Avaliação de danos oxidativos nas células de superfície ocular/células-tronco do rato primário em resposta ao dano ultravioleta-C (UV-C)

Resumo

Este protocolo demonstra a detecção simultânea de espécies de oxigênio reativa (ROS), células vivas e células mortas em culturas primárias vivas de células superficiais do rato. 2',7'-Diclorofluoresceindiacetato, iodeto de propídio e coloração hoechst são usados para avaliar o ROS, células mortas e células vivas, respectivamente, seguidas de imagem e análise.

Resumo

A superfície ocular é submetida a desgaste regular devido a vários fatores ambientais. A exposição à radiação UV-C constitui um risco para a saúde ocupacional. Aqui, demonstramos a exposição de células-tronco primárias da superfície ocular do rato à radiação UV-C. A formação de espécies de oxigênio reativo (ROS) é a leitura da extensão do estresse/dano oxidativo. Em um ambiente in vitro experimental, também é essencial avaliar o percentual de células mortas geradas devido ao estresse oxidativo. Neste artigo, demonstraremos a coloração de 2',7'-Diclorofluoresceindiacetato (DCFDA) de células-tronco primárias de superfície ocular exposta do rato UV-C e sua quantificação com base nas imagens fluorescentes da coloração DCFDA. A coloração DCFDA corresponde diretamente à geração ROS. Demonstramos também a quantificação de células mortas e vivas por coloração simultânea com iodeto de propídio (PI) e Hoechst 3332, respectivamente, e o percentual de células Positivas DCFDA (ROS positivo) e PI.

Introdução

A superfície ocular (OS) é uma unidade funcional composta principalmente pela camada externa e epíterlia glandular de córnea, glândula lacrimosa, glândula meibomiana, conjuntiva, parte das margens da tampa ocular e invações que transducam sinais¹. A camada córnea em forma de cúpula transparente foca luz na retina. Este tecido avascular é composto por componentes celulares, como células epiteliais, ceratocitos e células endoteliais e componentes acelulares, como colágeno e glicosaminoglicanos². A área é drenada por lágrimas que também fornecem a maioria dos nutrientes. A posição anatômica do SO obriga-o a estar em contato direto com o ambiente externo, muitas vezes expondo-o a vários componentes ásperos, como luz brilhante, micróbios, partículas de poeira e produtos químicos. Esse fator predispõe o SO a lesões físicas e o torna propenso a várias doenças.

O estresse oxidativo é causado devido ao desequilíbrio entre a produção de espécies de oxigênio reativa (ROS) e os mecanismos endógenos de defesa antioxidante³. Ros são classificados em moléculas reativas e radicais livres, ambos derivados de oxigênio molecular (O₂) através da fosforilação oxidativa mitocondrial⁴. O antigo grupo é composto por espécies não radicais como peróxido de hidrogênio (H₂O₂), oxigênio singlet (¹O₂) e este último inclui espécies como anões de superóxido (O₂^-) e radicais hidroxilos^{(• OH),}entre outras. Essas moléculas são subprodutos de processos celulares normais e seus papéis foram implicados em importantes funções fisiológicas, como transdução de sinal, expressão genética e defesa hospedeira⁵. Sabe-se que uma produção aprimorada de ROS é gerada em resposta a fatores como invasão de patógenos, xenobióticos e exposição à radiação ultra violeta (UV)⁴. Essa superprodução de ROS resulta em estresse oxidativo que leva ao dano de moléculas como ácidos nucleicos, proteínas e lipídios⁶.

A luz solar natural, a fonte mais predominante de radiação UV, é composta por UV-A (400-320 nm), UV-B (320-290 nm) e UV-C (290-200 nm)⁷. Uma correlação inversa entre o comprimento de onda e as energias espectrais foi relatada. Embora as radiações NATURAIS UV-C sejam absorvidas pela atmosfera, fontes artificiais como lâmpadas de mercúrio e instrumentos de soldagem emitem e, portanto, constituem um risco ocupacional. Os sintomas de exposição aos olhos incluem fotoqueratite e fotoqueratoconjuntivite⁸. A produção de ROS é um dos principais mecanismos de infligir danos celulares induzidos por UV⁹. No presente estudo, demonstramos a detecção de ROS utilizando o método de colorcetato diacetato de 2',7'-Diclororodihidrofluorescena (DCFDA) em células de superfície ocular primárias do camundongo/células-tronco expostas ao UV-C. A fluorescência verde foi capturada usando microscopia fluorescente. As células foram contra-manchadas com dois corantes, Hoechst 33342 e iodeto de propídio vermelho, para manchar as células vivas e mortas, respectivamente.

Protocolo

O experimento foi realizado em células oculares primárias/células-tronco derivadas do olho do rato albino suíço. O uso de animais para a colheita dos olhos para este experimento foi aprovado pelo Comitê Institucional de Ética Animal, Yenepoya (Considerado Universidade) (número de aprovação do IEAC, 6a/19.10.2016).

1. Preparativos de reagentes

NOTA: A derivação das células primárias/células-tronco da superfície ocular do camundongo está além do escopo deste protocolo. Assim, demonstramos as doses de exposição UV-C, a preparação de reagente para avaliar ros, células vivas e mortas e sua quantificação. Consulte a Tabela 1 para os respectivos volumes dos reagentes (10% de soro bovino fetal, DCFDA, Hoechst e soluções de iodeto de propidium a serem adicionadas para obter a solução final de coloração).

1. Prepare uma solução de estoque de 10 mM DCFDA dissolvendo 25 mg de pó DCFDA em 5,13 mL de DMSO. Aliquot 250 μL cada em tubos de 1,5 mL de cor âmbar e armazenar a -20 °C.
2. Prepare uma solução de estoque de 10 mg/mL (solução de 16,23 mM) Hoechst 33342 dissolvendo todo o conteúdo do frasco de 25 mgs em 2,5 mL de água desionizada. Faça alíquotas de 100 μL em tubos de microcentrífugas de cor âmbar e armazene a 2-6 °C por até 6 meses. Para armazenamento a longo prazo, guarde a -20 °C.
3. Prepare uma solução de estoque de 1 mg/mL propidium iodeto em água deionizada, alíquota 1 mL cada em tubos de 1,5 mL coloridos âmbar e armazenamento a 4 °C.

2. Revestimento celular e tratamento de radiação UV-C

1. Antes de chapeamento, dissociaas as células de superfície ocular primárias do camundongo isoladas em nosso laboratório (resultados inéditos; tais células são uma mistura de epiteliais epiteliais córneas, células estrônias e ceratocitos) usando um agente de dissociação celular suave (Tabela de Materiais).
2. Placa 0,2 x 10⁶ células de superfície ocular primária susoculares em 35 mm 0,2% de matriz de membrana revestida de pratos de cultura celular em 2,5 mL de mídia completa. Incubar durante a noite a 37 °C em um CO₂ de 5% e incubadora umidificada.
   NOTA: A mídia completa para o culing as células primárias da superfície ocular do camundongo é composta por glicose alta DMEM contendo 20% FBS, 1% Pen-estrep, 1% Glutamax, 1% aminoácido não essencial (NEAA), 1% piriuvate de sódio e 0,1% β-mercaptoetanol.
3. Antes de expor as células a várias doses de UV-C, descarte o volume máximo de mídia e permita que apenas uma fina camada de mídia (~500 μL) permaneça em contato com as células, apenas o suficiente para cobri-las.
4. Leve os pratos, um de cada vez para a fonte/câmara UV-C (a câmara inferior de um forno hibridização/linker cruzado UV; Tabela de Materiais). Coloque o prato na câmara e retire a tampa do prato. A posição de tampa aberta do prato garante que as células recebam a dose MÁXIMA UV-C durante a exposição UV-C.
5. Expor as células a diferentes graus/doses de UV-C: 1 J/m^2,100J/m^2,1.000 J/m² e 10.000 J/m².
6. Após a exposição uv-C, substitua a tampa de cada um dos pratos imediatamente e remova-os da câmara de origem UV-C.
7. Leve cada um dos pratos para o capô de fluxo de ar laminar e cubra cada um dos pratos com 2 mL de mídia completa fresca.
8. Incubar as células por 3h em uma incubadora de 37 °C CO_2. Três horas de incubação pós-exposição UV-C é ideal para visualizar e quantificar os efeitos precoces.

3. Preparação de mídia de coloração de células ao vivo

1. Prepare a mídia de coloração fresca durante os últimos 15 min da incubação celular de 3 h exposição pós UV-C.
2. Pré-quente 10 mL da mídia de coloração contendo 10% FBS-DMEM complementado com 1% pen-strep a 37 °C.
3. Adicione 5 μL de 10 mM DCFDA; 5 μL de 10 mg/mL Solução Hoechst e 200 μL de 1 mg/mL propidium iodeto. As concentrações finais de DCFDA, Hoechst e PI são de 5 μM, 5 μg/mL e 20 μg/mL, respectivamente, nos 10 mL dos meios de coloração.

4. Coloração DCFDA de células oculares primárias do rato exposto uv-C

1. Após 3 h de incubação de células oculares primárias do rato exposto uv-C em várias doses, aspirar a mídia dos pratos de 35 mm.
2. Reponha com 2 mL de mídia de coloração DCFDA recém-preparada para cada um dos pratos suavemente das laterais.
3. Incubar as células com a mídia de coloração por 15 min no escuro em uma incubadora de 37 °C CO₂ para coloração de células vivas.

5. Visualização de células manchadas DCFDA (ROS), Hoechst e PI

1. Após a conclusão da incubação, descarte a mídia de coloração.
2. Adicione novos meios de comunicação completos às células e observe as células um microscópio fluorescente invertido/imager celular(Tabela de Materiais). Fotografe os campos desejados: campo brilhante, fluorescência azul, fluorescência vermelha, fluorescência verde.
   NOTA: As células manchadas fluorescentes azuis são os núcleos, a fluorescência verde é para as células geradoras ros e a fluorescência vermelha indica as células mortas positivas pi.

6. Quantificação de células manchadas (Hoechst-Blue, PI-Dead e Green-ROS) usando técnicas de imagem

1. Exporte as imagens capturadas o microscópio fluorescente invertido/imager celular para ImageJ para quantificação.
2. Abra cada uma das imagens uma de cada vez, usando cada canal (ou seja, azul (Nuclei/Hoechst), verde (ROS), vermelho (Morto/PI positivo)) sequencialmente, para contagem. Comece a partir do controle não exposto e mova-sentialmente para 1.100, 1.000 e 10.000 J/m^-2.
3. Conte as células usando a ferramenta de contagem celular marcada como uma cruz no menu de software para cada um dos campos [azul positivo (Hoechst positivo; núcleos), vermelho positivo (PI positivo; células mortas); verde positivo (ROS)] em cada uma das imagens correspondentes a cada uma das imagens correspondentes a cada uma das imagens Tratamentos.
4. Conte clicando em cada um dos sinais específicos em cada um dos campos. Por exemplo, clicar nos núcleos manchados azul/hoechst dará o número total de núcleos em um determinado campo.
5. Calcule os resultados como percentual de morte celular por dano UV (número de células positivas pi x 100 divididas pelo número de células positivas de Hoechst) e a porcentagem de produção ros por dano UV (número de células positivas DCFDA x 100 divididas pelo número de células positivas de Hoechst).

Resultados

DCFDA é um corante incolor que é uma forma quimicamente reduzida de fluoresceína usada como indicador para detectar ROS nas células. Este corante fica preso dentro das células e é facilmente oxidado à diclorodfluoresceína fluorescente (DCF), que emite uma fluorescência verde. Essa fluorescência pode ser detectada usando microscopia fluorescente. As células podem ser visualizadas e correlacionadas com o acúmulo de ROS da seguinte forma: (i) células vivas sem ros emitem alta fluorescência azul; (ii) células vivas com acúmu...

Discussão

O método de coloração DCFDA descrito aqui permite a visualização de ROS em células vivas oculares primárias do camundongo tratadas com radiação UV-C. Uma vantagem desse método de coloração é que ele também permite que os pesquisadores estudem os efeitos imediatos da UV-C (3 horas após a exposição ao UVC) nas células vivas e sua enumeração simultânea para a porcentagem de ros positivo, bem como, células mortas. Além disso, como o método de coloração é usado nas células vivas, as células podem ser incubadas ainda mais na m...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Diacetato de 2',7'-diclorofluoresceína (DCFDA)	Sigma	D6883	2',7'-diacetato de diclorofluoresceína é uma sonda fluorogênica e é permeável às células. É usado para quantificação de espécies reativas de oxigênio.
Placa de cultura de células (35 mm)	Eppendorf	SA 003700112	Placas estéreis para cultura das células.
DMEM Alta Glicose	HiMedia	AT007	Meio de cultura celular mais amplamente utilizado, contém 4500 mg/L de glicose.
Soro fetal bovino, origem da UE	HiMedia	RM99955	Um dos componentes mais importantes dos meios de cultura celular. Fornece fatores de crescimento, aminoácidos, proteínas, vitaminas lipossolúveis, como A, D, E e K, carboidratos, lipídios, hormônios, minerais e oligoelementos.
GlutMax	Gibco, Thermo Fisher Scientific	35050061	Usado como suplemento e alternativa à L-glutamina. Ajuda a melhorar a viabilidade e o crescimento celular.
HL-2000 Hybrilinker	UVP		Forno de hibridização/reticulador UV
Hoechst 33342	Sigma	B2261	A coloração Hoechst é permeável a células vivas e mortas. Ele se liga ao DNA com fome dupla, independentemente de a célula estar viva ou morta.
membrana basal	Matrigel	Corning
MEM Aminoácidos não essenciais (100X)	Gibco, Thermo Fisher Scientific	11140050	Usado como suplemento para aumentar o crescimento e a viabilidade celular.
Penicilina-estreptomicina (Pen-Strep)	Gibco, Thermo Fisher Scientific	15140122	A penicilina e a estreptomicina são usadas para prevenir a contaminação bacteriana em cultura.
Iodeto de propídio	Sigma	P4170	Corante fluorescente que só é permeável a células mortas. Ele se liga ao DNA e ajuda a distinguir entre células vivas e mortas.
TryplE Express	Thermo Fisher Scientific		Agente de dissociação celular suave
ZOE Fluorescent Cell Imager	Bio-rad