Artigo de método

Quantificando corticolous artrópodes usando armadilhas pegajosas

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DOI:

10.3791/60320

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19 de janeiro de 2020

 ,  , 
1Cooperative Wildlife Research Laboratory, Center for Ecology, Department of Zoology, Southern Illinois University, 2Montana Cooperative Research Unit, University of Montana

Autores correspondentes: Michael W. Eichholz <eichholz@siu.edu>

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Descrevemos uma abordagem semi-quantitativa de medir características das comunidades artrópodes corticolous (corifitas). Colocamos armadilhas pegajosas fabricadas comercialmente em boles de árvores para estimar abundância, comprimento total (um substituto para biomassa), riqueza e diversidade de Shannon para comparação entre espécies de árvores.

Resumo

Artrópodes terrestres desempenham um papel importante em nosso ambiente. Quantificar artrópodes de uma forma que permite um índice preciso ou estimativa de densidade requer um método com alta probabilidade de detecção e uma área de amostragem consistente. Usamos armadilhas pegajosas fabricadas para comparar abundância, comprimento total (um substituto para biomassa), riqueza e shannon diversidade de artrópodes corticolous entre os boles de 5 espécies de árvores. A eficácia deste método foi adequada para detectar a variação nos artrópodes corticolous entre espécies de árvores e fornecer um erro padrão da média que foi <20% da média para todas as estimativas com tamanhos de amostra de 7 a 15 árvores individuais de cada espécie. Nossos resultados indicam, mesmo com esses tamanhos moderados de amostra, o nível de precisão das métricas da comunidade artrópode produzida com essa abordagem é adequado para abordar a maioria das questões ecológicas sobre variação temporal e espacial nos artrópodes corticolous. Os resultados deste método diferem de outras abordagens quantitativas, como knockdown químico, inspeção visual e armadilhas de funil, na medida em que fornecem uma indicação da atividade de artrópodes corticolous a longo prazo, melhor, incluindo bole temporário moradores, arrópodes voadores que pousam temporariamente na bole de árvores e artrópodes rastejando que usam a bole de árvore como uma rota de viagem do solo para uma folhagem florestal mais elevada. Além disso, acreditamos que as armadilhas pegajosas fabricadas comercialmente fornecem estimativas mais precisas e são logisticamente mais simples do que o método previamente descrito de aplicar diretamente um material pegajoso à casca de árvore ou aplicar um material pegajoso à fita ou a outro tipo de apoio e aplicação que a casca da árvore.

Introdução

Artrópodes terrestres desempenham um papel importante em nosso ambiente. Além de serem de interesse científico por direito próprio, os artrópodes podem ser prejudiciais e benéficos para outros níveis tróficos (ou seja, culturas, plantas hortícolas, vegetação nativa e alimentopara organismos insetívoros1,2,3,4). Assim, compreender os fatores que influenciam o desenvolvimento e a abundância da comunidade artrópode é fundamental para os agricultores5,gestores de controle de pragas6,silvicultores4,biólogos vegetais7,entomologistas8,e ecologistas da vida selvagem e conservação que estudam a dinâmica da comunidade e gerenciam organismos insetívoros9. As comunidades de artrópodes variam na composição e abundância de espécies, tanto temporal quanto espacialmente em uma variedade de paisagens ecológicas, incluindo comunidades vegetais, espécies de plantas e em várias regiões de plantas individuais. Por exemplo, estudos têm demonstrado diferenças significativas nas métricas da comunidade de artrópodes entre as raízes, bole e caules, e folhagem, dentro da mesma árvore individual10,11. Estes resultados não são surpreendentes, considerando que diferentes partes da mesma planta, por exemplo, folhas versus cascas de uma árvore, fornecem diferentes recursos para os quais os artrópodes se adaptaram para explorar. Assim, cada parte da planta pode suportar uma comunidade diferente do artrópode. Como os artrópodes que habitam folhagens podem ter um impacto socioeconômico e ambiental tão grande, esforços substanciais foram gastos para medir as métricas da comunidade usando abordagens qualitativas e quantitativas12. Alternativamente, muito menos esforço foi gasto para desenvolver abordagens de comunidades de artrópodes quantificantes corticolous (moradia em casca).

Como as comunidades de artrópodes que vivem na folhagem, as comunidades de artrópodes corticolous podem ser importantes do ponto de vista socioeconômico e ambiental. Algumas doenças florestais que são causadas ou facilitadas por artrópodes corticolous podem ser prejudiciais à colheita de madeira economicamente viável4. Além disso, os artrópodes corticolous podem ser um componente importante da cadeia alimentar nas comunidades florestais13,14. Por exemplo, os artrópodes da silvicultura são a principal fonte de alimento para muitos pássaros cantos de casca insetívora15,16. Assim, compreender os fatores que influenciam as comunidades de artrópodes corticolous é de interesse para os silvicultores e ecologistas básicos e aplicados.

Compreender fatores que influenciam a composição e abundância da comunidade artrópode muitas vezes requer a captura de indivíduos. As técnicas de captura geralmente podem ser categorizadas em técnicas qualitativas que detectam apenas a presença de uma espécie para estimativas de faixa de espécies, riqueza e diversidade17,ou técnicas semi-quantitativas e quantitativas que permitem um índice ou estimativa de abundância e densidade de indivíduos dentro de um grupo taxonômico18,19. Técnicas semi-quantitativas e quantitativas permitem que os pesquisadores estimem ou pelo menos amostram consistentemente uma área de amostra especificada e estimem que a probabilidade de detecção ou assuma a probabilidade de detecção não é direcional e adequada para não obscurecer a capacidade do pesquisador de detectar variação espacial ou temporal na abundância. Técnicas semi-quantitativas e quantitativas para quantificar artrópodes corticolous incluem sucção ou amostragem a vácuo de uma área específica20,21,22, contagem sistemática de artrópodes visíveis18,23, armadilhas pegajosas24, vários funil ou pote-tipo armadilhas8,25, e entrada ou buracos emergentes26,27.

Acredita-se que uma série de fatores espaciais e temporais levem à variação nas comunidades corticolous artrópodes11,14,28,29. Por exemplo, a textura da casca de árvore é pensada para influenciar a estrutura da comunidade de artrópodes que habitam árvores14. Por causa da área de superfície mais diversa dos troncos das árvores com uma casca mais sulcada, as árvores com uma casca mais sulcada são pensadas para suportar uma diversidade e uma abundância maiores dos artrópodes14.

Com este artigo, relatamos uma nova abordagem semi-quantitativa de enumeração de artrópodes corticolous que poderiam ser usados para descrever e testar hipóteses sobre a variação nas comunidades de artrópodes corticolous ao longo do tempo e do espaço com precisão adequada para detectar diferenças entre as espécies de árvores. Usando armadilhas pegajosas presas aos troncos das árvores, comparamos a abundância, comprimento total (um substituto para a massa corporal), riqueza e diversidade da comunidade de artrópodes na bole de carvalho branco (Quercus alba), nogueira de porco (Carya glabra), sugar maple (Acer sacharum), faia americana (Fagus grandifolia), e tulipa poplar (Liriodend tulipifera), árvores que variam em textura.

Este estudo foi realizado nas seções ecológicas de Ozark e Shawnee Hills da Shawnee National Forest (SNF) no sudoeste de Illinois. Durante julho de 2015, identificamos 18 (9 dominados por carvalho/nogueira e 9 dominados por locais de faia/bordo) com o mapa de cobertura do usfs para o SNF (allveg2008.shp) em ArcGIS 10.1.1. Nos sítios xéricos, as espécies dominantes eram nogueira de porco e carvalho branco e em locais mesic, as espécies dominantes eram faia americana, bordo de açúcar e choupo de tulipa. Para comparar a comunidade de artrópodes bole entre espécies de árvores, em cada local de coleta de dados, identificamos os três dos cinco (carvalho branco, nogueira de porco, bordo de açúcar, faia americana e choupo de tulipa) árvores focais >17 cm de diâmetro na altura do peito (d.b.h.) mais próximo sonde ao centro de um círculo radial de 10 m. Se menos de três árvores apropriadas estivessem atuais, o círculo foi expandido e a árvore a mais próxima que cabe os critérios foi selecionada. Para cada árvore escolhida, instalamos quatro armadilhas pegajosas na altura do peito, uma voltada para cada direção cardeal: norte, sul, leste e oeste.

Nós coletamos dados do artrópode dos boles de 54 árvores individuais (12 hickories do porco, 15 carvalhos brancos, 8 faias americanas, 12 bordos do açúcar, e 7 choupos do tulip) entre os 18 locais. Nós agrupamos artrópodes de acordo com uma classificação simplificada da guilda por características morfológicas diagnósticas indicativas de ordens intimamente relacionadas a partir de registros filogenéticos atuais, semelhantes aos de "unidades taxonômicas operacionais"30,31 (Apêndice A). Com base nessa classificação, capturamos representantes de 26 guildas em nossas armadilhas que estavam cada um no lugar por 9 dias(Apêndice A). Como nosso estudo se concentrou em interações tróficas entre espécies de árvores, artrópodes corticolous e aves com casca-resfriando, removemos todos os artrópodes menores que 3 mm da análise porque sua importância como recurso alimentar é mínima para aves que resfriam a casca. Usamos um modelo misto que incluía o comprimento do artrópode (substituto da massa corporal), abundância, diversidade de Shannon e riqueza como variável dependente, espécies de árvores e esforço (proporção de árvore coberta com armadilhas) como variáveis fixas e local como uma variável aleatória. Como todas as armadilhas de uma única árvore foram combinadas como uma amostra, árvores individuais não foram incluídas como uma variável aleatória.

Protocolo

1. Colocação de uma armadilha na árvore

  1. Medir o diâmetro de uma árvore na altura do peito. Na altura do peito em cada direção cardeal, para uma área do tamanho da armadilha pegajosa pré-fabricada (placa de cola), use uma máquina de barbear de casca para remover a casca até que uma área do tamanho da armadilha pegajosa seja lisa o suficiente para grampear a armadilha pegajosa na árvore para que não haja espaço para os artrópodes rastejarem a armadilha. Rotular a parte de trás da armadilha usando um marcador permanente de cor escura com a data, número de armadilha, localização e outras informações pertinentes.
    1. Para prender artrópodes, ou (a) captura arthropods voadores e rastejantes, abrindo e removendo os lados e a tampa da armadilha pegajosa cortando o cartão ao longo da borda do material pegajoso, (b) ou exclui os artrópodes voadores de pousar diretamente na armadilha , abrindo a armadilha como dirigido na caixa.
  2. Coloque uma armadilha em cada local anteriormente raspado para que as aberturas sejam orientadas verticalmente (uma abertura virada para cima, a outra abertura virada para baixo) para maximizar a captura de artrópodes rastejando para cima e para baixo nas boles de árvores. Para armadilhas com os topos removidos para capturar arrópodes voadores e rastejantes, as armadilhas de orientação para que o fim que foi a abertura antes da remoção da tampa de papelão é orientada verticalmente, para manter a consistência de armadilhas.
  3. Armadilhas do grampo à árvore coloc um grampo em cada canto e em um grampo na parte inferior e na parte superior center do centro da armadilha. Comece a grampear no canto inferior direito, depois no centro inferior, no canto superior direito, no centro superior direito, no canto inferior esquerdo e, finalmente, no canto superior esquerdo. Tenha cuidado para garantir que toda a parte inferior e superior das armadilhas são liberados contra a árvore para minimizar artrópodes rastejando a armadilha.
  4. Deixe as armadilhas no lugar para a quantidade desejada de tempo. Certifique-se de que todas as armadilhas são deixadas no lugar a mesma quantidade de tempo.
    NOTA: Em áreas onde os artrópodes são extremamente abundantes, por exemplo, durante surtos de mariposas, as armadilhas podem ficar saturadas dentro de uma hora ou dias. Nestas circunstâncias, as armadilhas precisarão de ser substituídas regularmente antes de ser saturadas para manter a probabilidade constante da captação.

2. Remover a armadilha da árvore

  1. Após a quantidade desejada de captura de tempo, cubra toda a armadilha, exceto para os grampos, com filme de celulose polimérica (por exemplo, celofane).
    NOTA: Colocar o filme nas armadilhas antes da remoção reduzirá a probabilidade de perturbar os artrópodes presos.
  2. Retire cada armadilha, tomando uma grande chave de fenda plana e erguer cada grampo parcialmente da árvore, adequado para facilitar o aperto dos grampos usando alicates de nariz de agulha. Tome o alicate grande do nariz da agulha ou uma ferramenta agarrando similar e puxe os grampos da árvore.
  3. Coloque as armadilhas em uma caixa rígida de algum tipo para o transporte para um laboratório para análise. Se as armadilhas devem ser armazenadas por mais de 12 h, armazenar armadilhas em um freezer para preservar o conteúdo.

3. Análise laboratorial

  1. Usando um escopo de dissecação, examine o conteúdo de uma armadilha registrando o número de indivíduos ao nível taxonômico desejado.
  2. Use artrópodes classificados para estimar riqueza (número total de grupos taxonômicos), índices de diversidade ou abundância (artrópodes totais). Se a biomassa estimada for um resultado desejado, medir o comprimento e a largura dos artrópodes ao mm mais próximo e usar comprimento/largura publicados, regressões de biomassa para estimar biomassa32,33,34.
  3. Subtraia a largura total das 4 armadilhas do diâmetro na altura do peito para que cada árvore estime o esforço da cinarmadilha (proporção da árvore coberta pelas armadilhas) para cada árvore.
  4. Como amostras de múltiplas armadilhas na mesma árvore não são independentes, ou amostras de soma da mesma árvore ou incluem árvore individual como uma variável aleatória em toda a análise para evitar a pseudo-replicação.

Resultados

Com base nos resultados do modelo misto, o modelo que incluiu espécies de árvores melhor explicou a variação no comprimento total do artrópode, abundância e diversidade, nenhuma das variáveis independentes explicou uma variação substancial na riqueza, embora os modelos que incluíam o esforço de captura de espécies de árvores fossem competitivos com o modelo nulo(Tabela 1). Além disso, a proporção da árvore presa parece não ter influência sobre a abundância, comprimento total e diversidade de Shannon, com apenas influência mínima sobre a riqueza (Tabela 1). O erro padrão da média (SEM) para o comprimento total do artrópode variou de 4% da média no álamo do tulip a 17% no bordo do açúcar(tabela 2). A abundância apresentou níveis semelhantes de variação dentro de espécies onde o SEM foi de 7% da média no álamo de tulipas e 18% em maple de açúcar(Tabela 2). Por outro lado, a variabilidade na riqueza e diversidade de artrópodes foi muito menor dentro de espécies de árvores em que o SEM de riqueza variou de 4% da média para a nogueira de nozes a 9% da média na faia americana, enquanto a diversidade variou de 4% da média na faia americana a 7% da média em tulipa poplar.

Variável dependenteModeloKAIC AICΔaIC ΔaIC
RiquezaNull2210.560
Espécies de árvores7211.691.13
Esforço3211.931.37
Comprimento total do corpoEspécies de árvores7719.690
Null2727.007.31
Esforço3728.969.27
AbundânciaEspécies de árvores7495.550
Null2501.045.48
Esforço3503.047.48
DiversidadeEspécies de árvores728.780
Null237.318.52
Esforço338.729.93

Tabela 1: Resultados do modelo. Resultados de uma análise mista do modelo de cvárioce (ANCOVA) com riqueza corticolous arthropod, comprimento total do corpo, abundância, ou shannon diversidade como a variável dependente, espécies de árvores e proporção de árvore coberta por armadilhas (esforço) como as variáveis fixas independentes, e local individual como a variável aleatória independente. K = número de parâmetros de modelo, AIC = critério de informação estimado de Akaike, e ΔAIC = a diferença nos pontos AIC formam o modelo para o modelo mais parcimonioso.

Espécies de árvoresRiquezaComprimento totalShannon diversidadeAbundância
XSE SE SE% de
média		XSE SE SE% de
média		XSE SE SE% de
média		XSE SE SE% de
média
Sugar maple (N = 12)8.330.597%365.2063.6917%1.590.096%45.458.1518%
Hickory pignut (N = 12)7.830.304%573.9081.5814%1.240.076%70.0910.1014%
Tulipa Álamo (N = 7)8.750.496%195.357.094%1.730.127%25.671.877%
Praia americana (N = 8)8.290.819%349.9138.4511%1.530.064%47.005.3211%
Carvalho Branco (N = 15)9.070.424%407.3840.1610%1.640.095%50.575.2610%

Tabela 2: Estimativas de parâmetros do modelo mais parcimonioso da Tabela 1. A média (X), SEM, e porcentagem de SEM para cada métrica da comunidade de artrópodes corticolous capturados em 5 espécies de árvores usando armadilhas pegajosas fabricadas comercialmente na Floresta Nacional Shawnee, no sul de Illinois.

Discussão

Embora técnicas alternativas, como redes de sucção ou varredura, tenham sido usadas, as tentativas mais publicadas anteriormente de quantificar artrópodes em boles de árvores usaram alguma versão de arrópodes quantificantes inspecionando visualmente boles de árvores no campo, usando pesticidas químicos para matar artrópodes em uma área especificada, em seguida, quantificando os artrópodes recuperados, ou colocando armadilhas de funil ou uma substância pegajosa diretamente na árvore19,23,25,35, 36. Cada uma dessas abordagens têm benefícios e deficiências.

Com knockdown químico, um pesticida é pulverizado sobre uma área pré-definida e artrópodes estão autorizados a cair em um pano de gota como eles morrem, onde são então coletados e quantificados19. Alternativamente, com localização visual, artrópodes vivos estão localizados na área predefinida e coletados à mão para quantificação posterior23. Ambos os métodos são instantâneos em relação ao nosso método, portanto, fornecer uma estimativa mais quantificável de área amostrada para uso na estimativa de densidade. Um outro atributo ao knockdown químico assim como a inspeção visual é, porque é um tanto instantaneous, a estimativa é limitada ao tempo em que o exame foi conduzido. Como só amostras de artrópodes presentes no momento da amostragem, este método fornece uma estimativa precisa do tamanho da área amostrada, facilitando uma estimativa de densidade. Essas abordagens, no entanto, muitas vezes desconsideram a variação na população de artrópodes não residentes, artrópodes que habitam temporariamente os boles de árvores, como artrópodes voadores ou artrópodes que usam a superfície de boles de árvores como rotas de viagem do solo para maior folhagem florestal. Porque muitos dos artrópodes que influenciam outros níveis tróficos usam casca por curtos períodos como residência a tempo parcial, amostras quase instantâneas da observação visual e método de knockdown químico provavelmente não irá descrever adequadamente todo o terno de artrópodes que usam casca de árvore como um substrato8,35,36.

Para melhor retratar a comunidade corticolous artrópodes que ocorre durante períodos mais longos, métodos de longo prazo, como funil e armadilhas pegajosas foram desenvolvidos25,26,27,29,30,31,35,36. As armadilhas do funil são unidas aos boles da árvore e são projetadas canalizar artrópodes em frascos do preservativo, assim são benéficas que podem ser usadas por longos períodos de tempo (semanas a potencial meses) ao ainda preservar os artrópodes. A limitação dessas armadilhas é a sua capacidade limitada de prender artrópodes voadores que pousam nos boles de árvores. Alternativamente, as armadilhas pegajosas são eficazes em capturar arthropods rastejando e voando.

Com as armadilhas pegajosas originais, um material pegajoso foi colocado diretamente na árvore para prender arrópodes rastejando e voando sobre um tempo predeterminado37. Embora essa abordagem tenha sido eficaz na captura de arrópodes rastejantes e voadores, é difícil espalhar exatamente a mesma quantidade de material para cada armadilha, mantendo assim uma área de amostragem consistente e artrópodes presos têm de ser identificados e quantificados no campo muitas vezes menos do que as condições meteorológicas ideais, potencialmente levando a uma variação adicional nas estimativas devido à identificação incorreta ou má identificação. Uma melhoria foi oferecida por Collins et al.36 quando eles espalharam o material pegajoso na fita, então, depois de prender por um período de tempo predeterminado, cobriram a fita com celofane e removeram a fita para que a identificação e a quantificação de artrópodes pudessem ser conduzidas mais tarde no laboratório, onde as condições eram muito mais apropriadas para a atividade. Quando este método for uma melhoria sobre os métodos previamente descritos, é ainda desarrumado, e ainda difícil espalhar consistentemente a mesma quantidade de material pegajoso em cada armadilha. Como uma melhoria a este método, nós propomos usar armadilhas pegajosas comercialmente manufaturadas para endereçar ambas estas deficiências.

Armadilhas pegajosas produzidas comercialmente têm sido usadas para prender artrópodes voadores sobre a água38,em várias elevações da vegetação vascular39,e na folhagem de árvores40,mas ao nosso conhecimento não têm sido usados para provar artrópodes na casca de árvore. As armadilhas pegajosas comercialmente produzidas fornecem uma melhoria sobre aproximações previamente usadas que o material pegajoso é aderido ao revestimento protetor do cartão na fábrica e porque são manufaturados comercialmente, a área de superfície do material é muito consistente. Além disso, as armadilhas podem ser colocadas sobre as árvores com a armadilha intacta, impedindo que artrópodes voadores pousando diretamente na armadilha, como foi feito em nosso estudo, ou a tampa de papelão poderia ser removida para que a armadilha esteja pegando arrópodes rastejantes e artrópodes voadores pousando diretamente na armadilha. Além disso, as armadilhas são facilmente removidas da árvore, cobertas com celofane e transportadas para o laboratório, onde podem ser armazenadas em um freezer e quantificadas em uma data posterior. A construção rígida de papelão da armadilha também facilita a visualização das armadilhas em laboratório um microscópio de dissecação que permite uma identificação mais precisa, quantificação e medições de artrópodes, reduzindo alguns dos erros de detecção que provavelmente ocorreriam ao realizar essa atividade no campo. Finalmente, o material pegajoso em árvores pode tornar-se saturado, reduzindo a habilidade da armadilha de capturar artrópodes41. O método que descrevemos permite que os pesquisadores substituam facilmente as armadilhas pegajosas para manter a eficácia, permitindo o monitoramento a longo prazo de árvores individuais.

Como demonstrado por nossos resultados, essa abordagem parece fornecer precisão adequada para abordar a maioria das questões ecológicas ou ambientais em relação à variação nas comunidades de artrópodes corticolous. A detecção de artrópodes de armadilhas pegajosas usadas para quantificar artrópodes corticolous com este método foi adequadamente precisa para fornecer um SEM que era <20% da média para todas as métricas da comunidade usadas neste estudo. Este nível de precisão foi alcançado com um tamanho razoável da amostra de somente 7 a 15 árvores individuais. Com esse nível de precisão e tamanhos moderados de amostras, detectamos diferenças no comprimento total (um substituto para biomassa), abundância total, riqueza total e diversidade de Shannon entre espécies de árvores. Não partificamos a variação entre erro de medição (variação associada à variação na proporção de área aprisionada entre armadilhas ou variação na probabilidade de detecção) e variação entre árvores individuais dentro de uma espécie de árvore, no entanto, esses resultados indicar claramente que este método tem probabilidade de detecção adequada para evitar que o erro de medição obspor resultados a questões ecológicas ou ambientais importantes.

Descrevemos esse método como sendo semiquantitativo porque, embora acreditemos que nossa probabilidade de detecção seja alta e forneça precisão adequada para abordar a maioria das questões ecológicas, não temos como estimar a probabilidade de detecção. Assim, não temos como estimar possíveis vieses negativos associados às nossas estimativas de pontos. Além disso, um método totalmente quantitativo que poderia ser usado para estimar a abundância ou densidade geral, requer uma estimativa precisa da área de amostragem42. Ao contrário da inspeção visual ou métodos químicos knockdown, a área de amostragem com armadilhas funil e com este método é incerto porque não é instantânea, as armadilhas são colocadas na árvore por uma quantidade predeterminada de tempo e artrópodes indo sobre suas atividades normais estão presos quando cruzam a superfície das armadilhas pegajosas. Assim, o tamanho da área que está sendo prendida é dependente do nível de atividade dos artrópodes. O nível de atividade do artrópode varia com a hora do dia, por estação, por espécie, ou pelo indivíduo8. Como o nível de atividade do artrópode varia, a área de amostragem variará com base no nível de atividade. Será importante para os pesquisadores considerar como o nível de atividade influencia a inferência dos resultados ao usar este e o método de armadilha de funil. Nós discutimos, entretanto, nem os métodos que fornecem uma estimativa mais exata da área de amostragem porque são mais instantâneos nem os métodos que fornecem uma estimativa menos exata da área de amostragem mas uma descrição melhor da comunidade do artrópode sobre o tempo são melhores. Em vez disso, os dois tipos de métodos abordam questões diferentes. Os métodos químicos de knockdown e inspeção visual descrevem a comunidade durante um ponto muito específico no tempo, enquanto o funil e os métodos de armadilha pegajosa descrevem a comunidade durante um período de horas ou dias, dependendo de quanto tempo as armadilhas são deixadas no lugar. Acreditamos, no entanto, quando os pesquisadores estão interessados em identificar e descrever a variação espacial e temporal das comunidades corticolous artrópodes utilizando a superfície da casca durante um tempo substancial (dias a semanas), o método descrito aqui é a abordagem mais conveniente e precisa.

Finalmente, o principal objetivo do nosso estudo original era entender melhor como a mesoficação das florestas caducifóicas do sudeste é susceptível de impactar aves e mamíferos insetívoros que habitam florestas, assim, combinamos artrópodes em guildas43. Não vemos nenhuma razão, no entanto, por que essas técnicas de captura não poderiam ser usadas para quantificar artrópodes na espécie ou em qualquer outro nível taxonômico.

Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer ao Serviço Florestal do Departamento de Agricultura dos EUA pelo financiamento deste projeto por meio do Acordo USFS 13-CS-11090800-022. O apoio ao ECZ foi fornecido pelo NSF-DBI-1263050. O ECZ auxiliou no desenvolvimento do conceito de pesquisa, coletou todos os dados de campo, realizou análise laboratorial e produziu o manuscrito original. O MWE auxiliou no desenvolvimento do conceito de pesquisa e do projeto do estudo, auxiliou na direção da coleta de dados de campo e análise laboratorial e editou fortemente o manuscrito. Kps assistido com o projeto do estudo, dirigiu o campo e trabalho de laboratório, assistido com a análise de dados, e analisou o manuscrito.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Máquina de barbear de casca de tração reta, 8 "Timber TuffTMB-08DS
PRO SERIES Bulk Mouse & Placas de cola para insetosCatchmaster#60m
pistola de gramposStanleyTR45D

Referências

  1. Vitousek, P. M., D'Antonio, C. M., Loope, L. L., Westbrooks, R. Biological invasions as global environmental change. American Scientist. 84, 468-478 (1996).
  2. Pimentel, D., Lach, L., Zuniga, R., Morrison, D. Environmental and Economic Costs of Nonindigenous Species in the United States. BioScience. 50 (1), 53-65 (2000).
  3. Boyd, I. L., Freer-Smith, P. H., Gilligan, C. A., Godfray, H. C. J. The consequence of tree pests and diseases for ecosystem services. Science. 342, 1235773(2013).
  4. Mercader, R. J., McCullough, D. G., Bedford, J. M. A comparison of girdled ash detection trees and baited artificial traps for Agrilus planipennis (Coleoptera: Buprestidae) detection. Environmental Entomology. 42, 1027-1039 (2013).
  5. Childers, C. C., Ueckermann, E. A. Non-phytoseiid Mesostigmata within citrus orchards in Florida: species distribution, relative and seasonal abundance within trees, associated vines and ground cover plants and additional collection records of mites in citrus orchards. Experimental and Applied Acarology. 65, 331-357 (2015).
  6. Miller, J. D., Lindsay, B. E. Influences on individual initiative to use gypsy moth control in New Hampshire, USA. Environmental Management. 17, 765-772 (1993).
  7. Eisenhauer, N., et al. Soil arthropods beneficially rather than detrimentally impact plant performance in experimental grassland systems of different diversity. Soil Biology & Biochemistry. 42, 1418-1424 (2010).
  8. Moeed, A., Meads, M. J. Invertebrate fauna for four tree species in Orongorongo Valley, New Zealand, as revealed by trunk traps. New Zealand Journal of Ecology. 6, 39-53 (1983).
  9. Sierzega, K., Eichholz, M. W. Understanding the potential biological impacts of modifying disturbance regimes in deciduous forests. Oecologia. 189, 267-277 (2019).
  10. Fritz, Ö Vertical distribution of epiphytic bryophytes and lichens emphasizes the importance of old beeches in conservation. Biodiversity and Conservation. 18, 289-304 (2009).
  11. Ulyshen, M. D. Arthropod vertical stratification in temperate deciduous forests: Implications for conservation-oriented management. Forest Ecology and Management. 261, 1479-1489 (2011).
  12. Swart, R. C., Pryke, J. S., Roets, F. Optimising the sampling of foliage arthropods from scrubland vegetation for biodiversity studies. African Entomology. 25 (1), 164-174 (2017).
  13. Andre, H. M. Associations between corticolous microarthropod communities and epiphytic cover on bark. Holarctic Ecology. 8, 113-119 (1985).
  14. Nicolai, V. The bark of trees: thermal properties, microclimate and fauna. Oecologia. 69, 148-160 (1986).
  15. Beal, F. E. L. Food of the woodpeckers of the United States (No. 37). U.S. Department of Agriculture, Biological Survey. , Washington, D.C. (1911).
  16. Williams, J. B., Batzli, G. O. Winter Diet of a Bark-Foraging Guild of Birds. The Wilson Bulletin. 91, 126-131 (1979).
  17. Allison, J. D., Richard, A. R. The Impact of Trap Type and Design Features on Survey and Detection of Bark and Woodboring Beetles and Their Associates: A Review and Meta-Analysis. Annual Review of Entomology. 62, 127-146 (2017).
  18. Hooper, R. G. Arthropod biomass in winter and the age of longleaf pines. Forest Ecology and Management. 82, 115-131 (1996).
  19. Proctor, H. C., et al. Are tree trunks habitats or highways? A comparison of oribatid miteassemblages from hoop-pine bark and litter. Australian Journal of Entomology. 41, 294-299 (2002).
  20. Dietrick, E. J. An improved backpack motor fan for suction sampling of insect populations. Journal of Economic Entomology. 54, 394-395 (1961).
  21. Stewart, A. J. A., Wright, A. F. A new inexpensive suction apparatus for sampling arthropods in grasslands. Ecological Entomology. 20, 98-102 (1995).
  22. Jäntti, A., et al. Prey depletion by the foraging of the Eurasian treecreeper, Certhia familiaris, on tree-trunk arthropods. Oecologia. 128, 488-491 (2001).
  23. Prinzing, A. J. Use of Shifting Microclimatic Mosaics by Arthropods on Exposed Tree Trunks. Annals - Entomological Society of America. 94, 210-218 (2001).
  24. Hébert, C., St-Antoine, L. Oviposition trap to sample eggs of Operophtera bruceata (Lepidoptera: Geometridae) and other wingless geometrid species. Canadian Entomologist. 131 (4), 557-566 (1999).
  25. Hanula, J. L., New, K. C. P. A trap for capturing arthropods crawling up tree boles. Res. Note SRS-3, USDA Forest Service, Southern Research Station. , Asheville, NC. (1996).
  26. Lozano, C., Kidd, N. A. C., Jervis, M. A., Campos, M. Effects of parasitoid spatial heterogeneity, sex ratio and mutual interference on the interaction between the olive bark beetle Phloeotribus scarahaeoides (Col., Scolytidae) and the pteromalid parasitoid Cheiropachus quadrum (Hym., Pteromalidae). Journal of Applied Entomology. 121 (9/10), 521-528 (1997).
  27. Kelsey, R. G., Gladwin, J. Attraction of Scolytus unispinosus bark beetles to ethanol in water-stressed Douglas-fir branches. Forest Ecology and Management. 144, 229-238 (2001).
  28. Walter, D. E. Hidden in plain site: Mites in the Canopy. Forest Canopies. Lowman, M., Rinker, H. B. , Elsevier Academic Press. Burlington, VT. 224-241 (2004).
  29. Pinzón, J., Spence, J. R. Bark-dwelling spider assemblages (Araneae) in the boreal forest: dominance, diversity, composition and life-histories. Journal of Insect Conservation. 14, 439-458 (2010).
  30. Futuyma, D. J., Gould, F. Associations of plants and insects in deciduous forest. Ecological Monographs. 49, 33-50 (1979).
  31. Marshall, S. Insects: their natural history and diversity: with a photographic guide to insects of eastern North America. , Firefly Books. (2006).
  32. Hódar, J. A. The use of regression equations for estimation of arthropod biomass in ecological studies. Acta Oecologia. 17, 421-433 (1996).
  33. Rogers, L. E., Hinds, W. T., Buschbom, R. A general weight vs. length relationship for insects. Annals - Entomological Society of America. 69, 387-389 (1976).
  34. Schoener, T. W. Length-weight regressions in tropical and temperate forest understory insects. Annals - Entomological Society of America. 73, 106-109 (1980).
  35. Hanula, J. L., Franzreb, K. Source, distribution and abundance of macroarthropods on the bark of longleaf pine: potential prey of the red-cockaded woodpecker. Forest Ecology and Management. 102, 89-102 (1998).
  36. Collins, C. S., Conner, R. N., Saenz, D. Influence of hardwood midstroy and pine species on pine bole arthropods. Forest Ecology and Management. 164, 211-220 (2002).
  37. Collins, C. W., Hood, C. E. Gypsy moth tree banding material: How to make, use, and apply it. Bulletin 899 of the United States Department of Agriculture. , Washington, D.C. (1920).
  38. King, R. S., Wrubleski, D. A. Spatial and diel availability of flying insects as potential duckling food in prairie wetlands. Wetlands. 18, 100-114 (1998).
  39. Atakan, E., Canhilal, R. Evaluation of Yellow Sticky Traps at Various Heights for Monitoring Cotton Insect Pests. Journal of Agricultural and Urban Entomology. 21, 15-24 (2004).
  40. Dial, R., Roughgarden, J. Experimental Removal of Insectivores from Rain Forest Canopy: Direct and Indirect Effects. Ecology. 76, 1821-1834 (1995).
  41. Speight, M. R. Sampling insects from trees: shoots, stems, and trunks. Insect sampling for forest ecosystems. Leather, S. R., Lawton, J. H., Likens, G. E. , Blackwell Publishing. Malden, MA. 77-115 (2005).
  42. Southwood, T. R. E., Henderson, P. A. Ecological methods. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. (2009).
  43. Sierzega, K., Eichholz, M. W. Understanding the potential biological impacts of modifying disturbance regimes in deciduous forests. Oecologia. 189, 267-277 (2019).

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