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Artigo de método

Uma lesão de balão segmental controlada por pressão da artéria de rato com aplicação terapêutica periadventicional

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DOI:

10.3791/60473

⸱

9 de julho de 2020

 , 
1Department of Surgery, Division of Vascular Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Center for Nanotechnology in Drug Delivery, University of North Carolina at Chapel Hill, 3Curriculum in Toxicology & Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 4Department of Cell Biology & Physiology, University of North Carolina at Chapel Hill, 5McAllister Heart Institute, University of North Carolina at Chapel Hill

Neste artigo

Resumo

A lesão do balão carótida do rato imita o procedimento clínico de angioplastia realizado para restaurar o fluxo sanguíneo em vasos ateroscleróticos. Este modelo induz a resposta à lesão arterial distending da parede arterial, e desnuding a camada intimal de células endoteliais, causando, em última análise, remodelação e uma resposta hiperplástica intimal.

Resumo

As doenças cardiovasculares continuam sendo a principal causa de morte e incapacidade em todo o mundo, em parte devido à aterosclerose. A placa aterosclerótica reduz a área luminal da superfície nas artérias, reduzindo assim o fluxo sanguíneo adequado para órgãos e tecidos distais. Clinicamente, procedimentos de revascularização, como angioplastia de balão com ou sem colocação de stent, visam restaurar o fluxo sanguíneo. Embora esses procedimentos restabeleçam o fluxo sanguíneo reduzindo a carga da placa, eles danificam a parede do vaso, que inicia a resposta de cura arterial. A resposta de cura prolongada causa restenose arterial, ou re-estreitamento, limitando o sucesso a longo prazo desses procedimentos de revascularização. Portanto, modelos de animais pré-clínicos são fundamentais para analisar os mecanismos fisiodológicos que conduzem a restenose, e proporcionam a oportunidade de testar novas estratégias terapêuticas. Os modelos murinos são mais baratos e fáceis de operar do que os grandes modelos animais. Lesões de balão ou arame são as duas modalidades de lesão comumente aceitas usadas em modelos murinos. Os modelos de lesão de balão, em particular, imitam o procedimento de angioplastia clínica e causam danos adequados à artéria para o desenvolvimento da restenose. Aqui descrevemos os detalhes cirúrgicos para a realização e análise histologicamente do modelo de lesão do balão carótida de rato modificado e controlado por pressão. Além disso, este protocolo destaca como a aplicação periadventicial local da terapêutica pode ser usada para inibir a hiperplasia neointimal. Por fim, apresentamos a microscopia de fluorescência da folha de luz como uma nova abordagem para a imagem e visualização da lesão arterial em três dimensões.

Introdução

A doença cardiovascular (DCV) continua sendo a principal causa de morte em todo o mundo1. A aterosclerose é a causa básica da maior morbidade e mortalidade relacionadas à DCV. Aterosclerose é o acúmulo de placa dentro das artérias que resulta em um lúmen estreito, dificultando a perfusão sanguínea adequada aos órgãos e tecidos distais2. As intervenções clínicas para o tratamento da aterosclerose grave incluem angioplastia de balão com ou sem colocação de stent. Esta intervenção envolve o avanço de um cateter de balão para o local da placa, e a inflação do balão para comprimir a placa até a parede arterial, ampliando a área luminal. Este procedimento danifica a artéria, no entanto, iniciando a resposta da lesão arterial3. A ativação prolongada desta resposta à lesão leva à restenose arterial, ou re-estreitamento, secundária à hiperplasia neointimal e à remodelação do vaso. Durante a angioplastia, a camada intimal é desnudada de células endoteliais que levam ao recrutamento imediato de plaquetas e inflamação local. A sinalização local induz alterações fenotípicas nas células musculares lisas vasculares (VSMC) e nos fibroblastos adventitas. Isso leva à migração e proliferação de VSMC e fibroblastos para dentro do lúmen, levando à hiperplasia neointimal4,5. As células progenitoras circulantes e as células imunes também contribuem para o volume global de restenose6. Quando aplicável, os stents que eluem drogas (DES) são o padrão atual para inibir a restenose7. O DES inibe a re-endotelialização arterial, no entanto, criando assim um ambiente pró-trombótico que pode resultar em trombose tardia do stent8. Portanto, os modelos animais são fundamentais tanto para a compreensão da fisiopatologia da restenose, quanto para o desenvolvimento de melhores estratégias terapêuticas para prolongar a eficácia dos procedimentos de revascularização.

Vários modelos animais grandes e pequenos9 são utilizados para estudar essa patologia. Estes incluem lesão de balão3,10 ou lesão de fio11 do lado luminal de uma artéria, bem como ligadura parcial12 ou colocação de manguito13 ao redor da artéria. A lesão do balão e do arame desnude a camada endotelial da artéria, imitando o que ocorre clinicamente após a angioplastia. Em particular, os modelos de lesão de balão utilizam ferramentas semelhantes às do cenário clínico (ou seja, cateter de balão). A lesão do balão é melhor realizada em modelos de ratos, uma vez que as artérias de rato são um tamanho apropriado para cateteres de balão comercialmente disponíveis. Aqui descrevemos uma lesão arterial segmental controlada por pressão, uma versão bem estabelecida e modificada da lesão do balão da artéria carótida do rato. Esta abordagem controlada por pressão imita de perto o procedimento de angioplastia clínica, e permite a formação de hiperplasia neointimal reprodutível duas semanas após a lesão14,15. Além disso, esta lesão arterial controlada por pressão resulta em restauração completa da camada endotelial por 2 semanas após a cirurgia16. Isso contrasta diretamente com o modelo original de lesão do balão, descrito por Clowes, onde a camada endotelial nunca retorna à cobertura completa3.

Após a cirurgia, a terapêutica pode ser aplicada ou direcionada para a artéria ferida através de várias abordagens. O método descrito aqui usa a aplicação periadventitial de uma pequena molécula embutida em uma solução de gel plurônico. Especificamente, aplicamos uma solução de aldeído cinnâmico de 100 μM em gel plurônico-F127 na artéria imediatamente após lesão para inibir a formação de hiperplasia neointimal15. Pluronic-F127 é um gel termo-reversível não tóxico capaz de entregar drogas localmente de forma controlada17. Enquanto isso, a lesão arterial é local, portanto a administração local permite testar um princípio ativo, minimizando os efeitos fora do alvo. No entanto, a entrega efetiva de um uso terapêutico deste método dependerá da química da pequena molécula ou do uso biológico.

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Protocolo

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade da Carolina do Norte em Chapel Hill.

1. Procedimentos pré-operatórios

  1. Esterilizar instrumentos cirúrgicos. Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia. Se realizar múltiplas cirurgias no mesmo dia, esterilize os instrumentos entre as cirurgias utilizando um esterilizador de contas secas.
  2. Prepare o terapêutico em 25% de gel plurônico-127 (diluído em água destilada estéril).
  3. Configure um cateter de balão Fogarty 2F no insuflê e coloque a extremidade do balão do cateter em uma seringa de 1 mL cheia de solução salina.
  4. Induzir anestesia colocando o rato em uma câmara com 5% de isoflurano.
    1. Retire o rato da câmara e grave o peso do rato. Use cortadores de cabelo para raspar peles na região do pescoço ventral.
    2. Coloque o rato de volta na câmara com 5% de isoflurano para garantir a indução da anestesia.
  5. Coloque o supino do rato em uma plataforma cirúrgica, inserindo a face no cone do nariz para que a face do rato esteja em direção ao cirurgião.
    1. Reduza a anestesia inalatória para 1,5% de isoflurane. Verifique a profundidade da anestesia por um reflexo de dedo do pé nos quatro pés.
    2. Fita as quatro pernas até a plataforma cirúrgica.
  6. Ligue a lâmpada de calor.
  7. Injete atropina (0,01 mg/kg) subcutânea para reduzir as secreções das vias aéreas.
  8. Injete Carprofen (5 mg/kg) subcutânea para o tratamento da dor profilática. Se os anti-inflamatórios não forem aceitáveis para o experimento, consulte as etapas 3.2.2 e 3.2.3.
  9. Aplique pomada lubrificante nos olhos em ambos os olhos usando um cotonete estéril para evitar que as córneas sequem durante a cirurgia.
  10. Cotonete o pescoço três vezes em um movimento circular alternando entre 70% de álcool etílico seguido por Betadine do centro da região raspada para fora para esterilizar o local de incisão.
  11. Infiltrar-se na linha de incisão s.c. com 0,25% bupivacaína.
  12. Coloque luvas cirúrgicas estéreis antes de manusear instrumentos cirúrgicos estéreis e suprimentos.
  13. Coloque todos os instrumentos cirúrgicos autoclavados em uma folha cirúrgica estéril.
  14. Corte três fios independentes de 1 polegada de sutura estéril 7-0 Prolene.
  15. Coloque cotonetes e gaze na folha cirúrgica.
  16. Drape o rato com uma folha cirúrgica estéril que só expõe a região do pescoço esterilizada.
  17. Corte uma abertura pequena adicional na folha que exponha parte do cone do nariz. Este será o local para gravar o cateter de balão durante a lesão.

2. Procedimentos operacionais

  1. Durante todo o procedimento cirúrgico, avalie a profundidade da anestesia monitorando a taxa respiratória (a taxa deve ser consistente e considerada normal) bem como por beliscar o dedo do pé a cada 15 minutos. Se a taxa respiratória aumentar ou houver uma resposta ao aperto do dedo do pé, então pausa a manipulação cirúrgica e aumente o isoflurane até 2,5%.
  2. Expor a artéria carótida comum (CCA).
    1. Faça uma incisão superficial, reta e longitudinal entre os ossos da mandíbula do rato. A incisão terá aproximadamente 1,5-2 cm de comprimento.
    2. Faça uma incisão através do tecido conjuntivo sob a pele até que a camada muscular seja exposta. Deslocar as glândulas salivares sob a pele para acessar o tecido muscular.
    3. Separe sem rodeios o tecido conjuntivo do músculo inserindo uma tesoura fechada entre a camada muscular e o tecido conjuntivo e abrindo suavemente a tesoura enquanto puxa a pele para cima.
  3. Disseque os dois músculos visíveis (estehisidóide e esternostoide) longitudinalmente ao longo do lado esquerdo da traqueia até que um terceiro músculo (omohyide) que corre perpendicular aos dois músculos superficiais seja observado.
  4. Use fórceps para criar uma janela que separe este músculo perpendicular (omohyide) do músculo longitudinal (estehiidaide) correndo sobre a traqueia. Realize suavemente esta separação para evitar traumas contundentes na traqueia.
  5. Atinja fórceps sob o músculo perpendicular e corte para separar os dois músculos longitudinais e expor a CCA.
  6. Disseca a CCA.
    1. Disseque a CCA perto da bifurcação até que a artéria carótida interna (ICA) e a artéria carótida externa (ECA) sejam expostas.
    2. Dissecar a artéria tireoide superior (STA), que se ramifica do TCE.
    3. Utilizando as suturas prolene pré-cortadas, ligar o STA e o ECA perto de sua respectiva bifurcação. Deixe a maior parte da sutura para um lado do nó e pegue cada sutura com um hemosta curvo.
    4. Finalize a dissecação ao redor do ICA, alcance fórceps por baixo e ao redor do ICA, e use um grampo vascular não esmagador para obter controle distal. Aperte a artéria occipital junto com o ICA.
    5. Dissecar o CCA proximal à bifurcação, garantindo separar o nervo vago da CCA.
    6. Alcance fórceps por baixo e ao redor da CCA e use um grampo vascular não esmagante para obter controle proximal. Coloque o grampo de pelo menos 5 mm da bifurcação.
  7. Faça lesão no balão.
    1. Manobrar os hemostatos curvos que seguram cada ramo da artéria ligada para expor a bifurcação entre o TCE e o ramo superior.
    2. Dissecar suavemente o tecido na bifurcação e, em seguida, fazer uma incisão de arteriotomia entre o ECA e o ramo superior usando tesouras de microdisseção.
    3. Use um cotonete para empurrar todo o sangue para fora da CCA e limpar o local da arteriotomia.
    4. Insira o cateter de balão não inflado através da arteriotomia e avance para dentro da CCA até que a extremidade proximal do balão passe da bifurcação.
    5. Cateter de fita no cone do nariz para que o balão não saia da artéria durante a inflação.
    6. Infle lentamente o balão a 5 atmosferas de pressão e deixe na CCA por 5 minutos para induzir lesões arteriais. Certifique-se de que a pressão permaneça constante durante todo o 5 min.
    7. Depois de 5 min, esvazie o balão e retire suavemente da CCA através da arteriotomia.
    8. Lave a CCA apertando suavemente o grampo na CCA. Não remova o grampo.
    9. Ligate o ECA proximal à arteriotomia e, em seguida, remova os grampos da CCA e ica para restaurar o fluxo sanguíneo através da CCA para o ICA. Certifique-se de que não há sangramento visível ao redor da arteriotomia e que a CCA está pulsando.
  8. Aplique 100 μL de veículo de gel terapêutico ou plurônico sozinho periadventitamente ao longo da CCA ferida. Faça isso aplicando 50 μL no lado esquerdo da CCA e, em seguida, 50 μL no lado direito da CCA para garantir o revestimento uniforme da artéria ferida.
  9. Feche o local da ferida.
    1. Corte suturas prolene em excesso.
    2. Feche a ferida usando camadas vicríl interrompidas 4-0 ou 6-0 ao longo do tecido conjuntivo.
    3. Finalize o fechamento da ferida usando sutura de nylon 4-0 ao longo da pele.

3. Procedimentos pós-operatórios

  1. Coloque o rato sozinho em uma gaiola limpa com metade da gaiola sob uma lâmpada de aquecimento e monitore até que o rato recupere a consciência suficiente para manter a recumbência severa. Mantenha o rato em uma gaiola separada até que o animal esteja totalmente alerta e móvel antes de ser transferido de volta para sua gaiola original.
  2. Monitore o rato diariamente pelos próximos três dias e depois três vezes por semana até a eutanásia. Eutanize usando overdose de isoflurane seguido de toracotomia bilateral como descrito abaixo.
    1. Utilize o Centro Nacional de Requinte e Redução de Animais em Pesquisa (NC3Rs) para identificar os níveis de dor pós-operatório. Se algum animal parece estar sentindo dor ou desenvolvendo qualquer compromisso neurológico, sacrifique imediatamente.
    2. Para animais que não recebem carprofeno, administre acetaminofeno 6 mg/mL em sua água potável 24h antes da cirurgia através de 48h após a cirurgia. O acetaminofeno fornece analgesia com efeitos anti-inflamatórios mínimos.
    3. Alternativamente, outras estratégias de analgesia com efeitos anti-inflamatórios mínimos podem ser utilizadas, como buprenorfina ou liberação estendida de buprenorfina. Consulte a equipe veterinária de sua instituição.

4. Colheita e imagem de tecido

  1. Duas semanas após a cirurgia, eutanize o rato por overdose de anestesia (5% isoflurane). Alternativamente, os ratos eutanizam em um momento anterior para analisar os vários aspectos da resposta à lesão arterial.
    1. Uma vez que a respiração pára, faça a toracotomia bilateral como um método secundário de eutanásia.
  2. Faça uma incisão lateral através do abdômen, e depois corte para cima, através do diafragma e costelas, expondo a cavidade torácica.
  3. Peruuse e conserte as artérias.
    1. Insira uma cânula de 18 G presa a um sistema de fixação gravitacional de perfusão através do ventrículo esquerdo. Mantenha pressão equivalente entre ratos marcando a altura do sistema de perfusão em relação à bancada (elevação de 120 cm, equivalente a 91 ± 3 mmHg).
    2. Aperte a cânula junto com o ventrículo usando um hemostato curvo.
    3. Faça um corte no átrio direito, abrindo o circuito vascular, e comece a perfusão com PBS seguido de 2-4% de paraformaldeído (cerca de 250 mL cada).
    4. Prepare paraformaldeído diluído na PBS no dia do sacrifício, ou no máximo na noite anterior ao sacrifício. Se se preparar no dia do sacrifício, certifique-se de que o paraformaldeído esfriou à temperatura ambiente antes de iniciar a perfusão. Armazenar paraformaldeído a 4 °C.
  4. Após a fixação, extraia as artérias carótidas esquerda e direita e armazene a 4 °C por 2h em 2-4% de paraformaldeído.
  5. Transfira as artérias para 30% de sacarose e armazene durante a noite a 4 °C.
  6. Após 16-24 h, incorpore as artérias no composto de temperatura de corte ideal (OCT) e congele os blocos de artérias embutidas por OCT.
    1. Condicionam artérias em OUTUBRO à temperatura ambiente por 10 minutos. Coloque a artéria paralela ao plano da criomolda cheia de OCT, marcando o lado da criomold para a qual a bifurcação arterial está voltada. Congelamento de snap em nitrogênio líquido.
    2. Armazene blocos congelados a longo prazo a -80 °C.
  7. Seção blocos congelados usando um criostat.
    1. Colete seis seções transversais arterials de 5 μm de espessura por slide, com slide 1 começando na bifurcação.
    2. Seção blocos congelados até que a hiperplasia não seja mais visível (cerca de 100 slides).
  8. Hematoxylin & eosin (H&E) slides de manchas18
    1. Encontre a área do ferimento manchando um em cada dez slides ao longo de toda a artéria a partir da bifurcação (por exemplo, slides 1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 e 100).
    2. Manchas adicionais desliza ao redor do local da lesão para encontrar o slide com oclusão de pico (por exemplo, slides 20, 30 e 40 tinham hiperplasia visível, assim manchas desliza 15, 25, 35 e 45).
    3. Manche e quantifique o slide com oclusão máxima e deslizamentos equidistantes antes e depois do deslizamento de oclusão de pico (por exemplo, oclusão máxima encontrada no slide 35, depois manche e quantifique slides 25, 45, etc.) para um total de 3-10 slides por rato.
  9. Para imagens de microscopia de fluorescência de folha de luz, armazene as artérias durante a noite a 4 °C após a fixação na etapa 4.4.
    1. Artéria da sonda com diluição de 1:500 de anticorpo primário anti-CD31 de coelho em diluente (pH 7.4) por 3 dias. Em seguida, a artéria de contra-mancha com diluição de 1:500 do anticorpo secundário Alexa Fluor 647 por 2 dias19.
    2. Limpe a artéria usando iDISCO+20.
    3. Imagem da artéria usando um microscópio de fluorescência de folha de luz21. Renderizar imagens usando software (por exemplo, Imaris)19.
  10. Quantifique a hiperplasia neointimal. Realize a quantificação de forma cega, se possível.
    1. Use o software ImageJ para traçar o perímetro da lâmina elástica intima, interna elástica (IEL) e lamina elástica externa (EEL) de uma artéria em cada um dos 3-10 slides determinados acima (passo 4.8.3).
    2. Quantifique a área de cada região traçada em ImageJ e exporte esses valores. O traço intima produz a área de lúmen, o traço IEL produz a área IEL, e o traço EEL produz a área da ENGUIA.
    3. Média dos valores obtidos dos slides 3-10 para obter a lesão média (% de oclusão, proporção intima:media (I:M), hiperplasia neointimal) por artéria carótida de rato.
      Hiperplasia Neointimal = Área IEL - Área de Lumen
      figure-protocol-1
      figure-protocol-2

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Resultados

A Figura 1 mostra todos os materiais e ferramentas cirúrgicas utilizados para a realização desta cirurgia. A coloração de hematoxilina e eosina (H&E) de seções transversais arterials feridas de duas semanas permite uma visualização clara da hiperplasia neointimal. A Figura 2 mostra imagens representativas de seções arterials manchadas de H&E de uma artéria saudável, ferida e tratada. A Figura 2 também descreve como quantific...

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Discussão

A lesão do balão da artéria carótida de rato é um dos modelos animais de restenose mais utilizados e estudados. Tanto o modelo de lesão do balãooriginal 3 quanto a variação de lesão segmental controlada pela pressão modificada10 informaram muitos aspectos da resposta à lesão arterial que também ocorre em humanos, com as poucas limitações sendo que o trombo rico em fibrina raramente se desenvolve e a inflamação local é mínima em comparação com outros modelos de lesão, como e...

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Divulgações

Os autores declaram que não há conflitos de interesse em relação à publicação deste manuscrito.

Agradecimentos

A N.E.B. foi apoiada por uma bolsa de treinamento do Instituto Nacional de Ciências da Saúde Ambiental (5T32ES007126-35, 2018), e uma bolsa de pré-doutorado da American Heart Association (20PRE35120321). E.S.M.B. foi um estudioso da KL2 parcialmente apoiado pelo Programa de Acadêmicos do UnC Clinical and Translational Science Award-K12 (KL2TR002490, 2018), e pelo National Heart, Lung, and Blood Institute (K01HL145354). Os autores agradecem ao Dr. Pablo Ariel, do Laboratório de Serviços de Microscopia da UNC, por ajudar na LSFM. A Microscopia de Fluorescência de Folha de Luz foi realizada no Laboratório de Serviços de Microscopia. O Laboratório de Serviços de Microscopia, Departamento de Patologia e Medicina Laboratorial, é apoiado em parte pela bolsa de apoio do Centro de Câncer P30 CA016086 ao Centro de Câncer Integral UNC Lineberger.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Seringa de 1 mLFisher14955450
Seringa de 1 mL com agulhaBD309626
2 Cateter de Embolectomia com Balão Fogarty FrancêsEdwards LifeSciences120602F
4-0 Sutura de Ethilon (Nylon)Ethicon Inc662H
4-0 Sutura VicrylEthicon IncJ214H
7-0 Sutura de ProleneEthicon Inc8800H
70% álcool
Anti-Coelho Alexa Fluor 647Thermo Fisher ScientificA21245
Sulfato de AtropinaVedco Incpara uso veterinário
CotonetesPuritan806-WC
Hemostatos CurvosFerramentas de Ciência Fina13009-12
Fórceps curvo finoFerramentas de ciências finas11203-25
Tesoura finaFerramentas de ciências finas14090-11
GazeCovidien2252
IHC-Tek Diluente (pH 7,4)IHC WorldIW-1000
InsufladorMerit MedicalIN4130
Solução
de iodoPomada lubrificante para os olhosDechrapara uso veterinário
Mayo Tesourasde Ciência Fina14010-15
Micro SerrefinesFerramentas de Ciências Finas18055-05
Tesoura de MicrodissecçãoFerramentas de Ciências Finas15004-08
Braçadeira Micro-Serrefine Aplicação de FórcepsFerramentas de Ciências Finas18057-14
Porta-agulhasFine Science Tools12003-15
Pluronic-127 (diluído em água estéril)Sigma-AldrichP244325% preparado
Coelho Anti-CD31Abcamab28364
RetractorClipes de papel dobrados funcionam bem
Rimadyl (Carprofeno)Zoetis Incpara uso veterinário
Soluçãosalina
Fórceps PadrãoFine Science Tools11006-12
Campo EstérilDynarex4410
T-Pins
etílico Ferramentas

Referências

  1. American Heart Association. Cardiovascular Disease: A Costly Burden for America, Projections Through 2035. American Heart Association CVD Burden Report. , (2017).
  2. Singh, R. B., Mengi, S. A., Xu, Y. J., Arneja, A. S., Dhalla, N. S. Pathogenesis of atherosclerosis: A multifactorial process. Experimental and Clinical Cardiology. 7 (1), 40-53 (2002).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation. 49 (2), 208-215 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation. 49 (3), 327-333 (1983).
  5. Sartore, S., et al. Contribution of adventitial fibroblasts to neointima formation and vascular remodeling: from innocent bystander to active participant. Circulation Research. 89 (12), 1111-1121 (2001).
  6. Tanaka, K., et al. Circulating progenitor cells contribute to neointimal formation in nonirradiated chimeric mice. The FASEB Journal. 22 (2), 428-436 (2008).
  7. Henry, M., et al. Carotid angioplasty and stenting under protection. Techniques, results and limitations. The Journal of Cardiovascular Surgery. 47 (5), Torino. 519-546 (2006).
  8. Kounis, N. G., et al. Thrombotic responses to coronary stents, bioresorbable scaffolds and the Kounis hypersensitivity-associated acute thrombotic syndrome. Journal of Thoracic Disease. 9 (4), 1155-1164 (2017).
  9. Jackson, C. L. Animal models of restenosis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (3), 122-130 (1994).
  10. Shears, L. L., et al. Efficient inhibition of intimal hyperplasia by adenovirus-mediated inducible nitric oxide synthase gene transfer to rats and pigs in vivo. Journal of the American College of Surgeons. 187 (3), 295-306 (1998).
  11. Takayama, T., et al. A murine model of arterial restenosis: technical aspects of femoral wire injury. Journal of Visualized Experiments. (97), (2015).
  12. Zhang, L. N., Parkinson, J. F., Haskell, C., Wang, Y. X. Mechanisms of intimal hyperplasia learned from a murine carotid artery ligation model. Current Vascular Pharmacology. 6 (1), 37-43 (2008).
  13. Jahnke, T., et al. Characterization of a new double-injury restenosis model in the rat aorta. Journal of Endovascular Therapy. 12 (3), 318-331 (2005).
  14. Gregory, E. K., et al. Periadventitial atRA citrate-based polyester membranes reduce neointimal hyperplasia and restenosis after carotid injury in rats. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 307 (10), 1419-1429 (2014).
  15. Buglak, N. E., Jiang, W., Bahnson, E. S. M. Cinnamic aldehyde inhibits vascular smooth muscle cell proliferation and neointimal hyperplasia in Zucker Diabetic Fatty rats. Redox Biology. 19, 166-178 (2018).
  16. Bahnson, E. S., et al. Long-term effect of PROLI/NO on cellular proliferation and phenotype after arterial injury. Free Radical Biology and Medicine. 90, 272-286 (2016).
  17. Gilbert, J. C. W., Davies, M. C., Hadgraft, J. The behaviour of Pluronic F127 in aqueous solution studied using fluorescent probes. International Journal of Pharmaceutics. 40 (1-2), 93-99 (1987).
  18. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  19. Buglak, N. E., et al. Light Sheet Fluorescence Microscopy as a New Method for Unbiased Three-Dimensional Analysis of Vascular Injury. Cardiovascular Research. , (2020).
  20. Renier, N., et al. iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
  21. Ariel, P. UltraMicroscope II - A User Guide. , (2018).
  22. Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
  23. Xiangdong, L., et al. Animal models for the atherosclerosis research: a review. Protein Cell. 2 (3), 189-201 (2011).
  24. Chen, H., Li, D., Liu, M. Novel Rat Models for Atherosclerosis. Journal of Cardiology and Cardiovascular Sceinces. 2 (2), 29-33 (2018).
  25. Xing, D., Nozell, S., Chen, Y. F., Hage, F., Oparil, S. Estrogen and mechanisms of vascular protection. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (3), 289-295 (2009).
  26. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods in Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  27. Pellet-Many, C., et al. Neuropilins 1 and 2 mediate neointimal hyperplasia and re-endothelialization following arterial injury. Cardiovascular Research. 108 (2), 288-298 (2015).
  28. Wu, B., et al. Perivascular delivery of resolvin D1 inhibits neointimal hyperplasia in a rat model of arterial injury. Journal of Vascular Surgery. 65 (1), 207-217 (2017).
  29. Tan, J., Yang, L., Liu, C., Yan, Z. MicroRNA-26a targets MAPK6 to inhibit smooth muscle cell proliferation and vein graft neointimal hyperplasia. Scientific Reports. 7, 46602(2017).
  30. Pearce, C. G., et al. Beneficial effect of a short-acting NO donor for the prevention of neointimal hyperplasia. Free Radical Biology and Medicine. 44 (1), 73-81 (2008).
  31. Cao, T., et al. S100B promotes injury-induced vascular remodeling through modulating smooth muscle phenotype. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (11), 2772-2782 (2017).
  32. Madigan, M., Entabi, F., Zuckerbraun, B., Loughran, P., Tzeng, E. Delayed inhaled carbon monoxide mediates the regression of established neointimal lesions. Journal of Vascular Surgery. 61 (4), 1026-1033 (2015).
  33. Khurana, R., et al. Angiogenesis-dependent and independent phases of intimal hyperplasia. Circulation. 110 (16), 2436-2443 (2004).
  34. Tsihlis, N. D., Vavra, A. K., Martinez, J., Lee, V. R., Kibbe, M. R. Nitric oxide is less effective at inhibiting neointimal hyperplasia in spontaneously hypertensive rats. Nitric Oxide. 35, 165-174 (2013).
  35. Chen, J., et al. Inhibition of neointimal hyperplasia in the rat carotid artery injury model by a HMGB1 inhibitor. Atherosclerosis. 224 (2), 332-339 (2012).
  36. Mano, T., Luo, Z., Malendowicz, S. L., Evans, T., Walsh, K. Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).
  37. Becher, T., et al. Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation. Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).

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