Artigo de método

Cirurgia estereotástrica para implante de matrizes de microeletrodos no Marmoset comum (Callithrix jacchus)

9.5K vistas

⸱

DOI:

10.3791/60240

⸱

29 de setembro de 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este trabalho apresenta um protocolo para realizar um implante estereotódico e neurocirúrgico de matrizes de microeletrodos no marmoset comum. Este método permite especificamente gravações electrofisiológicas em animais de comportamento livre, mas pode ser facilmente adaptado a qualquer outra intervenção neurocirúrgica semelhante nesta espécie (por exemplo, cânula para a administração de medicamentos ou eletrodos para estimulação cerebral).

Resumo

Marmosets (Callithrix jacchus) são pequenos primatas não-humanos que estão ganhando popularidade em pesquisas biomédicas e pré-clínicas, incluindo as neurociências. Phylogenetically, estes animais são muito mais perto dos seres humanos do que roedores. Eles também exibem comportamentos complexos, incluindo uma ampla gama de vocalizações e interações sociais. Aqui, um procedimento Neurosurgical Stereotaxic eficaz para a implantação de matrizes do elétrodo da gravação no marmoset comum é descrito. Este protocolo igualmente detalha as etapas pre-e postoperative do cuidado animal que são exigidos executar com sucesso tal cirurgia. Finalmente, este protocolo mostra um exemplo do potencial local do campo e das gravações da atividade do ponto em um marmoset de comportamento livre 1 semana após o procedimento cirúrgico. Globalmente, este método oferece uma oportunidade para estudar a função cerebral em marmosets acordados e livremente comportando. O mesmo protocolo pode ser prontamente utilizado por pesquisadores que trabalham com outros pequenos primatas. Além disso, pode ser facilmente modificada para permitir outros estudos que necessitem de implantes, como estimulação de eletrodos, microinjeções, implante de optrodes ou cânulas de guia, ou ablação de regiões discretas de tecido.

Introdução

Os saguis comuns (Callithrix jacchus) estão ganhando o reconhecimento como um organismo modelo importante em muitos campos da pesquisa, incluindo a neurociência. Estes primatas do novo mundo representam um importante modelo animal complementar para os roedores e outros primatas não humanos (NHPs), como o macaque rhesus. Como roedores, estes animais são pequenos, fáceis de manipular, e relativamente econômicos para cuidar e raça1,2,3,4, emcomparação com nhps maior. Além disso, estes animais têm uma propensão para geminação e alta fecundidade em relação a outros nhps1,2,3. Outra vantagem que o marmoset tem sobre muitos outros primatas é que as modernas ferramentas de biologia molecular3,4,5,6,7 e um genoma seqüenciado2 ,3,4,5,8 foram usados para modificá-los geneticamente. Ambos os animais Knock-in usando Lentivirus5, e knock-out animais usando nucleases de zinco-dedo (ZFNs) e transcrição ativador-como nucleases EFETORAS (Talens)7, produziram animais fundadores viáveis.

Uma vantagem em relação aos roedores é que os saguões, como primatas, são filogeneticamente mais próximos dos humanos3,5,6,9,10,11. Como os seres humanos, os saguis são animais diurnos que dependem de um sistema visual altamente desenvolvido para orientar muito do seu comportamento10. Além disso, os saguis exibem complexidade comportamental, incluindo uma ampla gama de comportamentos sociais, como o uso de diferentes vocalizações3, permitindo que os pesquisadores endereçam questões não possíveis em outras espécies. De uma perspectiva neurocientífica, os saguis têm lissencefalia cérebros, ao contrário do mais comumente usado Rhesus macaque9. Além disso, os saguis têm um sistema nervoso central similar aos seres humanos, incluindo um córtex pré-frontal mais altamente desenvolvido9. Juntas, todas essas características posicionam os saguis como um modelo valioso para estudar a função cerebral na saúde e na doença.

Um método comum para estudar a função cerebral envolve a implantação de eletrodos em locais anatomicamente específicos por meio de neurocirurgia estereotaxica. Isso permite a gravação cronical da atividade neural em diferentes áreas-alvo em animais acordados e de comportamento livre12,13. A neurocirurgia estereotómica é uma técnica indispensável usada em muitas linhas de pesquisa, pois permite direcionamento preciso de regiões neuroanatômicas. Comparado à literatura do macaque e do roedor, há poucos estudos publicados que descrevem a neurocirurgia Stereotaxic específica ao marmoset, e tendem a fornecer o detalhe escasso das etapas envolvidas na cirurgia. Além disso, aqueles com maior detalhe concentram-se principalmente nos procedimentos para a gravação de eletrofisiologia em animais de cabeça restrita14,15,16,17.

A fim de facilitar a adoção mais ampla de saguis como modelo de organismo na pesquisa em neurociência, o presente método define etapas específicas necessárias para uma neurocirurgia estereotóica bem-sucedida nesta espécie. Além da implantação de matrizes de gravação, conforme detalhado no presente método, a mesma técnica pode ser adaptada para muitas outras extremidades experimentais, incluindo a implantação de eletrodos estimulantes para o tratamento de doenças18 ou condução causalmente comportamento do circuito19; implantação de cânulas guia para extração e quantificação de neurotransmissores20, injeções de reagentes, incluindo aquelas para indução de modelos de doenças12 ou para os estudos de traçado de circuitos15; ablação de regiões discretas do tecido21; implantação de optrodes para estudos optogenéticos22; implantação de janelas ópticas para análise microscópica cortical23; e implantação de matrizes eletrocorticográficas (ECoG)24. Assim, o objetivo geral deste procedimento é delinear as etapas cirúrgicas envolvidas na implantação de matrizes de microeletrodos para gravações eletrofisiológicas crônicas em marmosets de comportamento livre.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Experimentos com animais foram realizados de acordo com o guia nacional de saúde para o cuidado e uso de animais de laboratório e aprovados pelo Comitê de ética do Instituto Santos Dumont (protocolo 02/2015AAS).

1. preparação da cirurgia

  1. Fixe cada matriz de eletrodo a um suporte de eletrodo compatível com o quadro estereotódico a ser usado.
  2. Conecte um suporte do elétrodo ao micromanipulador Stereotaxic e ajuste um Microwire às coordenadas interaural. Repita isto para as matrizes e os suportes adicionais do elétrodo, se necessário.
    Nota: a coordenada interaural de todo o Microwire pode ser usada para calcular as coordenadas da implantação para a disposição inteira, porque a distância relativa entre os ferromagnéticos é constante. Quando a matriz tem feixes com comprimentos diferentes, a coordenada interaural do fio mais longo é a mais conveniente de usar para definir o zero interaural.
  3. Retire os suportes dos eléctrodos do micromanipulador estereotódico e esterilize os conjuntos (eléctrodo ligado ao suporte do eléctrodo) num armário de luz ultravioleta (UV) durante pelo menos 2 h.
  4. Prenda uma agulha de 24 G a um suporte estereotódico da sonda, conecte-a ao micromanipulador e defina as coordenadas interaural para a ponta da agulha.
    Nota: antes da cirurgia, as coordenadas de todas as craniotomias devem ser predefinidas como um perímetro 200 μm2 maior do que a posição ântero-posterior (AP) e mediolateral (ml) do local de implantação alvo da matriz. Use o conjunto do suporte da agulha-sonda de 24 G para determinar a posição das craniotomias no crânio com base nas coordenadas interaural zero.
  5. Retire o suporte da sonda do micromanipulador e esterilize a montagem em um armário UV por pelo menos 2 h.
  6. Reúna 6 − 8 parafusos de titânio ou aço inoxidável. Solda um fio terra para metade deles.
  7. Organize e esterilize todos os restantes instrumentos, equipamentos e materiais descartáveis necessários para a cirurgia.

2. procedimentos pré-operatórios

Nota: dois saguis machos adultos (Callithrix jacchus) com peso de 320 – 370 g foram utilizados neste estudo. Assegure-se de que o animal não tenha comido durante 6 h antes da indução da anestesia.

  1. Anestesie o animal com injeção intramuscular de atropina (0, 5 mg/kg) para reduzir salivação e secreções brônquicas. Verifique a falta de respostas do pedal.
  2. Após 5 min aplicar cetamina (10 − 20 mg/kg) intramuscularmente.
  3. Raspar a cabeça do animal usando um aparador de barbeiro elétrico.
  4. Administrar tramadol (2 mg/kg) intramuscularmente como um analgésico geral.
  5. Intubar o animal.
    1. Usando uma máscara, expor o marmoset ao isoflurano no oxigênio de 1 − 2% com uma taxa de fluxo de 1 − 5 L/min para induzir a anestesia profunda. Quando o animal é profundamente anestesiado, reduza e mantenha o isoflurano em 1 − 3 L/min.
    2. Prenda uma faixa elástica à mesa cirúrgica com fita adesiva.
    3. Posicione o marmoset em uma posição supina com a cabeça para o técnico e coloc a faixa elástica na boca do marmoset atrás de seus caninos.
      Nota: é melhor posicionar a cabeça de tal forma que a superfície dorsal é apontada para o chão e seu rosto é para o técnico.
    4. Usando uma sonda de ponta de algodão, esfregue a língua do marmoset seco, e agarrá-lo em uma mão para manter a boca aberta.
    5. Pulverize a lidocaína a 10% na ponta do tubo endotraqueal.
    6. Insira o tubo endotraqueal de diâmetro de 2,0 mm, não algemado na traquéia até que a marca de 4,0 cm esteja na entrada da traquéia.
    7. Prenda o tubo ao conjunto da anestesia com o ventilador artificial ajustado a 40 respirs/minuto e confirme a expansão e a contração apropriadas da caixa.
      Nota: neste momento, o isoflurano e o oxigénio devem ser entregues através do tubo endotraqueal, não a máscara.
    8. Retire a faixa elástica da boca do marmoset para que o tubo endotraqueal possa ser gravado na mandíbula.
  6. Posicione o marmoset em uma posição propensa na linha do frame Stereotaxic e fixe a cabeça do animal no frame Stereotaxic.
    1. Primeiro, insira a ponta da barra da orelha direita no canal auditivo direito do animal.
    2. Em seguida, insira a ponta da barra da orelha esquerda no canal auditivo esquerdo.
    3. Centrar a cabeça do animal no centro do quadro estereotódico e fixar as barras de ouvido no lugar.
    4. Insira o bocal na boca do animal e ajuste a altura para que toque no palato do animal. Ao mesmo tempo, posicione as barras orbitais na superfície inferior do osso orbital.
    5. Certifique-se de que a superfície inferior do osso orbital é alinhada horizontalmente com o centro das barras da orelha.
  7. Ligue um oxímetro de pulso portátil à mão do marmoset. Assegure-se de que a freqüência cardíaca esteja dentro de 154 − 180 batidas/minuto (BPM) para a duração da cirurgia; muitas vezes uma frequência cardíaca acima de 200 BPM implica que o animal está acordando. Assegure-se de que a saturação de oxigênio esteja acima de 95%. Pode ocasionalmente cair a 90% sem dano.
    Nota: se a frequência cardíaca cair abaixo de 154 BPM, diminua o isoflurano.
  8. Posicione a sonda de temperatura retal conectada a uma almofada de aquecimento homeotérmica no ânus, com a temperatura desejada ajustada para 37 ° c. Tape este sensor para a cauda para mantê-lo fixado no lugar.
  9. Aplique o lubrificante oftálmica estéril aos olhos.
  10. Limpe e desinfete a cabeça do animal com clorexidina e iodo povidona antes de cobrir o animal com um campo cirúrgico.
    Nota: realize todos os procedimentos cirúrgicos seguintes em condições assépticas.

3. procedimentos cirúrgicos

  1. Aplique o analgésico local subcutaneamente (por exemplo, lidocaína 20 mg/mL, 0,1 mL) no local da incisão pretendida. Faça uma incisão na linha média do couro cabeludo.
  2. Expor e preparar a superfície do crânio.
    1. Retire cuidadosamente o músculo temporal do crânio. Primeiro, use um bisturi para cortar a fáscia na sua inserção no crânio. Em seguida, separe suavemente o músculo temporal do crânio usando uma raspatória periosteal.
    2. Remova o periósteo de todo o crânio exposto usando um raspatory periosteal.
    3. Controle o sangramento com um cotonete de algodão estéril, se necessário.
    4. Limpe a superfície óssea com peróxido de hidrogênio.
  3. Delinear a localização da craniotomia marcando seus cantos com furos de rebarba rasa na superfície óssea. Em seguida, perfurar o perímetro da craniotomia usando uma broca dental na velocidade máxima (ou seja, 350.000 rpm). Adicione algumas gotas de soro fisiológico estéril sobre o crânio durante a perfuração para evitar o superaquecimento. Meça a posição da craniotomia e as coordenadas do implante do eletrodo em relação às coordenadas interaural.
  4. Implante parafusos no crânio.
    1. Perfure 6 − 8 furos de rosca no crânio.
    2. Implante os parafusos de tal forma que cada fio de aterramento parafuso fundido é adjacente e na proximidade de um parafuso inalterado (ou seja, sem um fio de terra anexado a ele).
    3. Enrole cada fio terra em torno do parafuso adjacente, inalterado.
    4. Adicione uma gota de tinta prateada entre o fio terra e cada parafuso.
  5. Retire o osso no centro da craniotomia usando fórceps com uma ponta curvada (por exemplo, pinça McPherson). Mantenha a dura-máter hidratada com soro fisiológico estéril.
  6. Retire a dura-máter. Use uma agulha hipodérmica estéril (25 ou 26 G) com o chanfro dobrado em aproximadamente 90 ° à punctura e levante a superfície do Mater do dura longe da superfície do cérebro. Em seguida, corte a dura-máter com Microtesoura. Mantenha o cérebro exposto hidratado com soro fisiológico.
    Nota: se for observado um sangramento dural significativo, use esponjas de gelatina absorvente estéril embebido em trombina25.
  7. Matrizes do microeletrodo do implante.
    1. Prenda o suporte de eletrodo esterilizado e o arranjo do eletrodo ao micromanipulador estereotódico.
    2. Posicione o micromanipulador de forma que o eletrodo esteja nas coordenadas ântero-posteriores e mediolateral desejadas.
    3. Abaixe a matriz do eletrodo até que a ponta do feixe mais longo toque na superfície do cérebro.
    4. Insira lentamente a matriz no tecido cerebral até atingir as coordenadas dorsoventrais.
    5. Cubra o córtex exposto com pequenos pedaços de esponjas de gelatina estéril e absorvente.
    6. Prenda o elétrodo ao crânio aplicando o acrílico dental ao crânio exposto, a um parafuso, e ao elétrodo.
    7. Separe o suporte do eléctrodo e retire-o do micromanipulador.
  8. Repita o procedimento de implantação da etapa 3,7 com as matrizes adicionais, se necessário.
  9. Enrole junto e solda os fios à terra das matrizes e dos parafusos separados. Use tinta prateada para formar uma ponte ao redor da solda para garantir que uma conexão elétrica tenha sido alcançada.
  10. Usando o acrílico dental, faça um cinza resistente em torno da extensão lateral das matrizes, e Encase completamente os fios à terra e todo o crânio e os parafusos expor.
  11. Se necessário, insira uma barra de suporte no headcap. Isto pode ser um cilindro plástico resistente como aqueles de um cotonete de algodão. Sele-o no lugar com o acrílico dental.
    Nota: isto pode ser útil em fixar os conectores de cabo da electrofisiologia no lugar mas pode ser desnecessário dependendo do equipamento usado. No método atual, uma haste similar da sustentação é afixada ao estágio principal tais que uma faixa elástica pode robustamente prender os estágios da cabeça no lugar nos conectores.
  12. Suturar a pele ao redor do headcap.

4. recuperação pós-operatória

  1. Aplique a solução anti-séptico (por exemplo, clorexidina) ao redor da ferida.
  2. Desligue o fornecimento de isoflurano, mas não o oxigénio e retire o animal do quadro estereotaxico.
  3. Coloque o animal na almofada de aquecimento com o oxigênio mantido através do tubo endotraqueal.
  4. Retire o tubo endotraqueal quando os primeiros sinais de reflexos neurogênicos, como laringoespasmo, são observados.
  5. Mantenha o suprimento de oxigênio com uma máscara até que o animal apresente sinais claros de recuperação anestésica, como reflexos protetores, tônus postural e tentativas de deambular.
  6. Coloc o animal dentro de uma gaiola limpa em uma sala de recuperação para 24 − 48 h antes de mover o animal a sua gaiola Home. Casa cada animal implantado individualmente.
    Nota: porque os saguões tendem a escalar as paredes da gaiola, use uma gaiola com paredes lisas ou cubra as paredes da gaiola com uma superfície lisa para impedir que o animal caia.
  7. Na primeira hora após a cirurgia, observe o animal para observar sinais de angústia ou contato de cabeça descoordenada contra o lado da gaiola.
  8. Administrar antibióticos (por exemplo, enrofloxacina 5 mg/kg, por via subcutânea, uma vez por dia durante 5 − 7 dias), analgésicos (por exemplo, tramadol oral 1 mg/kg, a cada 8 h por 3 − 5 dias) e anti-inflamatórios (por exemplo, dexametasona 0,5 − 1,5 mg/kg, por via subcutânea, uma vez por dia durante 1 − 3 dias) .
    Nota: após uma cirurgia bem sucedida, os animais serão totalmente recuperados dentro de 3 − 5 dias.

5. gravações eletrofisiológicas crônicas em saguis de comportamento livre

  1. Inicie as sessões de gravação eletrofisiológica pelo menos 1 semana após a cirurgia.
    Nota: habituar os animais ao pesquisador e aos ambientes experimentais antes de iniciar todos os procedimentos experimentais durante pelo menos 1 mês.
  2. No início de cada sessão, anestesiam levemente o animal utilizando isoflurano (1 − 5 L/min, 1% O2).
    Observação: siga as diretrizes da instituição relevantes sobre a sedação de pequenos primatas. Se as sessões de gravação forem muito frequentes, habituar os animais a serem manuseados para que os cabos possam ser conectados sem anestesia.
  3. Conecte os arrays do eletrodo a um sistema de gravação neural comercial.
  4. Coloque o animal dentro da câmara experimental.
    Nota: a câmara experimental utilizada aqui é uma caixa de acrílico cúbico (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) projetada para avaliar a quantidade e o padrão de atividade motora espontânea26,27.
  5. Aguarde 30 minutos antes de iniciar as gravações para garantir que o animal está totalmente recuperado da anestesia.
    Nota: o isoflurano tem uma ação rápida do início e do offset que permita a sedação rápida e o despertar28. Uma vez que o fornecimento de isoflurano é desligado, o animal começará a acordar. O animal está acordado quando permanece na posição vertical e pode deambular livremente na câmara experimental sem cair. Isso leva menos de 15 min. Para garantir a ausência de quaisquer efeitos sedativos, iniciar as gravações 30 min após a interrupção do isoflurano.
  6. Confirme a posição dos implantes da disposição do microelétrodo pós-morte pela coloração de NISSL após a fixação e seccionamento do tecido29.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

A finalidade deste estudo era descrever um procedimento Neurosurgical Stereotaxic para a implantação de matrizes do microelétrodo para gravações eletrofisiológicos no marmoset comum. Uma cirurgia típica (da indução anestésica à recuperação da anestesia) durará aproximadamente 5 − 7 h, dependendo do número de matrizes implantadas. Aqui, duas matrizes foram implantadas simetricamente, uma em cada hemisfério cerebral. Cada matriz continha 32 microfios de aço inoxidável dispostos em sete feixes visando várias estruturas do c...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Este trabalho fornece uma descrição detalhada dos procedimentos envolvidos na implantação de matrizes de gravação de microeletrodos no cérebro de marmoset. Este mesmo protocolo pode ser prontamente utilizado na implantação de eletrodos, sejam eles caseiros ou comercialmente disponíveis, em outros pequenos primatas. Adicionalmente, pode facilmente ser adaptado para outras extremidades experimentais que exigem a segmentação precisa de estruturas do cérebro. Portanto, este protocolo é propositadamente vago em relação às coo...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer a Bernardo Luiz pela assistência técnica com a filmagem e edição. Este trabalho foi apoiado pelo Instituto Santos Dumont (ISD), pelo Ministério da educação (MEC) e pela coordenação de aperfeiçoamento de pessoal de nível superior (CAPES).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Equipamentos
683 Ventilador para Pequenos AnimaisHarvard Apparatus, Inc.55-0000
Conjunto de AnestesiaBRASMEDCOLIBRI
Barber ClippersMundialHC-SERIES
Broca OdontológicaNorgenB07-201-M1KG
Almofada de Aquecimento Homeotérmico e MonitorHarvard Apparatus, Inc.50-7212
Marmoset Quadro EstereotáxicoNarishige Laboratório de Instrumentos CientíficosSR-6C-HT
Monitor de Pacientes e Oxímetro de PulsoBionet Co., LtdBM3
Micromanipulador EstereotáxicoNarishige Laboratório de Instrumentos CientíficosSM-15R
Microscópio CirúrgicoOptoSM PLUS IBZ
Instruments
Allis pinça de tecidoSklar36-2275
Afastador de Alm, ponta arredondada, 4x4 dentesRhosseRH11078
Pinça McPherson AngularOftalmologiabr11301A
Tesoura Cirúrgica CurvaHarvard Apparatus, Inc.72-8422
Fórceps de tecido curvoSklar47-1186
Pinça de dissecção delicadaWPIWP5015
Broca odontológicaMicrodontISO.806.314.001.524.010
Essring Tissue PinçaSklar19-2460
FG 1/4 Broca odontológicaMicrodontISO.700.314.001.006.005
Porta-agulhas HalseyWPI15926-G
Pinça Halstead MosquitoWPI503724-12
Pinça Hemostática, Sklar Reta17-1260
Pinça JewlerSklar66-7436
Microtesoura Opttálmica McPherson-Vannas, ponta de 3 mmArgos InstrumentalARGOS-4004
Pereosteal RaspatórioGolgran38-1
Cabo de Couro CabeludoHarvard Apparatus, Inc.72-8354
Chaves de FendaEurotoolSCR-830.00
Ferro SoderingHikari21K006
Tesoura CirúrgicaHarvard Apparatus, Inc.72-8400
Pinça dentadaWPI501266-G
Descartáveis/Descartável
Seringa estéril de 1 ml com agulha de 26 GDescarpack7898283812785
campo cirúrgico de 130 cm x 140 cm, pré-esterilizadoProtDesc7898467276344
Agulha 24G, pré-esterilizadaDescarpack7898283812846
campo cirúrgico de 50 cm x 50 cm, sondas110100236Esterili-med
pré-esterilizadas, pré-esterilizadasJiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD23007
Matrizde 7898095296063Higie Topp
de
Tubo endotraqueal sem braçadeira, diâmetro interno 2,0 mm, diâmetro externo 2,9 mmSolidor7898913077201
Fio de cobre estanhado, 0,15 mm de diâmetro
M1,4x3 Parafusos de aço inoxidávelUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
Fita MédicaMissner7896544910102
Suturas cirúrgicas de nylonShalonN540CTI25
Lâmina de couro cabeludo, pré-esterilizadaAdvantiVe1037
soldaKesterSN63PB37
Solução salina estéril 0,9%Isofarma7898361700041
Luvas cirúrgicas estéreisMaxitex7898949349051
Bata cirúrgica estérilProtDesc7898467281208
gaze cirúrgica, 15 cm x 26 cm pré-esterilizadoHé ika7898488470315
GelfoamPfizer
Drugs/Chemicals
0.25mg/ml AtropineIsofarma
10% Lidocaine SprayProdutos Quí micos Farmacê uticos Ltda.
2,5% Enrofloxacino antibiótico veterinárioChemitec0137-02
Dexametasona Veterinária Anti-inflamatórioMSDR06177091A-00-15
Peróxido de hidrogênioFarmax7896902211537
IsoflouraneBioChimico7897406113068
Jet Soluçãode polimerização acrílicaArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Jet Auto Polimerização AcrílicoArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Cetamina 10%Syntec
Lidocaína e Fenilepfrina 1,8 ml anestésico localSS Solução de
Farmax7896902234093
Riohex 2% sabonete cirúrgicoRioquí mica7897780209418
Silver PaintSPI Supplies05002-AB
Cloreto de tramadol 50 mg/mlUniã o Quí mica7896006245452
Gel refrescante (ácido poliacrílico)Allergan
de ponta de algodão de eletrodos Qutips com ponta algodão7896676405644 iodo-povidona 7892525041049 branca

Referências

  1. Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
  2. Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
  3. Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
  4. Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
  5. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  6. Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
  7. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  8. Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894(2015).
  9. Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
  10. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  11. Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
  12. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  13. Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf (2014).
  14. MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
  15. Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
  16. Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
  17. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
  18. Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
  19. Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
  20. Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
  21. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  22. Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
  23. Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
  24. Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
  25. Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  26. Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
  27. Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
  28. Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
  29. Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).
  30. Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).
  31. Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
  32. Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
  33. Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).
  34. Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).
  35. Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
  36. Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
  37. Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
  38. Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
  39. Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
  40. Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
  41. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Implante de Matriz de MicroeletrodosRegistro Eletrofisiol gicoConstru o de Capuz CranianoProcedimento de CraniotomiaRemo o da Dura m terAplica o de Acr lico Odontol gicoCuidados P s operat rios

Artigos relacionados