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Summary

Descrevemos protocolos para a determinação da estrutura do domínio ikk-obrigatório da NEMO por cristalografia de raios-X. Os métodos incluem expressão de proteína, purificação e caracterização, bem como estratégias para otimização de cristal bem-sucedida e determinação da estrutura da proteína em sua forma desvinculada.

Abstract

Nemo é uma proteína de andaimes que desempenha um papel essencial na via NF-κB através da montagem do complexo IKK com as kinases IKKα e IKKβ. Após a ativação, o complexo ikk fosforiatos as moléculas IκB levando a NF-κB translocação nuclear e ativação de genes-alvo. A inibição da interação NEMO/IKK é um paradigma terapêutico atraente para a modulação da atividade da via NF-κB, tornando a NEMO um alvo para o design e descoberta de inibidores. Para facilitar o processo de descoberta e otimização de inibidores nemo, projetamos uma construção melhorada do domínio ikk-binding da NEMO que permitiria a determinação da estrutura da proteína na forma de apo e, embora vinculado a pequenos inibidores de peso molecular. Aqui, apresentamos a estratégia utilizada para a concepção, expressão e caracterização estrutural do domínio ikk-binding da NEMO. A proteína é expressa em células De. coli, solubilizada em condições de desnajantes e purificada através de três etapas cromatográficas. Discutimos os protocolos de obtenção de cristais para determinação da estrutura e descrevemos estratégias de aquisição e análise de dados. Os protocolos encontrarão ampla aplicabilidade à determinação da estrutura de complexos de NEMO e inibidores de pequenas moléculas.

Introduction

A via NF-κB é ativada em resposta a uma variedade de estímulos, incluindo citocinas, produtos microbianos e estresse, para regular a expressão de genes-alvo responsáveis pela resposta inflamatória e imune, morte celular ou sobrevivência e proliferação¹. Patologias, incluindo doenças inflamatórias e autoimunes e câncer^2,3,4,5 foram^{correlacionadas} à hiperativação da via, o que tornou a modulação da atividade NF-κB um alvo principal para o desenvolvimento de novas terapias^6,7.

A via canônica NF-κB, em particular, distingue-se da via não canônica, responsável pela linfogenênese e ativação de células B, pela dependência do primeiro da proteína de andaimes NEMO (modulador essencial NF-κB⁸⁾para a montagem do complexo IKK com as quinases IKKα e IKKβ. O complexo do IKK é responsável pela fosforilação de IκBα (inibidor da κB) que o visa para degradação, liberando os dimers NF-κB para translocar para o núcleo para transcrição gênica¹ e, portanto, é um alvo atraente para o desenvolvimento de inibidores para modular a atividade NF-κB.

Nossa pesquisa se concentra na caracterização da interação proteína-proteína entre NEMO e IKKβ, visando NEMO para o desenvolvimento de inibidores de pequenas moléculas da formação complexa do IKK. O domínio de ligação mínimo do NEMO, necessário para ligar IKKβ, abrange resíduos 44-111, e sua estrutura foi determinada em complexo com um peptídeo correspondente à seqüência IKKβ 701-745⁹. NEMO e IKKβ formam um pacote de quatro hélices onde o dimer NEMO acomoda os dois helices de IKKβ (701-745) em um sulco aberto alongado com uma interface de interação estendida. IKKβ (734-742), também conhecido como domínio nemo-obrigatório (NBD), define o ponto quente mais importante para a ligação, onde os dois triptofanos essenciais (739.741) enterrar profundamente dentro do bolso NEMO. Os detalhes da estrutura complexa podem auxiliar no projeto e otimização baseados na estrutura de inibidores de pequenas moléculas visando nemo. Ao mesmo tempo, é difícil que a ligação de uma pequena molécula ou peptídeo recriaria em NEMO a mudança conformal completa (ou seja, a abertura extensiva do dimer de bobina enrolada nemo) causada pela ligação do longo IKKβ (701-745), como observado no cristal, e a estrutura de NEMO ou NEMO desvinculado saqueada pode representar um alvo melhor para o projeto e inibição de drogas baseados em estrutura.

Nemo de comprimento total e construções de truncação menores que abrangem o domínio ikk-binding provaram intratável para a determinação da estrutura na forma desvinculada através de cristalografia de raios-X e ressonância magnética nuclear (RMN) métodos¹⁰, o que nos levou a projetar uma versão melhorada do domínio ikk-binding de NEMO. De fato, nemo (44-111) na forma desvinculada é apenas parcialmente dobrado e sofre troca conformaçãol e, portanto, definido para estabilizar a sua estrutura dimérica, bobina enrolada e estabilidade, preservando a afinidade vinculativa para IKKβ. Ao anexar três heptads de sequências de bobina enroladas dimeric e¹¹ ideais no N-and C-termini da proteína, e uma série de mutações de quatro pontos, geramos NEMO-EEAA, uma construção totalmente fraca e dobrada em uma bobina enrolada, que resgatou aafinidade de ligação iKK à faixa de namolanor, como observado para nemo¹²de comprimento completo . Como vantagem adicional, esperávamos que os adaptadores de bobina enroladas (com base na sequência GCN4) facilitassem a cristalização e, eventualmente, ajudassem na determinação da estrutura de raios-X através da substituição molecular. Adaptadores de bobina enrolada têm sido utilizados da mesma forma para aumentar a estabilidade, melhorar o comportamento da solução e facilitar a cristalização de bobinas enroladas e fragmentos de anticorpos^13,14. Nemo-EEAA é facilmente expresso e purificado a partir de células Escherichia. coli com uma tag Histidine cleavable, é solúvel, dobrado em uma bobina enrolada dimérica e estável e é facilmente cristalizada, com difração de 1,9 Å. A presença das regiões ordenadas de bobina enrolada de GCN4 poderia, adicionalmente, ajudar na eliminação dos dados dos cristais da NEMO-EEAA por substituição molecular usando a estrutura conhecida do GCN4¹⁵.

Dado os resultados obtidos com apo-NEMO-EEAA, acreditamos que os protocolos aqui descritos também podem ser aplicados à cristalização da NEMO-EEAA na presença de pequenos peptídeos (como o peptídeo NBD) ou inibidores de pequenas moléculas, com o objetivo de compreender os requisitos para a inibição nemo e otimização baseada em estrutura de inibidores de chumbo iniciais para alta afinidade. Dada a plasticidade e a natureza dinâmica de muitos domínios de bobina enrolada^16,o uso dos adaptadores de bobina enrolada poderia encontrar aplicabilidade mais geral para ajudar a determinação estrutural.

Protocol

1. Projeto de construção para cristalografia Clonar a seqüência de NEMO-EEAA como na publicação anterior12 em um vetor de expressão em E. coli usando o promotor T7, incluindo uma tag hexa-histidina n-terminal e um local de clivagem protease.NOTA: Neste protocolo, usamos um vetor modificado para incluir uma etiqueta de hexa-histidina terminal N e um site de clivagem tobacco Etch Virus (TEV)10. Este vetor facilita a clivagem da sua marca para cristalização de proteínas e deixa apenas a curta extensão dos resíduos de GSW antes do início da sequência de proteína desejada. O vetor do qual este foi derivado, e vetores alternativos estão listados na Tabela de Materiais. Neste protocolo, as modificações subseqüentes à seqüência original de NEMO (44-111) foram introduzidas stepwise, como descrito mais cedo10,usando o mutagenesis dirigido lateral. Inicialmente, tentamos estabilizar o dimer nemo bobinado-bobina anexando os adaptadores ideais bobina enrolada (em um comprimento de pelo menos três heptads) para o terminal N ou c-terminal final ou para ambos. A bobina enrolada dupla foi a mais promissora em ensaios de cristalização anteriores e foi posteriormente modificada introduzindo mutações para melhorar a cristalização, conforme descrito anteriormente12. 2. Expressão em grande escala de Seus6 marcados NEMO-EEAA Transforme a construção em células competentes BL21 (DE3). Armazenar a -80 °C como um estoque de glicerol de células. Dia 1 – Prepare uma cultura inicial de células. Em um frasco erlenmeyer de 125 mL, adicione 20 mL de solução de caldo fantástico e 20 μL de um estoque de 100 mg/mL de Ampicillin. Adicione alguns microlitros de caldo de glicerol celular (de -80 °C de células competentes BL21 (DE3) transformadas com vetor). Agite a cultura inicial de 10 mL durante a noite a 37 °C, 220 rpm (aproximadamente 15 h). Dia 2 – A partir do arranque, diluir a um OD600 = 0,1 em 250 mL de Caldo Fantástico. Adicione a ampicilina a uma concentração final de 100 μg/mL. Crescer para um OD600 = 0,8-1,0. Adicione o nisôpropico β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG) a 500 μM, e cresça por 4 h a 37 °C. Medida OD600 de cultura induzida após 4 h. Cultura deve chegar a um OD600 = 6-10. 3. Purificação de seus6 marcados NEMO-EEAA Cultura de células de spin para baixo em 3.800 x g para 20 min em 4 °C. Salve a pelota celular e descarte o meio.NOTA: A pelota celular pode ser salva e armazenada a -20 °C neste momento, para purificação em um momento posterior. Resuspenda as células em 40 mL de lúbio tampão contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM MgCl2,0,5 mm fenilmetillsulfonyl fluoreto, 2 mM Dithiothreitol (DTT), e 3 μL de Benzona Nuclesease.NOTA: A coluna de afinidade de iões metálicos imobilizados de níquel (IMAC) utilizada é compatível com 2 mM DTT. Alternativamente, 0,2 mM tris (2-carboxyethyl) fosfina (TCEP) pode ser utilizado. Células resuspensas divididas em dois alíquos de 20-25 mL. Lyse as células usando a imprensa francesa (pressão aproximada 25.000 psi), repetindo 2-3 vezes para cada alibato (na sala fria).NOTA: Alternativamente, as células poderiam ser lysed por sonication (não testado neste protocolo). Adicione a urea ao lysate da pilha a uma concentração final de 8 M, deixe incubar em uma plataforma de balanço para um mínimo de 2 h ou até durante a noite. Esta e todas as etapas seguintes da purificação, à excecpção da diálise, podem ser executadas na temperatura ambiente. Dia 3 – Transfira o lysate para tubos de ultracentrífuga e balance o peso, garantindo que o lysate preencha os tubos para pelo menos 3/4 cheios. Gire o lysate a 125.000 x g por 45 min a 25 °C. Decantar o supernatant em um copo de 100 mL para carregar na coluna.NOTA: Centrífuga em 4 °C fará com que a ureia caia para fora. Em um sistema de cromatografia líquido rápido, retire o etanol da coluna IMAC 5 mL com 25 mL de ultrapuro H2O a 5 mL/min, seguido por 25 mL de tampão de elução contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, então 25 mL de buffer de ligação contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, 8 M urea, pH 8.0. Carregue o supernatant incubado ureia em 3 mL/min na coluna de IMAC, coletando o fluxo completamente. Lave a coluna para 10 volumes de coluna com buffer de ligação em 3 mL/min. Refold NEMO-EEAA construir na coluna por coluna de lavagem com buffer redobramento para 20 volumes de coluna em 3 mL/min, contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0. Realize a elução de gradiente da NEMO-EEAA, de 10 a 500 mM Imidazole sobre um gradiente de volume de 12 colunas, coletando todos os eluate em placa de coleta de frações (1 mL frações). Continue a elução a 500 mM imidazol e para dois volumes de coluna, continuando a coletar. Executar sulfato dodócia de sódio (SDS) – eletroforese de gel de poliacrilamida (PAGE) de frações para determinar a presença nemo-eeaa em frações de elução.NOTA: Usamos 10% de acrilamida, buffer MES. Frações de piscina contendo proteína alvo puro. Medir a concentração de proteína por Bradford ensaio17.NOTA: Isso é necessário para estimar a quantidade de protease para clivagem tag. 4. Sua clivagem e purificaçãode 6 etiquetas Adicione TEV em uma relação de peso 1:10 de TEV:NEMO-EEAA proteína para apegar a sua tag6. A protease TEV foi purificada em casa.NOTA: Otimizar a quantidade de TEV, tempo e temperatura necessária para clivagem completa separadamente. Express tev protease, s219v mutante18 em BL21 (DE3) -RIL células e purificar como descrito anteriormente19. Brevemente crescer as células, como descrito no passo 2, lyse pela imprensa francesa e purificar usando uma coluna IMAC. Armazenar a proteína final em 25 mM tampão de fosfato de sódio, pH 7.8, 150 mM NaCl, 1 mM EDTA, 2 mM DTT, 20% v/v glicerol. Diálise a amostra durante a noite (aproximadamente 15 h) em 4 L de 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0, para permitir clivagem e remover o excesso de imidazol da amostra para a purificação subsequente. Dia 4 – Retire a amostra da diálise. Executar um gel SDS-PAGE da amostra de clivagem TEV para garantir clivagem é concluída. Em um sistema de cromatografia líquido rápido, retire o etanol de uma coluna IMAC 5 mL com 25 mL de ultrapuro H2O a 5 mL/min, seguido por 25 mL de buffer de elução contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, então buffer de ligação contendo 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0. Carregue a coluna a 1 mL/min com TEV-cleaved NEMO-EEAA. Cleaved NEMO-EEAA vai elute no fluxo: coletar em uma placa de coleta de 96 poços (1 frações mL). Lave a coluna para cinco volumes de coluna de 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole em 1 mL/min, continuando a coletar em placa de coleta de frações. Elute TEV e desabar seu6-NEMO-EEAA com três volumes de coluna de 20 mM Tris, 150 mM NaCl, 500 mM imidazole, 2 mM DTT, pH 8.0, coletando elution em um flask de 50 mL. Executar gel SDS-PAGE de frações de fluxo para determinar a presença de nemo-eeaa clleaved. As frações de fluxo de pool contendo a construção nemo-eeaa clitada e concentram-se usando um concentrador de células agitadas para 5 mL. Corte de peso molecular da membrana (MWCO) = 3 kDa. Usando uma membrana de 3 kDa MWCO, amostra concentrada em diálise em 2 L de 20 mM Tris, 100 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0 para 2 h. Alterar o buffer de diálise para 2 L de tampão de diálise fresco para diálise durante a noite (aproximadamente 15 h), em 4 °C. Dia 5 – Carga 5 mL da amostra dilífica em uma cromatografia de exclusão de tamanho (SEC) 16 mm x 60 cm coluna (34 μm tamanho médio de partículas) em 1 mL/min em 2 mM Tris, 100 mM NaCl, 2 mM DTT, pH 8.0. Repita com colunas adicionais, dependendo do volume da amostra. Reunir as frações correspondentes a dimeric NEMO-EEAA.NOTA: Nemo-EEAA elutes entre 60-65 mL, correspondendo a uma proteína de peso molecular maior, devido à natureza alongada da bobina enrolada dimeric. Concentre-se usando um concentrador de células agitadas e um MWCO = 3 kDa membrana para uma concentração final de 113 μM (1,65 mg/mL). Aliquot a proteína e armazenar a 4 °C (estável por mais de 1 mês). 5. Triagem de matriz esparsa NOTA: O protocolo realiza ensaios de cristalização usando telas comercialmente disponíveis e configuração de experimentos de queda sentado usando um robô de cristalização. As imagens de cristal são coletadas automaticamente por um imager. Usando telas de matriz esparsa comercialmente disponíveis (ver Tabela de Materiais),pipeta 60 μL de solução de matriz esparsa em cada um dos 96 poços de uma placa de cristalização de 2 câmaras de gota para difusão de vapor de queda sentada (solução do reservatório). Usando um setter robótico da gota, dispense 100 nL da solução da proteína em 1.65 mg/mL em uma relação 1:1 com a solução do reservatório na gota 1 para um volume final de 200 nL; em seguida, 66 nL de solução de proteína com 134 nL de solução reservatório para um volume final de 200 nL na queda 2 (1:2 ratio). Selar a placa usando fita de vedação de 3 polegadas de largura imediatamente após a dispensação.NOTA: Gotas vai secar se deixado exposto à atmosfera por mais de 2-3 min. Guarde as bandejas no armazenamento do imager da cristalização, em 20 °C, verificando as imagens coletadas automaticamente para a presença de cristal, começando após dois dias.NOTA: A triagem de cristalização prosseguiu em paralelo com a otimização da construção. Cristais iniciais formados nas seguintes condições (telas comerciais listadas na Tabela de Materiais):a) 0,1 M Tris, pH 8.0, 30% v/v polietileno glicol (PEG) MME 550, 5% de ácido poli-γ-glutamômico, 200-400 kDa baixo polímero de peso molecular (PGA -LM); b) 0,1 M Tris, pH 7,8, 20% w/v PEG MME 2k, 5% PGA-LM; c) 0,1 M Tris, pH 7,8, 20% w/v PEG 3350, 5% PGA-LM. Os cristais escassos da tela da matriz terão a uniformidade pobre da estrutura; portanto, eles vão olhar pobre usando imagens polarizadas. Use imagens UV para garantir que os cristais contenham proteína. A seguinte etapa da geração de estoque da semente é necessária para obter os cristais finais da qualidade da difração. 6. Geração de ações de sementes NOTA: Nós reproduzivelmente obter cristais para geração de sementes em 0,1 M Tris pH 8,0, 5% PGA-LM, 3,6% w / v PEG 20k. No entanto, os cristais mostrarão alta mosaicidade e não são adequados para coleta de dados nesta fase. Usando um kit para geração de sementes, prepare o estoque de sementes canalizando toda a queda com crystal present e coloque em 50 μL de solução de condição de cristalização no frasco fornecido. Vortex o estoque de sementes para 3 min, pulsando 20 s e 10 s off. Ações de sementes em série diluídas em incrementos de 1:10 até 1:10.000. Guarde todas as diluições a 4 °C, para uso adicional. 7. Telas finas Projetar telas finas variando as condições para Tris, PGA-LM, e PEG. Varie o comprimento do PEG para bandejas individuais.NOTA: A tela fina que produziu o cristal utilizado para a determinação da estrutura da NEMO-EEAA empregou as seguintes condições: 0,1 M Tris pH 8; Pga-LM variou de 8 a 0% nas colunas 1-12. As linhas A-H selecionaram PEGs diferentes, com concentrações variando nas colunas 1-12 da seguinte forma. R: PEG 200 (0-40% v/v); B: PEG 400 (0-40% v/v); C: PEG MME 500 (0-40% v/v); D: PEG 1000 (0-30% w/v); E: PEG 3350 (0-30% w/v); F: PEG 6k (0-30% w/v); G: PEG 10k (0-20% w/v); H: PEG 20k (0-20% w/v). O cristal apareceu em H4 bem (5,45% w / v PEG 20k, 5,8% w / v PGA-LM). Neste protocolo, um manipulador líquido do construtor da cristalografia da proteína foi usado para construir as telas. Semente um estoque de proteína em uma relação de volume de 1:25 de 1:1,000 diluição de sementes.NOTA: Concentração de NEMO-EEAA vai cair um pouco, mas os cristais ainda se formarão. Repita o passo 2 usando 1:10,000 diluição de sementes, mesma relação de volume de 1:25. Usando o setter de queda, dispensar 100 nL de solução de proteína em 1,65 mg /mL, com 1:1,000 diluição de estoque de sementes em uma proporção de 1:1 com solução reservatório na queda 1 para um volume final de 200 nL. Repita para a queda 2, mas com 1:10,000 diluição do estoque de sementes presente. Selar a placa usando fita de vedação de 3 polegadas de largura imediatamente após a dispensação.NOTA: Gotas vai secar se deixado exposto à atmosfera por mais de 2-3 min. Guarde as bandejas no armazenamento do imager, a 20 °C, verificando imagens coletadas após dois dias para presença de cristal. Verifique os cristais com o imager cross-polarizador para a uniformidade de treliça, para selecionar para condições individuais para configurar seguindo bandejas. 8. Geração de cristais para coleta de dados Projete telas de condição única em torno de Tris, PGA-LM e peg condição que produziu cristais uniformes, como analisado por imagens polarizadas, e os maiores cristais possíveis.NOTA: Cristais dessas condições são irregulares em forma, principalmente folhas finas retangulares. É fundamental selecionar uma condição onde as bordas do cristal são bem definidas e têm a maior espessura possível. Faça 20 mL de condição de cristalização à mão. Usando um pipettor multicanal, dispense 60 μL por poço em uma câmara de 2 gotas, 96 placas de cristalização de poços para difusão de vapor sentado. Prepare o estoque de sementes, conforme descrito no passo 6.2. Dispense a proteína como descrito na etapa 6.3. Selar a placa usando fita de vedação de 3 polegadas de largura imediatamente após a dispensação.NOTA: Gotas vai secar se deixado exposto à atmosfera por mais de 2-3 min. Guarde as bandejas no imager a 20 °C e verifique se as imagens se há presença de cristal todos os dias. Verifique imagens polarizadas cruzadas dos cristais para uniformidade de treliça, para selecionar cristais para coleta de dados. 9. Determinação do crioprotetor Para testar os crioprotetores, crie soluções de ações correspondentes às condições de cristalização, mas contendo 30%, 20%, 10% e 5% maior concentração de cada componente. A adição do volume crioprotetor a crioprotetor resultará em uma concentração final de componentes que é o mesmo que as condições de cristalização.NOTA: Para testar um protetor criocrisa a uma concentração de 30% em volume para uma condição de cristalização de 0,1 M Tris, comece com uma solução de estoque de 0,143 M Tris, antes de adicionar o protetor crio-protetor. A partir de um kit de crio-reagentes, crie 10 μL de amostra para teste de crioprotetor apartir da mistura de 30% pelo volume de condição criocrino em 70% da solução de estoque de condição de cristalização, para uma concentração final de 30% protetor a criocriem em condições originais de cristalização. Homogeneizar. Usando uma pipeta de 10 μL, faça 5 μL de solução protegida por criocrisde de teste e mergulhe a ponta do tubo em nitrogênio líquido. Se o gelo é observado, descarte. Teste todos os protetores de criocriem em 30%. Para as soluções bem-sucedidas, repita o processo em 20%, depois 10% e 5% do protetor criocriso. Utilizando a solução crioprotetora bem-sucedida com a menor porcentagem de crioprotetor, adicione 0,5 μL de solução em uma queda de teste com cristais presentes. Observe microscópio, cronometrando quanto tempo o cristal dura na circunstância, se não indefinida.NOTA: Estes cristais são apenas para teste e serão descartados. Para nemo-eeaa, 12% 1,2-propanediol é a ideal crio-protetora de solução. 12% explica a diluição que a solução protetora de criocriso experimentará quando adicionada à queda de cristal de aproximadamente 100 nL, para uma concentração final aproximada de 1,2 propanediol de 10%. 10. Looping de cristal Cristais de loop 1-2 dias antes do embarque para síncrotron.NOTA: Cristais serão de aproximadamente 60-100 μm de diâmetro: 0,05 – 0,10 mm loops são ideais para looping. Corte a fita do topo do poço. Adicione 0,5 μL de solução de cristalização contendo 12% 1,2 propanediol crio-protetor diretamente para o poço.NOTA: A concentração final de 1,2 propanediol está agora em aproximadamente 10%, devido à diluição por 100 nL da solução da gota (redução aproximada do volume da gota de 200 nL inicial, devido à difusão do vapor). Loop o cristal do poço.NOTA: Cristais muitas vezes crescem na parte inferior do poço, mas vai desalojar com uma cutucada suave do laço. Uma vez desalojado, loop. Armazenar o cristal contendo crio-loops em discos imersos em n líquido2. Guarde esses discos em n2 líquido em frasco de deguerra até que eles estejam prontos para envio de difração de raios-X no síncrotron. 11. Coleta de dados Coletar dados de difração de raios-X. Neste protocolo, use a linha de luz AMX (ID: 17-ID-1), Fonte Nacional de Luz Síncrotron II.NOTA: Os dados foram coletados no local, mas podem ser coletados remotamente. Coletar dados na região do cristal que mostrou uniformidade de treliça em imagens polarizadas. Posicione os cristais no laço de modo que a coleta de dados não envolva regiões “pobres” do cristal quando o cristal girar no goniometer. Os dados que forneceram a melhor resolução vieram da coleta na borda de uma extensão de um cristal de cerca de 5 x 5 μm de tamanho. Use rastering para identificar as melhores áreas no cristal para coletar20. 12. Processamento de dados de raios-X Conjunto de dados de processo para a mais alta resolução coletado (1,8 Å) com o programa XDS IDXREF para determinar o grupo espacial, células unitárias e conteúdo solvente. Integrar dados usando o programa XDS INTEGRATE. Intensidades dimensionadas de processo do programa XDS XSCALE usando o servidor STARANISO, usando a média de corte de I/σI de 1,2 para superfície de limite de difração para os dados.NOTA: Os dados não serão cortados no verdadeiro elipsóide. Reter todos os dados acima do i/σI de 1.2 ponto de corte. As estatísticas sobre os dados calculados para a completude esférica serão fracas, devido à truncição não esférica. A completude elíptica foi de 88%, com maiores resoluções de: 1,88 Å, 2,10 Å e 2,55 Å ao longo do eixo a*, b* e c, respectivamente. 13. Solução de estrutura Utilize a estrutura de raios-X do GCN4 (PDB: 4DMD)15 como modelo de pesquisa para substituição molecular usando MRage21 em PHENIX22. A estrutura 4DMD foi definida no MRage como um “conjunto”, e a solução MRage construiu com sucesso a porção de estrutura correspondente ao adaptador de bobina enrolada n-terminal da NEMO-EEAA, homologous ao modelo de pesquisa, para ambas as cadeias no dimer.NOTA: Desligue a correção de anisotropia no PHASER, ou os dados serão mais reduzidos. Utilize rodadas sucessivas de Autobuild23 em PHENIX e edifício manual (usando mapas 2Fo-Fc e Fo-Fc, em Coot24)para construir o restante da estrutura. Construir manualmente os resíduos ainda ausentes no modelo com base em 2Fo-Fc e Fo-Fc c mapas, usando Coot24.NOTA: A última etapa envolveu a construção dos 4 resíduos do terminal N e 4 resíduos de terminal C para cada monomer. A colocação do sidechain foi ajustada igualmente manualmente como necessário. Calcule um mapa composto do omitído usando PHENIX e uma omissão de 10% da estrutura. 14. Refinamento estrutura Refinar as estruturas com FENIX Refinar. Executar os refinamentos iniciais contra os pesos solventes em massa e estéreo, relaxando rmsbond e rmsangle restrições para 0,01 e 1,0, respectivamente. Continue o refinamento em fatores B individuais, parâmetros TLS e ocupações.

Representative Results

Clonagem, expressão e purificação do domínio ikk-obrigatório da NEMO.O protocolo seguiu neste estudo para obter a seqüência final de NEMO-EEAA (Figura 1A), que produziu cristais de qualidade de difração, envolveu a expressão e caracterização de todas as construções intermediárias, incluindo a adição dos adaptadores de bobina enrolada em N- e ou C-terminus, as mutações C76A, C95S e as mutações E56A, E57A. A Figura…

Discussion

As tentativas de cristalização do NEMO na forma desvinculada não tiveram sucesso, incluindo tentativas de utilização da proteína de corpo inteiro e várias construções de truncation que abrangem o domínio de ligação ao IKK. Nossa caracterização biofísica do domínio ikk-obrigatório de NEMO (resíduos 44-111) por dicroismo circular, espectroscopia NMR e anisotropia de fluorescência indicou que a construção, embora capaz de ligar IKKβ, existia em um estado de troca conformaçãoal, não é adequado para …

Materials

20% w/v γ-PGA (Na+ form, LM)	Molecular Dimensions	MD2-100-150	For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
3.5 kDa MWCO Dialysis Membrane	Spectra/Por	132724	For dialysis removal of imidazole
Amicon Stirred Cell	Millipose Sigma	UFSC 05001	For protein concentration
Ammonium Chloride	Millipore Sigma	G8270	For minimal media labeling
Benzonase Nuclease	Millipore Sigma	9025-65-4	For digestion of nucleic acid
BL21-CodonPlus (DE3)-RIL Competent Cells	Agilent Technologies	Model: 230245	TEV expression
CryoPro	Hampton Research	HR2-073	Cryo-protectants kit
D-Glucose (Dextrose)	Millipore Sigma	A9434	For minimal media labeling
Difco Terrific Broth	ThermoFisher	DF043817	For culture growth
Dithiothreitol > 99%	Goldbio	DTT25	For reduction of disulfides
E. coli: Rosetta 2 (DE3)	Novagen	71400-3	Expression of unlabeled NEMO-EEAA
FORMULATOR	Formulatrix		Liquid handler/ screen builder
HCl – 1.0 M Solution	Hampton Research	HR2-581	For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
HiLoad 16/600 Superdex 75 pg	GE Healthcare	28989333	For size exclusion purification
HisTrap HP 5 mL column	GE Healthcare	17524802	For purification of His-tagged NEMO-EEAA
HT 96 MIDAS	Molecular Dimensions	MD1-59	For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
HT 96 Morpheous	Molecular Dimensions	MD1-46	For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
Imidazole	ThermoFisher	288-32-4	For elution from His-trap column
Isopropyl-beta-D-thiogalactoside	Goldbio	I2481C5	For induction of cultures
MRC2 crystallization plate	Hampton Research	HR3-083	Crystallization plate
NT8 – Drop Setter	Formulatrix		Crystallization
pET-16b	Millipore Sigma	69662	For cloning of NEMO-EEAA
pET-45b	Millipore Sigma	71327	For cloning of NEMO-EEAA
Phenylmethylsulfonyl fluoride	ThermoFisher	36978	For inhibition of proteases
Polycarbonate Bottle for use in Ultracentrifuge Rotor Type 45 Ti	Beckmann Coulter	339160	Ultracentrifuge bottle
Polyethylene Glycol 20,000	Hampton Research	HR2-609	For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
pRK793 (TEV)	Addgene	Plasmid 8827	For TEV production
QuikChange XL II	Agilent Technologies	200522	Site directed mutagenesis
Required Cap Assembly:	Beckmann Coulter	355623	Ultracenttrifuge bottle cap
ROCK IMAGER	Formulatrix		Crystallization Imager
Seed Bead Kit	Hampton Research	HR2-320	Seed generation
Sodium Chloride ≥ 99%	Millipore Sigma	S9888	For buffering of purification solutions
TCEP (Tris (2-Carboxyethyl) phosphine Hydrochloride)	Goldbio	TCEP1	Reducing agent
The Berkeley Screen	Rigaku	MD15-Berekely	For sparse matrix screening of NEMO-EEAA
The PGA Screen	Molecular Dimensions	MD1-50	For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
Tris – 1.0 M Solution	Hampton Research	HR2-589	For fine screen crystallization of NEMO-EEAA
Ultrapure Tris Buffer (powder format)	Thermofisher	15504020	For buffering of purification solutions
Urea	ThermoFisher	29700	For denaturation of NEMO-EEAA