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Artigo de método

Cultivo do Tunicato marinho pelágico Dolioletta gegenbauri (uljanin 1884) para estudos experimentais

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⸱

DOI:

10.3791/59832

⸱

9 de agosto de 2019

 ,  , 
1Skidaway Institute of Oceanography, University of Georgia, 2Hampton University

Neste artigo

Resumo

Doliolids, incluindo a espécie Dolioletta gegenbauri, são pequeno zooplâncton marinho gelatinoso de significado ecológico encontrado em sistemas de prateleira subcontinentais produtivos em todo o mundo. A dificuldade de cultivar esses organismos delicados limita sua investigação. Neste estudo, descrevemos abordagens de cultivo para a coleta, criação e manutenção do doliolid Dolioletta gegenbauri.

Resumo

Os e gelatinosos desempenham um papel crucial nos ecossistemas oceânicos. No entanto, é geralmente difícil investigar sua fisiologia, crescimento, fecundidade e interações tróficas, principalmente devido aos desafios metodológicos, incluindo a capacidade de cultura-los. Isto é particularmente verdadeiro para o doliolid, Dolioletta gegenbauri. D. gegenbauri comumente ocorre em sistemas de prateleira continental subtropical produtiva em todo o mundo, muitas vezes em concentrações de floração capazes de consumir uma grande fração da produção primária diária. Neste estudo, descrevemos abordagens de cultivo para a coleta, criação e manutenção de D. gegenbauri com o objetivo de realizar estudos laboratoriais. D. gegenbauri e outras espécies de doliolid pode ser capturado ao vivo usando obliquamente rebocada cônicos 202 μm malha plâncton redes de um navio à deriva. As culturas são mais confiantemente estabelecidas quando as temperaturas da água estão abaixo de 21 ° c e são iniciadas a partir de gonozooids imaturos, amadurecimento de phorozooids, e grandes enfermeiros. As culturas podem ser mantidas em embarcações de cultura arredondadas em uma roda de plâncton lentamente rotativa e sustentada em uma dieta de algas cultivadas em água do mar natural por muitas gerações. Além da capacidade de estabelecer culturas laboratoriais de D. gegenbauri, demonstramos que a condição de coleta, a concentração de algas, a temperatura e a exposição à água do mar naturalmente condicionada são essenciais para a cultura estabelecimento, crescimento, sobrevivência e reprodução de D. gegenbauri.

Introdução

Zooplâncton conta para a maior biomassa animal no oceano, são componentes-chave em Webs de alimentos marinhos, e desempenham papéis importantes no oceano biogeoquímica ciclos1,2. O zooplâncton, embora constituído por uma enorme diversidade de organismos, pode ser distinguido grosseiramente em duas categorias: gelatinosa e não-gelatinosa com poucos táxons intermediários3,4. Comparado com o zooplâncton não-gelatinoso, o zooplâncton gelatinoso é especialmente difícil de estudar por causa de suas complexas histórias de vida5, e seus tecidos delicados são facilmente danificados durante a captura e manuseio. As espécies de zooplâncton gelatinosas são, portanto, notoriamente difíceis de cultura em laboratório e geralmente menos estudadas em comparação com espécies não gelatinosas6.

Entre os grupos gelatinosos do zooplâncton, um abundante e de importância ecológica no oceano do mundo são os Thaliaceans. Thaliaceans são uma classe de tunicados pelágicos que incluem as ordens salpida, pyrosomida, e doliolida7. Doliolida, coletivamente referidos como doliolids, são pequenos organismos pelágicos livres de natação em forma de barril que podem atingir altas abundâncias em regiões nerióticas produtivas de oceanos subtropicais. Doliolids estão entre os mais abundantes de todos os grupos zooplâncton4,8. Como alimentadores de suspensão, os os coletam partículas de alimento da coluna de água criando correntes filtrantes e capturando-as em redes de muco9. Taxonomicamente, os os são classificados no filo Urochordata10. Ancestral dos chordates, e além de seu significado ecológico como componentes-chave dos sistemas marinhos pelágicos, os Taliaceanos são de importância para a compreensão das origens da história da vida colonial10,11e da evolução dos Cordados5,7,10,12,13,14.

A história de vida dos os é complexa e contribui para a dificuldade em cultivá-los e sustentá-los através do seu ciclo de vida. Uma revisão do ciclo de vida e da anatomia do doliolid pode ser encontrada em Godeaux et al.15. O ciclo de vida doliolid, que envolve uma alternância obrigatória entre estágios sexuais e assexuais da história da vida, é apresentado na Figura 1. Os ovos e o esperma são produzidos pelos gonozooids hermafroditas, o único estágio solitário do ciclo de vida. Gonozooids liberar esperma para a coluna de água e os ovos são fertilizados internamente e liberados para se desenvolverem em larvas. Larvas eclodir e metamorfose em oozooids que podem chegar a 1-2 mm. presumindo condições ambientais propícias e nutrição, oozooids tornam-se enfermeiros precoces dentro de 1-2 dias a 20 ° c e iniciam as fases coloniais do ciclo de vida. Oozooids produzem brotos assexualmente em seu stolon ventral. Estes botões deixam o estolão e migram para o cadóforo dorsal onde se alinham em três fileiras emparelhadas. As fileiras dobro centrais transformam-se designados e as duas fileiras dobro exteriores transformam-se trophozooids. Estes últimos fornecem alimentos tanto para o enfermeiro quanto para os designados16,17. Os trophozooids fornecem a enfermeira a nutrição enquanto perde todos os órgãos internos. Como a abundância de trophozooids aumenta, o tamanho do enfermeiro pode chegar a 15 mm no laboratório. À medida que os designados crescem, cada vez mais ingerem presas planktónicas e atingem ~ 1,5 mm de tamanho antes de serem liberados como indivíduos17. Uma única enfermeira pode liberar > 100 designados durante sua vida útil18. Depois que os designados são liberados do cadophore, continuam a crescer e são a segunda etapa colonial do ciclo de vida. Uma vez que alcangam ~ 5 milímetros no tamanho, cada phorozooid desenvolve um conjunto de gonozóoides em seu pedúnculo ventral. Estes gonozooides podem ingerir partículas quando atingem ~ 1 mm de comprimento. Depois que os gonozóoides alcangaram ~ 2 a 3 milímetros no tamanho são liberados do phorozooid e transformam-se o único estágio solitário do ciclo de vida. Uma vez que alcançam ~ 6 milímetros no tamanho, os gonozóoides tornam-se sexualmente maduros17. Gonozooids pode atingir 9 mm ou maior de comprimento. Gonozooids são hermafroditas, o espermatozóide é liberado intermitentemente enquanto a fertilização dos ovos ocorre internamente16,17. Quando o gonozooide é ≥ 6 mm de tamanho, ele libera até 6 ovos fertilizados. A cultura bem-sucedida requer o suporte às necessidades específicas de cada um desses estágios de história de vida únicos.

Devido ao significado ecológico e evolutivo de Thaliaceans, incluindo doliolids, há uma necessidade para as metodologias de cultivo para avançar o entendimento da biologia, fisiologia, ecologia e história evolutiva do único organismo19 . Os doliolids têm uma promessa considerável como organismos modelo experimentais em biologia do desenvolvimento e genômica funcional porque são transparentes e provavelmente têm genomas simplificados20,21. A falta de métodos de cultivo confiáveis, no entanto, impede sua utilidade como modelos laboratoriais. Embora um punhado dos laboratórios publiquem resultados baseados em doliolids cultivados, a nossas aproximações do cultivo do conhecimento e os protocolos detalhados não estiveram publicados previamente. Com base em anos de experiência e tentativas de cultivo experimental e de erro, o objetivo deste estudo foi revisar experiências e compartilhar protocolos para a coleta e cultivo de doliolids, especificamente a espécie Dolioletta gegenbauri.

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Protocolo

1. preparação de instalações de cultivo para a criação de D. gegenbauri

Nota: todos os materiais e equipamentos exigidos estão listados na tabela de materiais.

  1. Prepare 1 M de hidróxido de sódio (NaOH), 0, 6 M de permanganato de potássio (KMnO4) solução. Para preparar esta solução, dissolva 400 g de NaOH em 10 L de água desionizada. Adicione 100 g de KMnO4 à solução de NaOH e misture bem.
  2. Prepare uma solução de 0,1 M de bissulfito de sódio (NaHSO3) dissolvendo 100 g de nahso3 em 10 L de água desionizada e misture bem.
    Cuidado: estes reagentes são irritantes que podem causar problemas respiratórios se inalados. Coloc em uma área bem ventilada tal como uma capa das emanações. Evite qualquer contato com a pele. Use luvas protetoras, roupas protetoras, proteção ocular e proteção facial ao manusear.
  3. Antes de estabelecer e de criar culturas doliolid no laboratório, limpe e esterilize os frascos da cultura.
    1. Enxágüe 1,9 L e 3,8 L frascos de cultura pelo menos 3 vezes com água deionizada. Deixe as tampas de rosca secar, pois as tampas não estão incluídas nas etapas de limpeza a seguir.
    2. Limpe e esterilize frascos de cultura de vidro de 1,9 e 3,8 L, imersando-os na solução NaOH/KMnO4 . Permitir que os frascos para mergulhar durante a noite.
    3. Retire os frascos da solução NaOH/KMnO4 e mergulhe os frascos na solução de bissulfito de sódio (nahso3). Permitir que os frascos para mergulhar durante a noite.
    4. Retire os frascos da solução NaHSO3 e enxague abundantemente com água desionizada. Deixe os frascos secar.
  4. Coloque a roda de plâncton (Figura 2) em um espaço controlado por temperatura (câmara ambiental). Equilibrar a temperatura a 20 ° c. Para uma descrição mais detalhada da roda de plâncton personalizado, consulte a Figura complementar 1.

2. cultura fitoplanctônica

  1. Obter culturas de algas do centro nacional de alga marinha e microbiota (NCMA) ou outras fontes a serem usadas como alimento para D. gegenbauri. As misturas de duas espécies flagellate que incluem o galbana do Isochrysis (ccmp 1323), o SP de Rhodomonas (CCMP 740), e um diatom pequeno, weissflogii de thalassiosira (CCMP 1051) foram obtidos do ncma e foram usados em laboratório prévio estudos a os traseiros com sucesso17.
  2. Prepare os meios de crescimento L1 e L1-si22 como recomendado pelo ncma.
  3. Siga as instruções fornecidas pelo fornecedor para iniciar as novas culturas de algas.
  4. Para manter as culturas de ações, usando técnicas de cultura axênica rigorosas, transfira 0,5 mL de cultura senescing antiga para 25 mL de mídia de crescimento fresco em tubos estéreis de cultura de vidro 55 mL a cada duas semanas.
    Nota: não é possível armazenar culturas de algas vivas sem transferi-las regularmente. Se as culturas não serão utilizadas por longos períodos, e não é possível manter culturas durante o período de não utilização, recomenda-se a re-aquisição dessas culturas de algas comuns a partir de suas fontes originais (por exemplo, NCMA).
  5. Prepare volumes maiores de fitoplâncton para alimentar os em frascos de cultura de tecido plástico 500 ml limpos contendo 200 ml de meios de crescimento.
    1. Inoculate fitoplâncton de estoques axênicos (4 mL) em 200 mL de meios de crescimento (1:50 diluição).
    2. Incubar a 20 ° c com uma luz de 12:12 h: ciclo escuro iluminação de luz branca fresca de 65-85 μE/m2. Lay cultura frascos plana para maximizar a iluminação. Gentilmente redemoinho cultura diariamente.
    3. Determine a concentração de células usando um contador de partículas ou microscópio para monitorar o crescimento das culturas.
      Nota: após 7-10 dias da inoculação, as culturas flagellate conterá ~ 105-106 Cells/ml e a cultura do diatomáceas conterá ~ 104-105 Cells/ml. Estas concentrações são suficientes para manter as culturas doliolid.
    4. Iniciar novos estoques de alimentação em um mínimo de duas semanas para fornecer biomassa algas suficiente para apoiar todas as atividades de cultura.

3. coleção de os selvagens e água do mar para a cultura

Observação: uma visão geral das abordagens de coleta e cultivo é descrita na Figura 3. Uma descrição da rede de plâncton de coleta especializada e da extremidade do bacalhau é fornecida na Figura 4.

  1. Localize os detectando-os usando redes de plâncton ou sistemas de imagem in situ23.
    Nota: como os os raramente estão presentes nas águas superficiais e não são detectáveis pela tecnologia de sensoriamento remoto, guiados pelo conhecimento pré-requisito das condições favoráveis aos os (ver discussão), a presença de os deve ser determinada antes da amostragem.
  2. Colete a água do mar rica em partículas antes de coletar os ao vivo em preparação para iniciar uma cultura D. gegenbauri .
    1. Implante garrafas de Niskin montadas em uma roseta CTD ou equipamento equivalente para coletar água do local onde os os estão localizados e da profundidade que contém as maiores estimativas de concentração de clorofila a estimada pela fluorometria in situ.
      Nota: a concentração de clorofila a é usada como um indicador de concentrações de partículas. No Atlântico Sul Bight (SAB) prateleira mid-continental, a clorofila subsuperficial um máximo é geralmente perto do fundo, mas em outros locais, pode não ser.
  3. Uma vez que os os estão localizados, recupere zoóides doliolid não danificados usando a rede de plâncton especializada e a extremidade do bacalhau. Antes de implantar a rede, encha a extremidade de bacalhau com água do mar.
    1. De um navio à deriva, abaixe e levante a rede através da coluna de água mantendo um ângulo de reboque oblíquo de ~ 15-25 ° e velocidade de implantação e recuperação vertical não superior a 15 m/min.
  4. Uma vez que a rede está onboard, gentilmente transferir e dividir o conteúdo do bacalhau-fim em 3, 5-galão (~ 20 L) baldes de plástico cada contendo ~ 10 L de superfície de água do mar recolhidos a partir do local.
    Nota: os baldes plásticos novos devem ser condicionados pela adição de dias da água do mar antes de viver a coleção do doliolid. O objetivo é reduzir a lixiviação de produtos químicos de plástico. Se a água do mar não estiver disponível, use purificada (por exemplo, Milli Q) ou molhe a agua livre de contaminantes tóxicos para condicionar os baldes.
  5. Isole os zoóides doliolid de outro plâncton.
    1. Em pequenos lotes (~ 2 L) transfira planktons mistos dos conteúdos de reboque líquido (agora em baldes de plástico de 20 L) para um copo de vidro de 2 L.
    2. Utilizando uma pipeta de vidro de furo largo (8 mm ID x 38 cm de comprimento), cuidadosamente sifão e transferir ativamente zoóides doliolid de natação da Taça em frascos de cultura de vidro limpo contendo água do mar rico em partículas coletadas usando garrafas de Niskin de onde os os foram Localizado.
    3. Solte suavemente os zoóides doliolid a superfície da água do mar.
      Nota: colete gonozooides, designados contendo gonozooides em desenvolvimento em anexo e estágios de enfermeira contendo trophozooids anexados (Figura 1).
  6. Após a adição de doliolids, adicione a cultura Rhodomonas SP. a uma concentração final de ~ 5 x 103 – 104 Cells/ml (~ 50 ml de uma cultura contendo ~ 5 x 104 – 1 x 105 células/ml em um frasco de 3,8 L). Isto é para determinar se os os estão alimentando ativamente. Quando os ingerir Rhodomonas SP., seu trato digestivo aparecerá de cor vermelha. Remova os zoóides que não parecem estar alimentando.
  7. Para impedir que os os sejam prendidos na relação da ar-água, evite o headspace nos frascos da cultura enchendo completamente os frascos com a água do mar partícula-rica não filtrada e coloc uma parte de envoltório plástico sobre a abertura do frasco (89 milímetros largamente).
    1. Evite criar bolhas de ar que também podem danificar os animais. Parafuse com cuidado a tampa no frasco e inverta delicadamente o frasco para determinar se as bolhas estão atuais. Se as bolhas estiverem presentes, retire-as.
    2. Depois de frascos são preenchidos, limpe o excesso de água do lado de fora do frasco.
  8. Monte cada jarra na roda do plâncton (Figura 2) colocando o jarro nas barras metálicas verticais cobertas com tubos de borracha e entre uma braçadeira de mangueira em aço inoxidável.
    1. Assegure-se de que a parte traseira do frasco esteja amortecida de encontro à tubulação de borracha. Aperte o grampo de mangueira ao redor do frasco, ajustando o parafuso.
    2. Verifique se o jarro não está a mover-se uma vez que está firmemente fixado no lugar. Permita que os frascos giram em 0,3 rpm para manter os os na suspensão.
      Atenção: é importante não apertar demasiado o jarro para evitar que o jarro se quebre.
  9. No navio, manter os vasos de cultura na roda de plâncton a 20 ° c em luz fraca até que possam ser transferidos para a instalação de cultura de laboratório.
  10. Ao retornar ao laboratório, transfira os frascos contendo os para a instalação de cultura preparada. Monte os frascos na roda do plâncton (veja a etapa 3,8) e permita que os frascos continuem a girar em 0,3 rpm.
    Nota: toda a criação de os neste estudo foi conduzida a 20 ° c.

4. manutenção das culturas D. gegenbauri

  1. Do navio ao laboratório, permita que os animais aclimatar nos frascos originais às condições do laboratório por 3 dias.
    1. Durante o período da aclimatação, use uma pipeta de vidro larga do furo para trocar 10% da água com o seawater partícula-rico não filtrado do local da coleção cada dia por 3 dias.
    2. Manter vários copépodes no frasco, mas remover todos os outros zooplâncton, grandes pelotas fecais, e grandes partículas agregadas que podem obstruir o doliolid ' s filtragem de aparelhos (muco líquido). Se a cultura consistir em enfermeiras precoces, mantenha um gonozooide grande (≥ 6 mm) no frasco.
      Nota: não é importante que as espécies de copépodes sejam incluídas na cultura, mas neste experimento, as espécies mais abundantes presentes de onde foram capturados os os foram utilizadas.
  2. Após o período de aclimatação, transfira zoóides doliolid e copépodes do frasco original para um frasco de cultivo limpo contendo 80% de filtro de fibra de vidro (GF/F) água do mar filtrada e 20% da água do mar do frasco original. Prepare a água do mar filtrada filtrando a água do mar através de um GF/F com um tamanho de poros nominal de 0,7 μm de papel filtro.
  3. Manter a nova cultura, trocando 10% da água com GF/F filtrado do mar a cada 3 dias e removendo agregados e pelotas fecais. Semanalmente, transfira os animais para um novo jarro, conforme descrito na etapa 4,2.
  4. Os da alimentação mantendo concentrações do fitoplâncton nos frascos da cultura entre 40-95 μg C/L.
    Nota: estas concentrações imitam condições ambientais que são conhecidas por apoiar as condições de floração para D. gegenbauri17. A mistura de espécies de algas varia dependendo da fase de vida e do número de zoóides em cada frasco. Durante as fases iniciais da vida, adicione 1:1 mistura (por conteúdo de carbono) das algas criptomonad (Isochrysis galbana e Rhodomonas SP.) apenas. Espécies de presas maiores podem facilmente entupir o aparelho de alimentação de pequenas enfermeiras e desenvolver trophozooids. Acrescente o diatomáceo Thalassiosira weissflogii à mistura de algas, também em igual teor de carbono, quando se alimentam enfermeiras maiores, phorozooids e gonozooides.
    1. Monitore as concentrações de algas pré e pós-alimentação para orientar a decisão de quão freqüentemente e quanta alga adicionar às culturas. Use um contador de partículas para determinar as concentrações de algas, porque as concentrações de algas nos frascos de cultura são relativamente diluir.
  5. Remova os zoóides suficientes para manter concentrações de algas de 40 – 95 μgc/L de modo que os os restantes terão bastante alimento a crescer.
    Nota: o estágio de vida mais difícil de manter com sucesso em condições laboratoriais é o desenvolvimento de larvas e oozoide (enfermeira precoce). Durante esta fase da cultura, manter um gonozoóide grande (≥ 6 mm), além de vários copépodes no frasco com o desenvolvimento de larvas e oozooids (~ 20 por 3,8 L jar).
  6. Transferir pelo menos 4 enfermeiros para um novo pote de cultivo, uma vez que um mínimo de 8 trofozooides são visíveis no cadóforo do enfermeiro (Figura 1b).
    Nota: Trophozooids duplicará em número a cada 1 – 2 dias a 20 ° c. Trophozooids são grandes o suficiente para ser visível a olho nu.
    1. Remova duas das enfermeiras uma vez que os enfermeiros desenvolvem 20 trophozooids.
    2. Remover uma enfermeira quando as enfermeiras desenvolvem > 30 trophozooids em seus cadophores. Permita que a enfermeira restante desenvolva designados em seu cadophore.
    3. Retire a enfermeira uma vez que a enfermeira libera até 30 phorozooids.
  7. Reduza o número de animais no frasco uma vez que os designados alcangam 3 milímetros no tamanho.
    1. Remover todos, mas quatro designados quando os designados se tornam maiores (> 5 mm) e desenvolveram aglomerados gonozoóides.
    2. Reduza a cultura para dois designados quando o número de gonozóoides clusters aumentar em tamanho e começar a alimentar.
    3. Remova os designados uma vez que os designados liberam até 30 gonozooids.
  8. Reduza o número de gonozóoides de 30 zoóides para 2 por frasco. Permita que os ovos fertilizados sejam liberados no frasco.
    1. Remova um gonozooid deixando um único gonozooid no frasco uma vez que os oozooids se desenvolvem.
      Nota: enfermeiras descartadas, phorozooids e gonozóoides podem ser usadas para propagar culturas adicionais e para realizar novas experiências.

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Resultados

Seguindo os procedimentos descritos para coleta e cultivo do doliolid, d. gegenbauri delineado na Figura 3, é possível manter uma cultura de d. gegenbauri ao longo de sua história de vida complexa (Figura 1) e sustentá-lo por muitas gerações. Embora o cultivo de D. gegenbauri seja descrito aqui, esses procedimentos também devem ser relevantes para o cultivo de outras espécies de doliolid.

A captação de zoóid...

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Discussão

A capacidade de cultura os tem sido estabelecida ao longo das últimas décadas e tem sido utilizada para apoiar a investigação em várias áreas. Estudos experimentais em nossos laboratórios têm apoiado a publicação de pelo menos 15 estudos científicos focados na alimentação e crescimento18,26, reprodução18,28, dieta6, 29, fisiologia

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Divulgações

Os autores não têm nada a declarar.

Agradecimentos

Agradecemos às muitas pessoas que contribuíram com o conhecimento acumulado para este projeto ao longo dos anos, incluindo a G.-A. Paffenhöfer e D. Deibel que desenvolveram originalmente estes protocolos. M. Köster, e L. Lamboley também contribuíram significativamente para o desenvolvimento desses procedimentos.  N.B. López-Figueroa e Á.ee Rodríguez-Santiago geraram as estimativas de abundância de doliolid fornecidas na tabela 1. Este estudo foi apoiado em parte pela Fundação Nacional de ciência dos EUA concede OCE 082599, 1031263 para MEF, projetos colaborativos OCE 1459293 e OCE 14595010 para MEF e DMG e, o Prêmio Nacional de administração oceânica e atmosférica NA16SEC4810007 a DMG. Somos gratos à equipe trabalhadora e profissional do R/V Savannah. Lee Ann DeLeo preparou as figuras, Charles Y. Robertson revisou o manuscrito e, James (Jimmy) Williams fabricou a roda de plâncton

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tubos de cultura de algas (tubos de cultura de vidro descartáveis estéreis de 55 mL)QualquerNAPara culturas de algas
Autoclave QualquerNAPara equipamentos de esterilização e água do mar para culturas de algas
Copos (vidro de 2 L)QualquerNAPara classificar o conteúdo líquido de reboque de plâncton diluído
Baldes (5 galões, ~ 20L)QualquerNAPara diluir o conteúdo da planta em estopa de rede - deve ser condicionado com água do mar antes do primeiro uso
Garrafões (20 L) QualquerNAPara armazenar água do mar
Frasco de cultura de vidro Doliolid (frasco de vidro de boca estreita de 1,9 L com tampa)QorpakGLC-01882Recipiente para cultura
Frasco de cultura de vidro Doliolid (frasco de vidro de boca estreita de 3,8 L com tampa)QorpakGLC-01858Recipiente para cultura
Câmara Ambiental (Câmara ambiental com temperatura controlada)QualquerNAPara acomodar a manutenção da roda de plâncton e da cultura
Aparelho de filtragem para filtros de 47 mmQualquerNAPara filtrar água do mar para culturas
Filtros de microfibra de vidro, 47 mmWhatman1825-047Para filtrar água do mar para culturas
Pipeta de vidro (pipeta de vidro borosilado (tubo de vidro), OD 10mm, ID 8 mm, espessura da parede 1mm)Science CompanyNC-10894Corte e bordas personalizados
braçadeiras de mangueira polidas, aço inoxidável, #104 (178 mm)AnyNAPara segurar frascos de cultura na cepa de roda de plâncton
Isochrysis galbana CCMP1323Nacional de Algas Marinhas e Microbiota (NCMA)CCMP1323Para alimentar culturas doliolidas
L1 Kit de Mídia, 50 LCentro Nacional de Algas Marinhas e Microbiota (NCMA)MKL150LPara cultura de algas
Lâmpada (Lâmpada de mesa fluorescente com um braço ajustável)QualquerNAPara iluminar doliolids nos frascos e copos
Incubadora iluminada com controle de temperaturaQualquerNAPara culturas de algas
Micropipetas e pontas estéreis (0-20 µ l, 20-200 µ l, 200-1000  µ l)QualquerNAPara culturas de algas
Rede de plâncton (202 µ m 0,5 m, comprimento 5:1) com anel de extremidade de bacalhau e   4 L de bacalhau de aquárioSea-Gear Corporation90-50x5-200-4A/BBPara coletar doliolídeos vivos (ver Figura 4)
Roda de plânctonNAConstruído sob medida (ver Figura 2)
Filme plásticoQualquerNAPara cobrir o interior da tampa de frascos de cultura de doliolídeos
Permanganato de potássioFisher ScientificP279-500Reagente para limpeza de frascos e copos
Rhodomonas sp. cepa CCMP740Centro Nacional de Algas Marinhas e Microbiota (NCMA)cepa CCMP740Para alimentar culturas doliolid
Tubo de BorrachaNANAPara segurar jarros de cultura na roda de plâncton (pode ser feito de tubo tygon)
Bisulfito de SódioFisher ScientificS654-500Reagente para limpeza de potes e vidraria
Hidróxido de SódioFisher ScientificBP359-212Reagente para limpeza de frascos e vidrarias
Pipetas sorológicas estéreis (1 mL, 5 mL, 10 mL, 25 mL)QualquerNAPara culturas de algas
Thalassiosira weissflogii cepa CCMP1051National Center for Marine Algae and Microbiota (NCMA)cepa CCMP1051Para alimentação de culturas doliolid
Frascos de cultura de tecidos (250 mL)QualquerNAPara culturas de algas
Centro

Referências

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