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Artigo de método

Uma abordagem de alimentação de anticorpos para estudar o tráfico de receptores de glutamato em culturas hipocampais primárias dissociadas

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DOI:

10.3791/59982

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2 de agosto de 2019

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Feinberg School of Medicine, Northwestern University, 2Department of Cellular Neurophysiology, Institute of Physiology CAS

Neste artigo

Resumo

Este artigo apresenta um método para estudar o tráfico de receptores de glutamato (GluR) em culturas hipocampais primárias dissociadas. Usando uma abordagem de alimentação de anticorpos para rotular receptores endógenos ou superexpressos em combinação com abordagens farmacológicas, este método permite a identificação de mecanismos moleculares que regulam a expressão da superfície GluR modulando processos de internalização ou reciclagem.

Resumo

Respostas celulares a estímulos externos dependem fortemente do conjunto de receptores expressos na superfície celular em um determinado momento. Assim, a população de receptores de superfície expressa está constantemente se adaptando e sujeita a rigorosos mecanismos de regulação. O exemplo paradigmático e um dos eventos de tráfico mais estudados em biologia é o controle regulado da expressão sináptica de receptores de glutamato (GluRs). Os GluRs mediam a grande maioria da neurotransmissão excitatória no sistema nervoso central e controlam mudanças funcionais e estruturais dependentes da atividade fisiológica nos níveis sinápticos e neuronais (por exemplo, plasticidade sináptica). As modificações no número, na posição, e na composição do subunidade de glurs expressados superfície afetam profundamente a função neuronal e, de facto, as alterações nestes fatores são associadas com os neuropathies diferentes. Aqui apresentamos um método para estudar o tráfico de GluR em neurônios primários hipocampais dissociados. Uma abordagem de "alimentação de anticorpos" é usada para visualizar diferencialmente as populações de GluR expressas na superfície e nas membranas internas. Ao rotular receptores de superfície em células ao vivo e fixá-los em momentos diferentes para permitir a endocitose e/ou reciclagem de receptores, esses processos de tráfico podem ser avaliados e seletivamente estudados. Este é um protocolo versátil que pode ser usado em combinação com abordagens farmacológicas ou superexpressão de receptores alterados para obter informações valiosas sobre estímulos e mecanismos moleculares que afetam o tráfico de GluR. Similarmente, pode facilmente ser adaptado para estudar outros receptores ou proteínas expressadas superfície.

Introdução

As células utilizam o processo ativo de tráfico para mobilizar proteínas para localizações subcelulares específicas e exercer rigorosa regulação espaciotemporal sobre sua função1. Esse processo é especialmente importante para os receptores transmembranares, pois as respostas celulares a diferentes estímulos ambientais dependem de cascatas intracelulares desencadeadas pela ativação do receptor. As células são capazes de modificar essas respostas alterando a densidade, localização e composição da subunidade de receptores expressos na superfície celular através da regulação do tráfico subcelular receptor2. A inserção de receptores recém-sintetizados na membrana plasmática, juntamente com a endocitose e a reciclagem de receptores existentes são exemplos de processos de tráfico que determinam o pool líquido de receptores expressos na superfície2. Muitos mecanismos moleculares cooperam para regular o tráfico de proteínas, incluindo interações proteína-proteína e modificações pós-translacionais, como fosforilação, ubiquitinação ou palmitilação2.

A regulação do tráfico de receptores é particularmente necessária em células fortemente polarizadas com estruturas altamente especializadas. O exemplo paradigmático é o controle da função neuronal pelo tráfico regulamentado de receptores de glutamato (glurs)3,4. O glutamato, o principal neurotransmissor excitatória, liga e ativa os GluRs expressos em superfície para controlar funções neuronais fisiológicas fundamentais, como neurotransmissão sináptica e plasticidade sináptica. O fato de que o tráfico de GluR alterado tem sido observado em um amplo espectro de neuropatias, variando de distúrbios do neurodesenvolvimento a doenças neurodegenerativas, destaca a importância desse processo5. Assim, compreender os acontecimentos moleculares que controlam o tráfico de GluR é de interesse em muitas áreas de pesquisa.

Neste protocolo, um método baseado anticorpo-alimentando é usado para quantificar o nível de GluRs superfície-expressados em neurônios hippocampal preliminares assim como para avaliar como as mudanças na internalização e na reciclagem resultam na expressão líquida observada da superfície. O uso de farmacologia e/ou superexpressão de receptores exógenos que abrigando mutações específicas torna este protocolo uma abordagem particularmente poderosa para o estudo de mecanismos moleculares subjacentes à adaptação neuronal a diferentes estímulos ambientais. Um exemplo final da utilidade deste protocolo é estudar como as mudanças multifatoriais no ambiente (como em modelos de uma doença) afetam o tráfico de GluR através do exame da expressão de superfície em tais modelos.

Usando exemplos específicos, é demonstrado inicialmente como uma manipulação farmacológica que imita a estimulação sináptica physiological [LTP químico (CLTP)] aumenta a expressão de superfície da subunidade endógena do GluA1 do AMPA-tipo de glurs (ampars) 6. o tráfico de uma forma fosfomimética superexpressa da subunidade GluN2B do NMDA-tipo de GluRs (NMDARs) também é analisado para exemplificar como esse protocolo pode ser usado para estudar a regulação do tráfico de GluR por Modificações. Embora estes exemplos específicos sejam usados, este protocolo pode facilmente ser aplicado a outros glurs e outros receptores e proteínas que possuem domínios extracelular antigénicos. No caso de não existirem anticorpos disponíveis para os domínios extracelulares, a superexpressão do epitope-etiquetado extracelular (por exemplo, as proteínas Flag-, Myc-, GFP-Tagged, etc.) podem auxiliar na rotulagem de proteínas.

O protocolo atual fornece instruções para quantificar a densidade específica do subtipo GluR e o tráfico usando anticorpos específicos. Este protocolo pode ser utilizado para estudar 1) expressão de superfície GluR total, 2) internalização GluR e 3) reciclagem de GluR. Para estudar cada processo individualmente, é aconselhável começar com as secções 1 e 2 e continuar com a secção 3, 4 ou 5. Em todos os casos, termine com as secções 6 e 8 (Figura 1).

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Protocolo

O trabalho relativo à preparação da cultura preliminar hippocampal foi revisto e aprovado pelo Comitê do cuidado animal e do uso da Universidade de Northwestern (protocolo #IS00001151).

1. preparação antes da rotulagem

  1. Preparação e manutenção de culturas hipocampais primárias
    1. Prepare culturas hippocampal preliminares em uma densidade de 150.000 pilhas chapeadas em poli-D-lysine-revestido (0,1 mg/mL) 18 milímetros cobrem vidros. Excelentes guias para a preparação da cultura neuronal dissociada estão disponíveis7,8.
      Nota: Se necessário, as culturas podem ser tratadas com citosina arabinosídeo (ARA-C, 10 mM de DIV1) para evitar a proliferação glial na preparação.
      Nota: Reagentes de revestimento alternativos como fibronectina (1 mg/mL) ou laminina (5 mg/mL) podem ser usados em vez de poli-D-lisina.
    2. Manter culturas em uma incubadora de células a 37 ° c e 5% CO2 em 2 ml/poço de meios neurobasais suplementados com B27 e 2 mm L-glutamina.
      Nota: Substitutos para L-glutamina (por exemplo, Glutamax) pode ser usado, se desejado.
    3. Na base semanal, Remova metade do volume de mídia e substitua com o mesmo volume de meios neurobasais suplementados.
  2. Opcional: transfection de receptores mutado e/ou epítopo-etiquetados
    Nota:     os neurônios devem ser transfected pelo menos 3 – 4 dias antes do ponto de tempo de análise para permitir a expressão do receptor. O uso de neurônios jovens [dias in vitro 6 – 9 (DIV6)] resulta em melhor eficiência de transfecção do que os neurônios mais velhos (DIV15 – 20), mas um número suficiente de células transfectadas (> 20) pode ser alcançada independentemente da DIV empregada.
    1. Para cada poço de uma placa de 12 poços, diluir 1,5 μg de plasmídeo contendo o construto de interesse em 100 μL de meios neurobasais frescos sem suplementação de B27 ou glutamina em um tubo de microcentrífuga e misturar por vortexing rapidamente.
      Nota: Para o transfection bem sucedido, é crítico que os meios neurobasal usados são tão frescos como possível, idealmente menos de 1 semana após a abertura da garrafa.
    2. Num segundo tubo de microcentrifugação, misture 1 μL de um reagente de lipofecção adequado em 100 μl de meios neurobasais frescos e misture suavemente.
      Nota: Não vórtice a mistura de reagente de lipofecção. O uso de reagentes frescos da lipofecção pode melhorar a eficiência do transfection.
    3. Incubar os tubos durante 5 min à temperatura ambiente (RT).
    4. Adicione a mistura de reagente de lipofecção à mistura de DNA, misture suavemente e incubar durante 20 min em RT.
    5. Ajuste o volume de mídia em cada poço para 1 mL de mídia condicionada.
    6. Adicione o reagente de lipofecção-mistura de DNA gota gota para o poço.
    7. Retorne pilhas à incubadora e permita pelo menos 3 – 4 dias para a expressão da proteína.
      Nota: Para os propósitos dos protocolos de internalização e reciclagem descritos abaixo, os neurônios hipocampais foram transfectados em DIV11 – 12 com construções expressando GluN2B marcadas com GFP no domínio extracelular (GFP-GluN2B) e imaged em DIV15 – 16.
  3. OPCIONAL: incubação de células com fármacos (cronicamente ou agudamente) nos meios condicionados até a fixação.
    Nota:     para o tratamento agudo, começar a tratar as células antes de rotulagem. Dependendo do protocolo de tratamento medicamentoso utilizado, as células podem ser mantidas em meios contendo medicamentos durante a seção 2. Em nosso exemplo, as células DIV21 estavam sujeitas a um protocolo de cLTP para aumentar a AMPAR de superfície expressa em9.
    1. Meios de comunicação condicionados para a solução extracelular (ECS).
    2. Trate as células com 300 μM de glicina em ECS durante 3 min em RT. Como um controle, tratar uma lamela irmã com ECS (sem glicina).
    3. Células de lavagem 3x com 37 ° c ECS e devolver as células em ECS (sem glicina) à incubadora de células durante 20 minutos antes de prosseguir com a secção 2.
      Nota: ECS (em mm): 150 NaCl, 2 CAcl2, 5 KCl, 10 HEPES, 30 glicose, 0, 1 TTX, 0, 1 estricnina e 0, 3 Picrotoxina em pH 7,4.

2. rotulagem ao vivo de receptores expressos na superfície

  1. Prepare coberturas para rotulagem
    1. Para conservar reagentes e facilitar a manipulação, transfira o lado da pilha dos COVERSLIP até uma bandeja película-coberta da parafina.
      Nota: É crítico nunca deixar as amostras secar.
    2. Guarde e mantenha suportes condicionados a 37 ° c para incubação e etapas de lavagem.
      Nota: Para uma lamínula de 18 mm, recomenda-se incubação com 75 – 100 μL de mídia para rotulagem de anticorpos e 120 – 150 μL para internalização/reciclagem.
  2. Rotulagem de receptores de superfície com anticorpo primário
    1. Incubar células com anticorpo primário diluído em meios condicionados por 15 min em RT.
      Nota: Para os receptores GFP-etiquetados, o anticorpo do anti-GFP do coelho em uma diluição de 1:1000 foi usado. Para o GluA1 endógeno, o mouse anti-GluA1 em uma diluição 1:200 foi usado.
    2. Aspirar com cuidado os meios decontenção usando uma pipeta do vácuo e as pilhas da lavagem três vezes com meios condicionados.
      Nota: Se a mídia condicionada não estiver disponível, todas as etapas de lavagem podem ser executadas usando PBS + [tampão fosfato salina (PBS) contendo 1 mM MgCl2 e 0,1 mm CAcl2]. A aspiração manual usando uma micropipeta pode ser executada se a aspiração suave do vácuo não está disponível.

3. expressão de superfície (Figura 2)

  1. Rotulagem de anticorpos secundários de receptores expressos na superfície
    1. Lave uma vez com PBS +.
    2. Fixar células incubando com paraformaldeído a 4% (PFA) e 4% de sacarose em PBS por 7 – 8 min.
      Nota: Diferentemente de outros métodos de fixação, como a incubação de metanol, a PFA não permeabiliza a membrana plasmática e, portanto, é adequada para a análise da expressão superficial. Para obter resultados ideais, use o PFA preparado na hora. O armazenamento a curto prazo de PFA no armazenamento de 4 ° c ou a longo prazo (até 30 dias) a-20 ° c é permissivo para a fixação adequada.
      Atenção: O PFA é um carcinógeno conhecido. Use equipamento de proteção pessoal adequado e um capuz de segurança ao manusear.
    3. Lave as células três vezes com PBS regular.
      Nota: Alternativamente, a glicina de 0,1 M pode ser usada lavando PFA em vez de PBS, porque a glicina extinguirá todo o fixador restante que pode aumentar o fundo na preparação.
    4. Bloqueie locais de ligação não específicos incubando com soro de cabra normal a 10% (NGS) em PBS por 30 min em RT.
      Nota: O tempo de bloqueio pode ser estendido sem efeitos adversos na rotulagem.
    5. Incubar com anticorpo secundário fluorescently-etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT para etiquetar os receptores anticorpo-etiquetados preliminares (isto é, superfície-expressado).
      Nota: Nestes exemplos, uma diluição 1:500 de anticorpos secundários de Alexa 555-conjugated: o anti-coelho da cabra para receptores GFP-etiquetados e o anti-rato da cabra para GluA1 foram usados.
    6. Lave as células com PBS 3x.
  2. Rotulagem de receptores intracelulares
    1. Células de permeabilização com 0,25% Triton X-100 em PBS por 5 – 10 min em RT.
      Nota: Para verificar que a rodada inicial de rotulagem de anticorpos ocupa todos os Epitopes de superfície, esta etapa de permeabilização pode ser ignorada em uma cultura irmã. Neste caso, não deve ser obtido nenhum sinal para receptores intracelulares. Adicionalmente, para verificar que nenhum receptor interno foi etiquetado na seção precedente 2 (isto é, mostrando a integridade das membranas do plasma na cultura), a etapa da permeabilização pode ser ignorada em uma cultura da irmã, e um anticorpo preliminar de encontro a um a proteína intracelular (por exemplo, PSD-95 ou MAP2) pode ser utilizada na etapa 2.2.1. Nenhum sinal deve ser obtido a partir deste primário nestas condições. Neste caso, foi utilizado um anticorpo anti-PSD-95 coelho (1:500).
    2. Bloco com 10% NGS em PBS por 30 min em RT.
    3. Rotule receptores intracelulares incubando células permeabilizadas com o mesmo anticorpo primário utilizado na seção 2,2 diluída em 3% NGS em PBS por 1 h em RT.
      Nota: A diluição do anticorpo para etiquetar receptores intracelular pode ser diferente do que aquela exigida para etiquetar receptores superfície-expressados. No exemplo de GluA1, a mesma diluição do anticorpo (1:200) foi usada.
    4. Lave as células 3x com PBS.
    5. Etiqueta com o segundo anticorpo secundário fluorescently-etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT.
      Nota: Nestes exemplos, uma diluição 1:500 do anticorpo secundário do Alexa 647-conjugated da cabra do rato (para GluA1) foi usada.
    6. Lave as células 3x com PBS.

4. internalização (Figura 3)

  1. Internalização de receptores de superfície rotulados por anticorpos
    1. Após a rotulagem de receptores de superfície-expressos e de lavagem do anticorpo (seção 2,2), mantenha pilhas em meios condicionados sem anticorpo e retorne-os à incubadora (37 ° c) para permitir o Internalization.
      Nota: Para os receptores NMDA, recomenda-se 30 min para internalização. Como controle, uma cultura irmã pode ser mantida com meios condicionados a 4 ° c durante o processo de internalização. A internalização mínima do receptor deve ocorrer nessas condições.
  2. Rotulagem de receptores de superfície
    1. Lave as células uma vez com PBS +.
    2. Fixar células com 4% de PFA e 4% de sacarose em PBS por 7 – 8 min.
      Atenção: Use o equipamento de proteção pessoal apropriado e uma capa de segurança ao segurar o PFA.
    3. Lave as células 3x com PBS regular.
    4. Bloco com 10% NGS em PBS por 30 min em RT para evitar ligação não específica.
    5. Incubar amostras com anticorpo secundário fluorescently-etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT para etiquetar receptores anticorpo-etiquetados preliminares (isto é, receptores superfície-expressados que não foram internalizados).
      Nota: Para este exemplo, foi utilizado o anticorpo secundário de cabra conjugada com Alexa 555 (1:500) para rotulagem.
    6. Lave as células 3x com PBS.
  3. Rotulagem de receptores internalizados
    1. Células de permeabilização com 0,25% Triton X-100 em PBS por 5 – 10 min.
    2. Bloqueie a ligação não específica por incubação com 10% de NGS em PBS por 30 min em RT.
    3. Incubar amostras com anticorpo secundário cDNAs etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT para etiquetar receptores anticorpo-etiquetados internalizado.
      Nota: Para este exemplo, Alexa 647-conjugado de cabra anti-coelho anticorpo secundário (1:500) é usado para a rotulagem.
    4. Lave as células 3x com PBS.

5. reciclagem (Figura 4)

  1. Internalização de receptores de superfície rotulados por anticorpos
    1. Após a rotulagem de receptores de superfície-expressos e de lavagem do anticorpo (seção 2,2), mantenha pilhas em meios condicionados sem anticorpo e retorne-os à incubadora (37 ° c) para permitir o Internalization.
      Nota: Para os receptores NMDA, recomenda-se 30 min para internalização.
  2. Bloqueio de receptores de superfície estáveis expressos
    1. Para obstruir os resumos no anticorpo preliminar Unido aos receptores superfície-expressados que não foram internalizados, incubar pilhas com os fragmentos não conjugada do anticorpo de fab anti-IgG (H + L) (de encontro ao preliminar usado na seção 2,2) diluído em meios condicionados ( 20 μg/mL) durante 20 min em RT. Este tratamento impede a interação futura com anticorpos secundários.
      Nota: Para este exemplo, foram utilizados fragmentos de cabra anti-coelho fab.
      Nota: Experimento de controle: para garantir que o bloqueio completo dos receptores expressos em superfície tenha ocorrido, as coberturas da irmã podem ser incubadas com e sem fab. As culturas devem ser fixadas imediatamente após o tratamento FAB, e ambas as culturas são incubadas com o anticorpo secundário de Alexa 555-conjugados. Nenhum sinal de Alexa 555 nas pilhas Fab-incubated indica o bloqueio apropriado do anticorpo.
    2. Lave as células 3x com mídia condicionada.
    3. Incubar pilhas com meios condicionados que contêm o dynasore de 80 μm para impedir mais internalização e pilhas do retorno à incubadora (° c 37) para permitir recicl de receptores internalizado. Dynasore é um inibidor de GTPase que inibe dynamin e, portanto, impede a internalização.
      Nota: 45 min para a reciclagem NMDAR é recomendado. Observe que Dynasore bloqueia exclusivamente o processo de internalização dependente de dynamin (por exemplo, internalização de NMDARs). Entretanto, a internalização de outra proteína sináptica (dynamin-Independent) ainda pode ocorrer na presença de Dynasore.
  3. Rotulagem de receptores reciclados
    1. Lave as células uma vez com PBS +.
    2. Fixar células com 4% de PFA e 4% de sacarose em PBS por 7 – 8 min.
      Atenção: Use o equipamento de proteção pessoal apropriado e uma capa de segurança ao segurar o PFA.
    3. Lave as células 3x com PBS.
    4. Bloco com 10% NGS em PBS por 30 min em RT para evitar ligação não específica.
    5. Células da etiqueta com o primeiro anticorpo secundário fluorescently-etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT.
      Nota: Para este exemplo, o anticorpo do anti-coelho da cabra de Alexa 555-conjugated (1:500) foi usado para etiquetar.
    6. Lave as células 3x com PBS.
      Nota: Lavas mais longas com PBS (5 – 10 min) podem ajudar a reduzir o fundo na preparação.
  4. Rotulagem de receptores internalizados
    1. Células de permeabilização com 0,25% Triton X-100 em PBS por 5 – 10 min.
    2. Bloco com 10% NGS em PBS por 30 min em RT.
    3. Etiqueta com o segundo anticorpo secundário fluorescently-etiquetado diluído em 3% NGS em PBS para 1 h em RT.
      Nota: Para este exemplo, o anticorpo do anti-coelho da cabra de Alexa 647-conjugated (1:500) foi usado para etiquetar.
    4. Lave as células 3x com PBS.

6. montagem e imagem latente das amostras

  1. Monte as células colocando suavemente o lado da célula de lamelas em 12 – 15 mL da mídia de montagem apropriada.
    Nota: A aspiração de suportes de montagem em excesso melhorará a qualidade das imagens.
  2. Células de imagem em um microscópio confocal apropriado.
    Nota: Recomenda-se a imagem de uma z-pilha em 60x ampliação com 0,35 μm passos, abrangendo toda a espessura do Neuron.

7. considerações de tempo

  1. Este é um protocolo longo que pode ser interrompido em vários pontos. Se desejado, realize a obstrução e as etapas preliminares da incubação do anticorpo durante a noite em 4 ° c em uma câmara húmida.
  2. Alternativamente, se desejado, use um processador do tecido da microonda para acelerar vastamente acima dos tempos da incubação da borne-fixação. Para todas as etapas, use 150 W a 30 ° c para configurações "on".
    1. Para bloquear, execute o processador em 2 min "on", 1 min "off" e 2 min "on".
    2. Para etapas de incubação de anticorpos primários e secundários, execute o processador em 3 min "on", 2 min "off" e 3 min "on".
      Nota: Não observamos diferença na qualidade ao fazer as alterações acima do protocolo.

8. análise de imagem

  1. É recomendável usar FIJI < https://Fiji.SC/> para realizar a análise de imagem, pois é compatível com vários formatos de arquivo. Para os nossos dados, as imagens no formato de arquivo Nikon ND2 foram adquiridas.
  2. Um script de macro é fornecido para a quantificação fácil de lotes de diferentes parâmetros pré-selecionados por FIJI. As etapas a seguir estão incluídas na macro:
    Nota: Para estes exemplos, a "intensidade integrada" foi medida.
  3. Abra os arquivos de imagem em FIJI e canais separados.
  4. Z-projetar cada pilha de canal como uma projeção de intensidade máxima.
  5. Defina um limite inferior para cada canal.
    Nota: Os limiares devem ser empiricamente determinados para cada conjunto de dados experimentais. Embora cada canal possa ter um valor de limite inferior separado, é crucial que os valores de limite de canal sejam consistentemente mantidos para todas as imagens do mesmo conjunto de dados.
  6. Selecione três a cinco dendritos secundários ou terciários e salve-os como regiões de interesse (ROIs).
  7. Meça a densidade integrada de cada ROI em canais superficiais e intracelulares.
  8. Normalize o sinal para cada ROI dividindo o valor de densidade integrado do canal de superfície pelo canal intracelular.
  9. Repita as medições para todas as imagens de controle e experimentais e normalizar valores experimentais para controlar valores (por exemplo, GluN2B WT ou condições de não-glicina).

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Resultados

Este protocolo para estudar o tráfico de receptores de glutamato é baseado na rotulagem diferencial dos receptores expressos na superfície celular e naqueles expressos em membranas internas. A segregação é conseguida pela rotulagem dos receptores antes e após a permeabilização da membrana, utilizando o mesmo anticorpo primário, mas um anticorpo secundário conjugado com um fluoróforo diferente. Como descrito pelas etapas opcionais incluíram o protocolo, trata-se de um método muito versátil...

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Discussão

A interação entre uma célula e seu ambiente (por exemplo, comunicação com outras células, resposta a diferentes estímulos, etc.), depende fortemente da expressão correta dos receptores na superfície celular. O Regulamento rápido e fino-ajustado no conteúdo superfície-expressado do receptor permite a resposta celular apropriada a um ambiente constantemente em mudança. No caso particular dos neurônios, alterações no número, localização, e composição subunidade de receptores sináticamente expressos influencia fortemente a c...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Agradecemos ao centro noroeste de microscopia avançada para o uso do microscópio Nikon a1 confocal e sua assistência no planejamento e análise dos experimentos. Esta pesquisa foi apoiada por NIGMS (T32GM008061) (A. M. C.), e NIA (R00AG041225) e um jovem investigador NARSAD Grant do cérebro & Fundação de pesquisa do comportamento (#24133) (A. S.-C.).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
18 mm de diâmetro. #1.5 óculos de cobertura de espessuraNeuvitroGG181.5
Alexa 555-conjugado cabra anti-rato secundárioLife TechnologiesA21424
Alexa 555-conjugado cabra anti-coelho secundárioLife TechnologiesA21429
Alexa 647-conjugado cabra anti-rato secundárioLife TechnologiesA21236
Alexa 647-conjugado cabra anti-coelho secundárioLife TechnologiesA21245
B27Gibco17504044
CaCl2SigmaC7902
Corning Costar Placas de Cultura de Células de Fundo PlanoCorning3513
DynasoreTocris2897
GlicoseSigmaG8270
GlycineTocris0219
Cabra anti-coelho Fab fragmentosSigmaSAB3700970
HEPESSigmaH7006
KClSigmaP9541
L-GlutaminaSigmaG7513
Lipofectamine 2000Invitrogen11668019
Mouse anticorpo anti-GluA1MilliporeMAB2263
NaClSigmaS6546
Mídia neurobasalGibco21103049
NGSAbcamAb7481
ParafilmBemisPM999
PBSGibco10010023
Pelco BioWaveTed Pella36500
PFAAlfa Aesar43368
PicrotoxinaTocris1128
Bromidrato de poli-D-lisinaSigmaP7280
ProLong Gold Antifade MountantLife TechnologiesP36934
Anticorpo anti-GFP para coelhoInvitrogenA11122
Anticorpo anti-PSD-95 para coelhoSinalização celular2507
StrychnineTocris2785
SacaroseSigmaS0389
Superfrost mais lâminas de microscópioFisher12-550-15
Triton X-100SigmaX100
TTXTocris1078

Referências

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  2. Bedford, F. K. Encyclopedia of Neuroscience. Binder, M. D., Hirokawa, N., Windhorst, U. , Springer Berlin Heidelberg. 3385-3389 (2009).
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  4. Lussier, M. P., Sanz-Clemente, A., Roche, K. W. Dynamic Regulation of N-Methyl-d-aspartate (NMDA) and alpha-Amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic Acid (AMPA) Receptors by Posttranslational Modifications. The Journal of Biological Chemistry. 290 (48), 28596-28603 (2015).
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