibração, selecione constante de mola para executar uma aquisição de espectro térmico. Para a média do sinal por mais tempo, selecione o símbolo ∞. O espectro de potência do cantilever termicamente excitado pode mostrar vários picos; Desenhe uma seleção em torno de uma colocada em menor frequência para ajustá-la.
      Nota: Se a sintonia térmica é realizada em líquido, o pico de ressonância será mais amplo e sua freqüência baixou em comparação com um nominal.
  3. Set-up e aquisição de experimentos de espectroscopia de força
    1. Coloque a amostra na fase AFM e coloque a cabeça sobre a amostra.
      Nota: Certifique-se de que a cabeça foi retraído o suficiente para evitar um contato duro entre a ponta e a superfície da amostra.
    2. Deixe o cantilever queimar por alguns minutos.
    3. No modo QI , aproxime-se com uma força setpoint de 50 nn.
    4. Defina um comprimento Z de 4 μm e uma área de digitalização para 80 x 80 μm2 com um número de pixels de 40 x 40. No painel de Configurações avançadas de imagem , defina o modo como velocidade constante. Defina estender e retrair a velocidade para 200 μm/s e taxas de amostragem para 25 kHz.
    5. Comece a digitalizar e use esta varredura rápida de baixa força para verificar se a amostra se move. Verifique se a área digitalizada está livre de detritos ou de células desviadas e localize uma região de interesse tão plana quanto possível para realizar as medições.
      Nota: A fim apreciar a inclinação real da amostra, o nivelamento da linha deve ser ajustado a desligado ou a constante. Um ângulo de inclinação excessivo entre o eixo de recuo e a superfície terá um efeito na medida do módulo de Young5.
    6. Uma vez que uma área de interesse foi localizada, selecione uma região de 40 x 40 para 60 x 60 μm2 em torno dele e aumente o número de pixel para alcançar 2 pixels/μm. Aumente o setpoint para 500 nm para obter 100-200 nm de recuo. Ajuste esse valor, se necessário, no início do experimento. Diminua o comprimento Z para 2 μm. diminua a extensão e retrair a velocidade para 100 μm/s e aumente a taxa de amostragem para 50 kHz.
    7. Inicie a digitalização e salve a saída (geralmente composta por uma imagem e um arquivo de dados).
    8. No final do dia de medição, retire o suporte da ponta e enxague suavemente com água ultrapura e 70% EtOH.
    9. Seque e retire o cantilever. Para mais experimentos com a mesma ponta, considere limpá-lo com um protocolo de limpeza úmida e, se possível, um tratamento de plasma O2 de acompanhamento. Não deixe a água secar no cantilever e/ou no suporte da ponta para evitar a cristalização do sal.
  4. Análise de dados (para versão de software de processamento de dados 6. x)
    1. Abra o software de processamento de dados e carregue o arquivo de dados.
    2. Clique em usar este mapa para o botão de processamento em lote, a fim de usar os mesmos parâmetros de análise em todas as curvas do mapa.
    3. Em carregar processo pré-definido, selecione ajuste Hertz.
    4. Use a primeira guia para verificar ou alterar os parâmetros de calibração.
    5. Na segunda guia, remova um deslocamento (ou um deslocamento mais uma inclinação) da linha de base para definir seu valor médio como 0.
    6. Na terceira guia, estimar a posição de ponto de contato (POC), considerando-o como o primeiro ponto cruzando a força 0 ao descer do valor de SetPoint ao longo da curva de estender.
    7. A posição vertical da ponta da aba calcula o movimento da ponta subtraindo a deflexão do cantilever da altura medida. Nesta etapa, use a altura unsmoothed (dados brutos) para o ajuste a seguir, marcando a caixa de seleção correspondente.
    8. Na guia ajuste de elasticidade , selecione o modelo de ajuste apropriado. Se nenhuma ou fraca aderência for visível nas curvas de retrair (correspondendo a menos de 10% da força do ponto de ajuste ou à força média máxima na profundidade de recuo selecionada), o tipo de modelo deve ser definido como hertz/Sneddon e estender a curva deve ser usado. Em caso de adesão mais forte, o modelo DMT, que representa o modelo Derjaguin-Muller-Toporov, deve ser preferido e o ajuste deve ser realizado em curvas de retrair (consulte o manual para obter detalhes sobre os modelos de contato disponíveis e fórmulas relacionadas).
      1. Ajuste os parâmetros geométricos da ponta baseados na forma nominal da ponta. Aqui, a forma da ponta é esfera e raio da ponta é 400 nanômetro.
      2. Defina a proporção de Poisson para 0,5, pois é feita convencionalmente para material biológico (correspondente ao material incompressível).
    9. Ajuste até recuo específico. Por padrão, o ajuste é executado em toda a curva. Se o ajuste tiver que ser feito até um recuo específico, primeiro verifique a caixa de seleção Shift Curve ; Isso irá deslocar a origem da curva com base em valores de linha de base e POC recém-determinados.
      1. Adicione uma segunda rotina de ajuste de elasticidade clicando no ícone na janela principal.
      2. Defina novamente todos os parâmetros de ajuste e especifique em X min o recuo desejado. Adicione quantos passos forem necessários (2 a 3 passos devem ser suficientes) para refinar a determinação da posição POC e, subsequentemente, a profundidade de recuo calculada. O processo pode ser salvo neste momento.
    10. Clique em manter e aplique a todos para iterar as etapas anteriores em todas as curvas do mapa.
    11. Salve os resultados. Uma imagem e um. tsv arquivos serão obtidos.

2. medida da pressão de turgor

Nota: Um exemplo do meristema de inflorescência oryzalin-Tratado de Arabidopsis é apresentado.

  1. Preparação da amostra biológica
    1. Colete Arabidopsis inflorescência meristema (IM) tratada com o microtúter despolimerizando a medicina Orizalina de in vitro plantlet cultivado em meio contendo o inibidor de transporte de auxina polar 1-N-naftilphthalamic Acid (NPA) após o método publicado a 6.
    2. Montagem de amostra de IM seguindo uma das duas opções
      1. Para a monitoração a longo prazo: Monte a amostra em um prato de Petri que contem o meio de cultura do vértice de Arabidopsis (ACM)7,8 e 0,1% mistura da preservação de planta (ppm), para impedir a contaminação. Suspenda a ponta IM acima da superfície ACM e apoie a base de IM com uma gota de agarose de 2%.
      2. Para a medida com mudanças rápidas da solução: Monte a amostra em um petri-prato que prende um pedaço pequeno de Mastic adesivo, e sele rapidamente a abertura entre o Mastic e a base da amostra com colagem bio-compatible. Aguarde a colagem para solidificar (menos de 2 min), em seguida, submergir a amostra em líquido ACM contendo 0,1% PPM.
        Nota: Certifique-se de que a superfície da amostra não é revestida com agarose ou cola ao fixar a base da amostra. A medida de AFM da pressão do turgor exige a amostra de ser montada estàvel, e os métodos de montagem precedentes fornecem a estabilidade aceitável. Dependendo da amostra, outros métodos de montagem podem ser usados, como fita dupla face, poli-lisina, etc.
  2. Calibração AFM
    1. Ative o software de aquisição AFM e escolha o modo de medição Peakforce QNM (grande amplitude) .
    2. Realize a calibração seguindo o mesmo princípio descrito nas etapas 2,1 a 2,6.
    3. Na janela verificar parâmetros , defina tamanho da digitalização como 0. Na janela de rampa , defina o tamanho da rampa entre 200 nm e 500 nm, limiar de Trig entre 2 v e 5 v e número de amostras para 2048 ou superior.
    4. Alinhe a ponta do cantilever com a amostra de calibração e clique em abordagem.
    5. Após o contato, vá para a janela de rampa e clique no botão rampa contínua. No regime linear da curva, determine a inclinação clicando no botão Atualizar sensibilidade . Repita a medida da sensibilidade da deflexão diversas vezes e atualize manualmente a calibração com a média da medida abrindo o detetor da aba da calibraçãodo menu.
    6. Retrair a cabeça AFM e retire a amostra de calibração.
      Nota: Sugere-se para retrair completamente a cabeça de AFM escolhendo o estágio da aba → inicializar para impedir o contato duro acidental em cima da mudança da amostra.
  3. Set-up e aquisição de experimentos de espectroscopia de força
    1. Se a amostra ainda não estiver submersa, mergulhe-a com o ACM líquido contendo PPM.
    2. No software de aquisição, especifique os parâmetros de medição da seguinte forma:
      1. Na janela do parâmetro da verificação , ajuste a constante da mola à constante manufacturado da mola do cantilever ou à constante determinada da mola como na etapa 2,8. Neste exemplo, ele é definido em 42 N/m.
      2. Ajuste o raio da ponta a 400 nanômetro neste exemplo.
      3. Defina a proporção de Poisson de amostra para 0,5, uma vez que a água contribui principalmente para a pressão de turgor.
      4. Ajuste a amostra/linha a 128 para assegurar a aquisição rápida.
      5. Defina a taxa de digitalização para 0,2 Hz.
      6. Definir tamanho da digitalização para 1 μm.
        Nota: Definir taxa de digitalização e tamanho de digitalização pequeno pode efetivamente impedir AFM dano de amostra acionado por varredura. Recomenda-se reduzir estes dois parâmetros em cima de toda a mudança da amostra.
      7. Na janela da rampa , ajuste o tamanho da rampa a 5 μm.
        Nota: É melhor ajustar o tamanho da rampa maior do que a profundidade de recuo pretendida para uma melhor aquisição de linha de base.
      8. Defina o limiar Trig para o máximo.
      9. Defina o número de amostras para 4608.
      10. Opcionalmente, na guia microscópio → parâmetros de engajamento , reduza os seguintes parâmetros para evitar dano de amostra induzido por contato forte. Set Peak Force Engage SetPoint para 0,3 v (padrão 0,5 v). Defina envolver int. Gain para 0,5 (padrão 0,75). Definir SPM acoplar passo a 4 μm (padrão 15 μm).
    3. Coloque e alinhe a amostra a cabeça do AFM e aproxime-se até que o cantilever esteja submerso, mas não em contato com a superfície da amostra.
      Nota: Enquanto se aproxima, levemente soprar na superfície do líquido ACM até que uma ponte líquida é formada entre o cantilever e a superfície líquida. Isso geralmente impede o contato duro.
    4. Com cuidado, aproxime-se manualmente para a amostra. Quando a sonda estiver relativamente próxima da superfície da amostra, clique em abordagem.
    5. Em cima do contato, Aumente gradualmente o tamanho da varredura e/ou a taxa da varredura até um contrapeso desejado sem danificar a amostra e/ou o cantilever.
      Nota: O tamanho da digitalização é limitado pela curvatura superficial e rugosidade da amostra. No caso de IM tratada com oryzalina, 50 x 50 μm2 Scan área pode ser alcançada com taxa de digitalização de 0,3 Hz.
    6. Durante a digitalização, determine se a região de medição é a desejada. Realocar se necessário. Quando satisfeito, clique no botão apontar e disparar para iniciar o apontar e disparar janela.
    7. Antes de gravar a digitalização, escolha um canal de imagem apropriado que possa facilitar a identificação clara dos contornos das células. Frequentemente, o erro Peak Force, o módulo DMT, o módulo LogDMT ou a dissipação são adequados. Especifique salvar diretório e nome do arquivo. Em seguida, clique em rampa na próxima digitalização para iniciar a gravação.
      Nota: Uma seqüência de um ponto e três números serão adicionados automaticamente após o nome do arquivo designado (como. 000). Este número aumenta automaticamente em 1 após cada repetição de digitalização guardada.
    8. Quando a digitalização estiver concluída, a interface do software será automaticamente redirecionada para a janela de rampa . Clique na imagem digitalizada para especificar as posições a serem recuadas.
      Nota: Antes de gravar recuos, é melhor escolher vários pontos de referência para realizar recuos de teste clicando apenas em rampa, caso a alternância de parâmetros seja necessária (para o tamanho da rampa, posição piezo, etc.). A profundidade de recuo precisa ser maior do que a espessura da parede celular (idealmente determinada separadamente pela microscopia eletrônica de transmissão).
    9. Escolha pelo menos três sites de recuo por célula perto de seu barycenter e repita o recuo três vezes por site. Isto renderia pelo menos nove curvas da força por a pilha para uma análise mais adicional. Quando estiver satisfeito com o posicionamento do site de recuo, clique em rampa e captura. As curvas de recuo de força são salvas automaticamente no diretório designado.
    10. Quando as rampas são concluídas, realocar para uma posição diferente para medição de telha, ou retrair a cabeça de digitalização e alterar a amostra.
    11. Quando terminar, limpe o cantilever como nas etapas 1.3.8 e 1.3.9.
  4. Análise de dados
    1. No software de análise, abra o arquivo *. MCA. Isso mostra a posição de cada curva de força na imagem digitalizada. Se desejado, pré-selecione as curvas de força para análise.
    2. Abra uma curva de força a ser analisada, geralmente no formato de x0000y. 00Z, onde x é o nome de arquivo especificado no diretório Save enquanto y e z são números registrados automaticamente indicando a sequência de recuo e o número da digitalização.
    3. Clique no botão de correção de linha de base e arraste as linhas de traço azul na curva de força até estender início da linha de base de origem e estender a parada de linha de base de origem estão em 0% e 80%, respectivamente. Clique em executar.
      Nota: Como alternativa, estender a parada da linha de base de origem pode ser definida em valores diferentes, contanto que ainda esteja dentro da linha de base e não além do ponto de contato.
    4. Clique no botão filtro Boxcar e clique em executar para curva de força suave.
    5. Clique no botão recuo .
      1. Na janela de entrada , defina a curva ativa para estender.
      2. Ajuste o método do ajuste ao modelo linearized e inclua a força da adesão a Sim.
      3. Defina limite de ajuste de força máximo para 99% e limite de ajuste de força mín para 75%.
      4. Ajuste o modelo apto à rigidez (linear).
        Nota: Esta configuração irá calcular a rigidez aparente k para a dedução de pressão turgor. Neste exemplo, os limites de ajuste refletem um ajuste de rigidez de cerca de 1,5 μm de profundidade de recuo.
    6. Curvas de força podem ser analisadas em lote. Clique no botão histórico de execução , especifique o diretório do relatório e adicione todas as outras curvas de força que exijam o mesmo tratamento. Quando estiver satisfeito, clique em executar. Por padrão, o ajuste será armazenado como um arquivo *. txt.
    7. Quando k é montado em lote, clique em histórico → 5 recuo para retornar à janela de recuo.
      1. Altere o limite máximo de ajuste de força para 10% e limite de ajuste mínimo de força para 0%.
      2. Ajuste o modelo apto a hertzian (esférico).
        Nota: isto irá calcular a parede celular módulo de Young E para dedução de pressão de turgor. Neste exemplo, os limites de ajuste refletem um ajuste hertziano (usando sonda esférica) de cerca de 0,4 μm de profundidade de recuo.
    8. Repita a etapa 2.4.6 para ajuste de lote para E.
    9. Abra o arquivo *. 00Z (z é o número de digitalização registrado automaticamente) para exibir os diferentes canais de digitalização. Na janela de canal de altura , clique em botão de seção . Isso permitirá a medição da curvatura superficial da amostra necessária para a dedução da pressão de turgor.
      1. Desenhe uma linha através do eixo longo de uma célula, mova os limites da linha de traço para as bordas da célula e registre o valor do raio r1. Repita este para o eixo curto para recuperar o raio r2. Calcule a curvatura média da superfície da célula κM e a curvatura gaussiana κG usando a medição de dois raios da seguinte maneira:
        figure-protocol-1Efigure-protocol-2 
    10. Deduce turgor pressão P usando o modelo de casca fina publicado9 da seguinte maneira:
      figure-protocol-3 
      Com
      figure-protocol-4
      onde t é a espessura da parede celular determinada por por exemplo, microscopia eletrônica.
      Nota: A dedução da pressão de turgor é um processo de encaixe, onde as iterações são exigidas. Quatro iterações geralmente são capazes de reproduzir produto estável, no entanto, mais iterações podem ser feitas (por exemplo 100 vezes).
    11. Calcule a média e, k e P por célula. Além disso, registre a variabilidade intracelular (por exemplo, desvio padrão) para a documentação.

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Resultados

Figura 1a e Figura 1b mostram uma captura de tela ilustrando o resultado das etapas 1.3.4 a 1.3.6 do protocolo, usado para localizar uma região de interesse onde adquirir o mapa de QI. Vale ressaltar que a região de interesse foi escolhida para não estar em uma superfície inclinada (ou seja, o mais plana possível). Na verdade, como observado por Routier et al.5, se o eixo de recuo não for perpendicular à s...

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Discussão

O surgimento de formas em plantas é determinado principalmente pela taxa coordenada e direção do crescimento durante o tempo e o espaço. Células vegetais são envoltos em uma parede celular rígida feita de uma matriz polissacarídico, que cola-los juntos. Em conseqüência, a expansão da pilha é controlada pelo equilíbrio entre a pressão do turgor que puxa na parede de pilha, e a rigidez da parede de pilha que resiste a esta pressão. A fim compreender os mecanismos que são subjacentes ao desenvolvimento, é importante poder m...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer a equipe PLATIM por seu apoio técnico, bem como Arezki Boudaoud e membros da equipe biofísica no laboratório RDP para discussões úteis.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Meio de crescimento
1.000x soluçãode vimatina usada para fazer ACM, composição ver Stanislas et al., 2017. Adicione ao ACM após a autoclavagem, antes de despejar.
Ácido 1-N-naftilftalâmico (NPA)Sigma-Aldrich / Merck132-66-1adicionar ao meio Arabidopsis, 10 μ M. Adicionar após a autoclavagem, antes de despejar.
Ágar-ágarSigma-Aldrich / Merck9002-18-0adicionar ao meio Arabidopsis, 1% p / v.
AgaroseMerck Millipore9012-36-6usado para fazer ACM sólido, 0,8% p / v.
Arabidopsis meioDuchefa BiochimieDU0742.0025Para cultura in vitro de arabidopsis, 11,82g/L.
Nitrato de cálcio tetrahidratadoSigma-Aldrich / Merck13477-34-4adicionar ao meio Arabidopsis, 2 mM.
MURASHIGE & SKOOG MEDIUMDuchefa BiochimieM0221.0025Mistura de sal basal, usada para fazer ACM, 2,2 g/ L.
N6-benziladenina (BAP)Sigma-Aldrich / Merck1214-39-7usado para fazer ACM, 555 nM. Adicione ao ACM após a autoclavagem, antes de despejar.
OryzalinSigma-Aldrich/Merck19044-88-3para tratamento de orizalina, 10 μ g/mL.
Mistura de preservação de plantas (PPM)Tecnologiausada para fazer ACM, 0,1% v/v. Adicione ao ACM após a autoclavagem, antes de despejar.
Hidróxido de potássioDuchefa Biochimie1310-58-3usado para fazer meio Arabidopsis e ACM, ambos pH 5,8.
SacaroseDuchefa Biochimie57-50-1usada para fazer ACM, 1% p/v.
Tools para o catalizador BioAFM
BioScopeO AFM usado para a medida da pressão do turgor neste protocolo.
Nanowizard III + CellHesionJPK (Bruker)O AFM usado para medir propriedades mecânicas.
PatafixUHUD1620
Estrutura elasítica de referênciaNanoIdea2Z00026
Reprorubber-Thin PourFlexbar16135cola biocompatível.
Pontas esféricas do AFMNanoandmoreSD-SPHERE-NCH-S-10Pontas usadas medindo propriedades mecânicas.
estoque de células vegetais Bruker de

Referências

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  5. Routier-Kierzkowska, A. L., et al. Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics. Plant Physiology. 158 (4), 1514-1522 (2012).
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