Cultivo de microalgas e quantificação de biomassa em um fotobiorreator em escala de banco com gases corrosivos de flue

Summary

O cultivo axenic da bancada-escala facilita a caracterização microalgal e a optimização da produtividade antes da escala subseqüente do processo-acima. Os fotobiorreatores fornecem o controle necessário para experimentos microais confiáveis e reprodutíveis e podem ser adaptados para cultivar microalgas com segurança com os gases corrosivos (CO_2,SO_2,NO₂₎das emissões de combustão municipal ou industrial.

Abstract

Fotobireatores são sistemas de cultivo iluminados para experimentos em microorganismos fototróficos. Esses sistemas fornecem um ambiente estéril para o cultivo de microalgas, com temperatura, pH e composição de gás e controle da taxa de fluxo. Em escala de bancada, os fotobireatores são vantajosos para pesquisadores que estudam propriedades microalgal, produtividade e otimização de crescimento. Em escalas industriais, fotobioreatores podem manter a pureza do produto e melhorar a eficiência da produção. O vídeo descreve a preparação e o uso de um fotobiorreator em escala de bancada para o cultivo de microalgas, incluindo o uso seguro de insumos corrosivos de gás, e detalha medições relevantes de biomassa e cálculos de produtividade de biomassa. Especificamente, o vídeo ilustra o armazenamento e a preparação da cultura microalgal para a inoculação, o conjunto e a esterilização do fotobiorreator, as medidas da concentração da biomassa, e um modelo logístico para a produtividade microalgal da biomassa com taxa cálculos, incluindo produtividademáxima e global de biomassa. Além disso, uma vez que há um interesse crescente em experimentos para cultivar microalgas usando emissões de gases de resíduos simulados ou reais, o vídeo cobrirá as adaptações de equipamentos fotobiorereatores necessárias para trabalhar com gases corrosivos e discutir amostragem segura em tais cenários.

Introduction

Fotobiorreatores são úteis para experimentos controlados e cultivo de produtos microalgal mais puros do que pode ser alcançado por lagoas abertas. O cultivo de microalgas em fotobiorreatores em escala de bancada suporta o desenvolvimento de conhecimentos fundamentais que podem ser usados para a ampliação do processo. Pequenas alterações nas condições ambientais podem alterar significativamente experimentos microbiológicos e confundir os resultados^1. Um processo estéril com controle de temperatura, pH e gás sparging é vantajoso para estudar propriedades microalgas e desempenho em condições variadas. Além disso, o controle sobre as concentrações de gás de entrada, temperatura, força de cisalhamento da mistura e pH médio pode suportar diversas espécies que são de outra forma desafiadoras para cultivar. Fotobireatores podem ser executados como um processo de lote com alimentação contínua de gás e sparging, ou como um sistema de fluxo de chemostat-through com alimentação contínua de gás e sparging mais influentes e efluentes insumos de nutrientes de águas residuais. Aqui, demonstramos o processo de lote com alimentação contínua de gás e sparging.

O uso de fotobiorreatores aborda vários desafios de cultivo e produção de microalgas. O campo geralmente luta com preocupações de contaminação por outros microrganismos, utilização eficiente de substratos (o que é especialmente importante no caso de mitigação de CO₂ ou tratamento de águas residuais)^2,controle de pH, variabilidade de iluminação e produtividade de biomassa³. Fotobiorreatores permitem que os pesquisadores estudem uma ampla gama de fototrophs em sistemas de lote controlados de perto, onde até mesmo espécies de crescimento lento são protegidas de predadores ou microorganismos concorrentes^4. Esses sistemas de lote também são melhores em facilitar maiores taxas de utilização de CO₂ e produtividade de biomassa porque são sistemas fechados que são mais propensos a estar em equilíbrio com gases fornecidos. A tecnologia fotobiorreator também oferece controle de pH, a falta de que tem dificultado a alta produtividade da biomassa em estudos anteriores⁵. Na escala de bancada, o nível de controle oferecido pelos fotobiorreatores é vantajoso para os pesquisadores. Em escalas industriais maiores, fotobiorreatores podem ser usados para manter a pureza de bioproduto comercial e melhorar a eficiência de produção para aplicações nutracêuticos, cosméticos, alisônicos ou alimentares^6.

Microalgas são de grande interesse para a biosequestration de CO_2, porque eles podem corrigir rapidamente CO₂ como carbono de biomassa. No entanto, a maioria das fontes antropogênicas de CO₂ estão contaminadas com outros gases ou contaminantes corrosivos e tóxicos (NO_x,SO_x, CO, Hg), dependendo da fonte de combustível do processo de combustão. O crescente interesse no sequestro sustentável de CO₂ levou ao desenvolvimento de tecnologias de fotobiorreatores para tratar as emissões ricas em CO_2,como as de usinas a carvão(Tabela 1). Infelizmente, há um risco inerente de exposição humana e ambiental aos contaminantes corrosivos e tóxicos durante processos de pesquisa e ampliação. Como tal, descrever a montagem segura e operação de biorreatores usando gases corrosivos é necessário e instrutivo.

Este método é para o uso de um fotobioreator 2 L em escala de bancada para o crescimento de microalgas condições experimentais cuidadosamente controladas. O protocolo descreve o armazenamento microalgal, a preparação do inoculum, e a instalação e a esterilização do fotobiorreator. Além do funcionamento básico, este trabalho descreve medições de biomassa microalgal e cálculos de produtividade de biomassa, e adaptação do equipamento para cultivo de microalgas com gases corrosivos. O protocolo descrito abaixo é apropriado para pesquisadores que buscam exercer maior controle experimental, otimizar condições de crescimento microalgal, ou cultura axenicamente uma gama de micróbios fototróficos. Este método não descreve materiais apropriados para o cultivo de micróbios que produzem ou consomem gases inflamáveis (por exemplo, CH_4,H_2,etc.) ^7.

Protocol

1. Uso seguro e amostragem de um fotobiorreator esparged com gases corrosivos

NOTA: Este método não descreve os procedimentos adequados para amostragem segura de culturas microalgal que produzem ou consomem gases altamente inflamáveis.

1. Gerenciar o gás tóxico como um risco para a saúde humana.
   NOTA: De acordo com o Plano de Higiene Química da Universidade de Iowa, os autores trabalharam com o Coordenador de Segurança contra Incêndios da Universidade e o Diretor de Higiene Industrial de Saúde Ambiental e Segurança da Universidade para desenvolver um protocolo de segurança para trabalhar com os gases tóxicos.
2. Configure um sistema de monitoramento de gás tóxico com sensores para cada um dos gases tóxicos em uso. Calibrar os sensores de acordo com as instruções do fabricante. Teste de colisão (verifique se há funcionalidade de sensor e alarme com gases de calibração) com freqüência, de acordo com as instruções do fabricante. Localizar o monitor de gás do lado de fora do capô da fumaça.
3. Antes de iniciar quaisquer experimentos de gás corrosivo, notifique o pessoal próximo do sistema de risco e alarme. Além disso, notificar os socorristas locais apropriados. Sinais postais nas entradas de laboratório especificando quais gases perigosos estão em uso.
   1. Instrua todo o pessoal próximo a evacuar se o gás tóxico for detectado. Notifique os supervisores de laboratório e o pessoal de resposta a emergências.
      NOTA: Em uma queda de energia, a torre reguladora de gás vai parar o fluxo de gás quando perde energia. Entretanto, se o sistema do aquecimento, da ventilação, e do condicionamento de ar do quarto (HVAC) ou a capa de fume vão para baixo sem um falho eléctrico, este conduzirá ao gás tóxico de escape.
4. Modele a possível concentração acumulada de gases tóxicos na sala se o capô de fumaça falhar usando a planilha de modelagem matemática de modelagem matemática IH MOD⁸ da Associação Americana de Higiene Industrial (AIHA) para cada gás.
   1. Obter a taxa de fornecimento/exaustão da sala, Q,em m³ min^-1 do pessoal de manutenção de climatização de edifícios ou técnico de Climatização. Calcule o volume, V,do laboratório (L x W x H) em m³. Calcule a taxa de emissão de contaminantes, G,de cada tipo de gás tóxico em mg min^-1,usando a Equação 1 adaptada da lei ideal de gás:
      (1)
      onde P é a fração de pressão exercida pelo gás tóxico em 1 atm (ppm gás/10⁶ ppm), o_gás Q é a taxa de fluxo do gás em L min^-1, R é a constante universal do gás (0.082057 L·atm·mol^-1· K^-1), T é temperatura em K, e MW é o peso molecular do gás em g mol^-1.
   2. Use os valores para O algoritmo V, Qe G para cada gás (calculado na etapa 1.4.1) no algoritmo "Modelo de sala bem misturada com opção de cessar a geração e o expurgo da sala de modelos" na planilha ih mod para calcular as concentrações de gás acumulado para cada gás durante um período de simulação de 1440 min (24 h). Compare esses valores com os limites de exposição(Tabela 2)⁹.

2. Preparação do inóculo microalgal

1. Prepare o Scenedesmus obliquus inoculum, ou outras espécies microalgal selecionadas para o fotobioreator, antes do início do experimento, transferindo-o do armazenamento, seja criopreservado ou cultivado na mídia ágara.
   1. Adicione 30 a 50 mL de médio estéril de crescimento microalgal (meio basal de triple-nitrogen Bold [3N-BBM], Tabela 3) a um frasco estéril (150-250 mL) de agitação tampado com uma rolha de espuma.
      NOTA: A menos que o frasco é escasso, apenas um quinto do volume de frasco shake deve ser ocupado por mídia líquida.
   2. Use um armário de biossegurança para manter a esterilidade ao transferir células para uma inclinação ou agitar frasco. Para culturas no ágar, use um laço estéril para transferir microalgas de sua placa ou inclinação do ágar à garrafa da agitação. Para culturas criopreservadas, descongele gradualmente a amostra criopreservada e lave o crioprotetor de acordo com o protocolo escolhido^10,em seguida, adicione as células ao frasco de tremer.
   3. Células culturais em 3N-BBM a 20-25 °C 16 h:8 h luz: escuro e tremendo em 115-130 rpm.
   4. Acompanhe o crescimento microalgal ao longo do tempo usando medições de densidade óptica (OD) (como nas seções 5 e 6). Permitir que as microalgas atinjam sua fase de crescimento exponencial (2 a 4 dias) antes de transferir as células para o fotobiorreator.
      NOTA: Dependendo do objetivo do experimento, as células podem ser enxaguadas de meio cultural (este estudo) e/ou concentradas com múltiplas etapas de centrifugação antes da inoculação do biorreator.

3. Configuração e operação de fotobioreator

1. Use o fotobiorreator(Figura 1)para controlar a temperatura, o pH, a taxa de agitação, as taxas de fluxo de gás e as taxas de fluxo da solução de entrada.
   NOTA: O fotobiorreator pode ser usado para controlar o fluxo de até quatro soluções diferentes de entrada, comumente ácido, base, antiespuma e substrato.
   1. Prepare 100 mL cada um de 1 N NaOH e 1 N HCl e adicione cada um a um frasco da solução da entrada de 250 mL. Use contenção secundária para essas soluções.
   2. Armazenar soluções de entrada medidas em garrafas tampadas autoclaváveis equipadas com tubos de mergulho e um tubo de ventilação com um filtro de ar estéril em linha. Conecte os tubos de mergulho às quatro portas de entrada do fotobiorúmetro usando tubos autolavaficáveis e, durante a operação do fotobiorreator, submerse os tubos de mergulho nas soluções de entrada. Passe a tubulação autofálica de dimímetro dentro (ID) de 1,6 mm entre as soluções de entrada e suas portas através de bombas peristaltic separadas que podem ser controladas por taxas de fluxo selecionadas manualmente ou por feedback de sondas de pH e espuma (no caso de ácido, soluções básicas e antiespuma).
2. Calibrar o medidor de pH fotobiorreator antes da autocllavagem.
   1. Conecte a sonda pH à torre de controle do fotobioreator, ajustando a sonda à linha de conexão e torcendo para bloquear. Use tampões de pH 4 e pH 7 para calibrar o medidor de pH. Espere até que os valores se estabilizem antes de aceitar o valor do medidor de pH.
   2. Desligue a sonda pH do cabo do medidor de pH que conecta a sonda à torre de controle.
   3. Superfície esterilizar com 70% de etanol ou autoclave a sonda com o reator. Para autoclave, tampa a ponta de prova do pH firmemente com folha de alumínio.
      NOTA: Se a sonda é autocllavada, há um risco de corrosão do interior da sonda de danos a vapor. Este método de nivelamento não garante completamente a prevenção de danos.
   4. Adicione 10 mM 4-(2-hidroxyethyl)piperazine-1-ethanesulfonic ácido (HEPES) buffer para o meio de cultura para melhor controlar pH.
3. Insira e parafuso fechou o dedo frio e condensador de escape na placa do fotobioreator.
4. Insira a porta de inoculação e parafuso firmemente no lugar. Adicione um comprimento de tubulação autolavavável à seção da porta da inoculação acima da placa do photobioreactor. Antes de autocllavar o biorreator, aperte a tubulação fechada com uma braçadeira de mangueira autolavavável.
5. Anexar tubos tampados com filtros estéreis para quaisquer portas de fotobioratores não utilizados.
6. Anexe soluções de entrada de ácido e base para as portas de entrada de fotobioreatores através de tubos autolavaficáveis. Adicione 1,5 L de meio de cultura.
7. Autoclave o reator e soluções de entrada associadas para 30-45 min em 121 °C de acordo com o volume de trabalho.
   NOTA: Se o meio da cultura é afetado adversamente autoclaving, adicione os meios após autoclaving circunstâncias estéreis em uma capa de fluxo laminar. O protocolo pode ser pausado aqui.
   CUIDADO: Reator será quente após a remoção do autoclave.
8. Anexar o motor impulsoeller para o eixo impeller e aperte o encaixe.
9. Organizar painéis de luz LED simetricamente fora do biorreator de acordo com os requisitos de iluminação.
   1. Antes da autoclivar, medir e registrar a intensidade da luz com um fotômetro. Coloque o sensor de iluminação dentro da embarcação do fotobioreator e enfrente o sensor em direção à fonte de luz.
10. Conecte até dois cilindros de gás para fornecer as emissões simuladas de usinas a carvão(Tabela 1)às microalgas do fotobiorreator.
    NOTA: As concentrações de gás utilizadas neste estudo aproximaram as da usina da Universidade de Iowa.
    1. Monte as conexões entre o cilindro de gás, a torre reguladora de gás e o anel de esparging do fotobiorreator. Anexe reguladores apropriados capazes de 20 psi pressão de saída para os cilindros de gás. Anexar 6 mm ID tubos resistentes à farpa de mangueira de tomada reguladora e seguro com uma braçadeira de mangueira. Anexar a outra extremidade da tubulação resistente à pressão para o gás que regula a enseada de gás da torre usando uma farpa de mangueira para 6 mm haste rápida conectar montagem segura com uma braçadeira mangueira. Conecte tubos de identificação de 3,2 mm à tomada de gás da torre reguladora de gás usando outra montagem de conexão rápida de 6 mm e conecte a outra extremidade da tubulação de saída à porta de anel espargante na placa do fotobioreator.
       NOTA: Para um segundo gás de entrada, repita o passo 3.9.1, mas use uma farpa de mangueira em forma de T para consolidar as duas linhas de gás de entrada para uma única seção do tubo conectado à porta anel sparging.
    2. Defina a pressão de saída para 20 psi em cada regulador de gás e use a interface do biorreator para definir taxas experimentais de fluxo de gás.
       NOTA: Calcule e relate o volume de ar em condições padrão por volume de líquido por minuto (vvm); divida a taxa de fluxo de gás volumétrico pelo volume da cultura. Relatório em unidades de per miniute.
11. Ao sparging com mais de um cilindro de gás, confirme a concentração fornecida de CO₂ para o fotobioreactor com um sensor de CO_2.
    1. Conecte um sensor de CO₂ compatível com software (por exemplo, GasLab) à porta USB de um computador. Baixe o software mais recente que corresponde ao modelo de sensor CO_2. Abra o software e a entrada do modelo do sensor, intervalo de tempo de medição e duração do registro de dados de medição.
    2. Coloque o sensor CO₂ e o tubo de fluxo de gás combinado (antes de conectar o tubo com o biorreator) em uma embarcação de 100 a 250 mL, tampada e ventilada (externa ao biorreator).
       NOTA: Durante o experimento, as concentrações de HEADSPACE CO₂ podem ser medidas a partir de um dos tubos de ventilação na placa do fotobiorreator.
    3. Inicie as medições de concentração de CO₂ na interface do usuário e aguarde o equilíbrio das medições.
    4. Use a interface do usuário do fotobiorreator para ajustar as taxas de fluxo de gás de cada tanque até a taxa de fluxo total desejada (0,1 L min^-1)e concentração de CO₂ (12%) é alcançado.
12. Na interface do usuário do fotobiorreator, use a função STIRR para definir a taxa de rotação do impulsor. Certifique-se de que a taxa de mistura é rápida o suficiente para o meio de cultura para assimilar as bolhas de gás escassas.
    NOTA: Certas espécies microalgal têm estruturas celulares fracas e serão danificadas ou rompidas pela força de cisalhamento elevado.

4. Adaptação do fotobioreator e configuração experimental para uso de gás tóxico

CUIDADO: Os gases corrosivos no gás flue real ou simulado são corrosivos e tóxicos. Estes gases representam um risco grave se inalados.
NOTA: Este método não descreve materiais apropriados para o cultivo seguro de micróbios que produzem ou consomem gases altamente inflamáveis (ou seja, metano, hidrogênio, etc.).

1. Substitua os componentes de latão, plástico e tubos padrão por materiais resistentes à corrosão.
   1. Use aço inoxidável para resistir confiantemente à corrosão dos ácidos fortes formados pela reação entre NO_x ou SO_x e água. Substitua acessórios de conexão rápido de plástico nas enseadas de gás e tomadas na torre reguladora de gás com acessórios de conexão rápidos de aço inoxidável. Use reguladores de aço inoxidável para cilindros de gás, incluindo a farpa de mangueira de tomada, em vez de latão.
   2. Use politetrafluoroetileno (PTFE) ou acetato de vinil etípio natural (EVA) tubulação para resistir à corrosão de NO_x e SO_x gases (respectivamente) nas conexões entre o cilindro de gás para a torre reguladora de gás e a torre reguladora de gás para o fotobiorreator.
2. Após a autoclagem, montar o fotobiorreator e cilindros de gás dentro de um walk-in capa de fumaça. Coloque o fotobiorreator em uma mesa dentro de contenção secundária e coloque cilindros de gás em colares de cilindro de pé livre ou um rack de cilindro.
3. Depois de iniciar o fluxo de gás, use um detector de vazamento de líquido tipo bolha para verificar se há vazamentos de gás em todas as conexões entre os cilindros de gás e biorreator. Use uma garrafa de lavagem cheia de uma diluição 1:100 (v:v) de sabão prato: água para cobrir a conexão com um pequeno fluxo de solução de sabão.
   NOTA: Vazamentos serão indicados borbulhando nas conexões.
4. Ao iniciar os experimentos microalgal, começar a sparging, em seguida, ajustar pH antes da inoculação (como em experimentos fotobioróticopadrão).
   NOTA: Proteger o meio de cultura durante experimentos de gás corrosivo é altamente recomendado, uma vez que os gases de entrada são fortemente ácidos.
5. Inocular o fotobioreator aspirando o inóculo microalgal preparado em uma seringa estéril, ajustando a seringa à tubulação unida à porta da inoculação, abrindo a braçadeira de tubulação da inoculação, e deprimindo a seringa.
6. Verifique o monitor de gás, pressões do cilindro de gás e fotobioreator duas vezes ao dia (e antes da amostragem) para níveis elevados de gás tóxico ou indicação de vazamentos.
7. Limite a abertura da faixa da capa da fumaça a uma largura que permita que os reguladores do biorreator e do cilindro de gás sejam alcançados. Para evitar o risco de exposição à inalação, garantir que a abertura não exponha pessoal acima da região do tronco.
8. Vire os reguladores do cilindro de gás para a posição fechada para cessar o fluxo de gás para o reator. Feche a faixa da capa de fumaça e permita que 5 min para que a capa evacue os gases corrosivos antes de provar a cultura do fotobiorreator.
9. Amostra dentro da capa de fumaça, seja abrindo uma porta de cabeça e usando um tubo sorológico estéril ou extraindo cultura em uma seringa através da porta de inoculação/amostragem. Proteger as portas fotobioreator antes de abrir os cilindros de gás e retomar o experimento.

5. Medir a produtividade da biomassa microalgal

1. Use uma curva de calibração para relacionar a cultura microalgal OD₇₅₀ medições às concentrações secas da biomassa microalgal.
   1. Prepare vários frascos (mínimos: 4, volume mínimo de trabalho: 500 mL) frascos com meio microalgal estéril e inocular com a espécie de interesse (por exemplo, S. obliquus neste estudo).
   2. Medir a cultura OD₇₅₀ até que o crescimento seja exponencial, e prontamente amostra sacrificialmente os frascos filtrando volumes conhecidos (mínimo de 100 mL) do conteúdo com uma membrana de filtro de 0,45 μm de massa conhecida. Use alumínio coberto pesar barcos ou vasos de vidro para suportar a biomassa e filtros como eles são secos.
   3. Massa a biomassa e filtros após a secagem por aproximadamente 18-24 h em um forno entre 80-100 °C. Para verificar a secagem completa, medir novamente após um adicional de 2-3 h para determinar se a massa se estabilizou.
   4. Subtraia a massa de filtro da massa combinada de biomassa e filtro para calcular a massa de biomassa.
   5. Trace a curva de calibração medida o OD₇₅₀ contra a concentração de biomassa (massa de biomassa dividida pelo volume de cultura filtrada) e encaixe os dados com uma regressão linear.

6. Modelagem de produtividade de biomassa e cálculos de taxas

1. Calcule as concentrações de biomassa do experimento a partir de medições de OD₇₅₀ usando a curva de calibração de regressão linear (determinada na seção 5).
2. Ajuste dados de crescimento microalgal do grupo da retardação à fase exponencial à estacionária com uma regressão logística (Equação 2) no software da grafeleção e das estatísticas(tabela dos materiais):
   (2)
   onde L é o valor máximo de concentração de biomassa da curva, k é a inclinação relativa da fase exponencial (tempo^-1), x_o é o tempo do ponto médio da curva sigmoidal, e x é tempo.
   1. Digite manualmente a equação logística acima. Selecione ajuste uma curva com regressão não linear na aba análise no software. À esquerda dos Parâmetros: Caixa de regressão não linear, escolha Criar nova equação a nova caixa de entrega. Use a equação explícita padrão como tipo de equação, nomeie a nova função e defina a nova função como Y = L/(1+ exp (-k*(x-b)), onde b representa x_o.
3. Calcule a produtividade global da biomassa do lote de microalgas dividindo a diferença entre as concentrações de biomassa final e inicial pela diferença entre os tempos final e o ininicial.
4. Calcule a produtividade máxima de biomassa do lote microalgal do derivado da Equação 2 (Equação 3) no ponto médio sigmoide, quando x = x_o.
   (3)

Results

Uma curva de calibração para as microalgas verdes, S. obliquus,colhida sana fase exponencial, foi estabelecida com concentrações de OD₇₅₀ e biomassa seca(Figura 2). A regressão linear teve um valor R² de 0,9996.

Uma cultura do obliquus de S. foi começada em uma garrafa de Erlenmeyer de 250 mL de uma cultura armazenada em uma placa refrigerada do ágar. A microalga foi inoculada em 3N-BBM com 10 mM HEPES buffer e sparged com 2...

Discussion

Experimentos de fotobiororreator axenic com pH regulamentado, temperatura, taxa de fluxo de gás e concentração de gás promovem resultados significativos, eliminando a contaminação por cepas de algas não-alvo e variabilidade nas condições culturais. A cinética precisa do crescimento da cultura pura pode ser obtida mesmo na presença de gases corrosivos (CO_2,SO_2,NO_2),que servem como nutrientes, transformando gases residuais em um produto valioso, como ração animal.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Biostat A Biorreator	Sartorius Stedim		Biorreator de 2 litros para fermentação microbiana; projetado para ser autoclavado; pH, temperatura, controle de vazão de gás
Teste de resposta NO2	gás Grainger	GAS34L-112-5	Gás de calibração para detector de gás MultiRAE
Teste de resposta O2, CO, gás LEL	Grainger	GAS44ES-301A	Gás de calibração para Detector de gás MultiRAE
Teste de resposta SO2	Grainger	GAS34L-175-5	Gás de calibração para detector de gás MultiRAE
Tubulação resistente à corrosão para gás NO2	Swagelok	SS-XT4TA4TA4-6	PTFE Core Hose Smooth Bore X Series— Trança de fibra e reforço de trança SS 304
Tubulação resistente à corrosão para gás SO2	Fornecimento	de	Tubulação EVA natural trançada reforçada 120325 - 1/4" ID
cozIR 100% CO2 medidor	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0121 em	CO2meter.com medidor de CO2 para concentrações de até 100%
cozIR 20% CO2 medidor	Gas Sensing Solutions Ltd.	CM-0123 a CO2meter.com	medidor de CO2 para concentrações de até 20%
Filtro de membrana Dupore, 0,45 μ m	Millipore Sigma	HVLP04700	Hidrofílico, branco liso, 47 mm de diâmetro, 0,45 μ m tamanho dos poros, filtros de membrana PVFD
Reguladores de cilindros de gás	Praxair	PRS 40221331-660	Regulador de aço inoxidável de estágio único configurado para válvula de diafragma de montagem de saída de 0-15 psi com roscas MNPT de 1/4", aço inoxidável para resistir à corrosão de NOx e SOx
Cilindros de gás	Praxair	Ulta-zero ar, CO2 de alta pureza ou composição de gás personalizada Dependente	dos objetivos
do estudoSistema de monitoramento de gás e detecção de vazamentos	RAE Systems da Honeywell	MAB3000235E020	Modelo bombeado que detecta O2, SO2, NO2, CO e LEL
Software GasLab	GasLab	v2.0.8.14	Software para medições de medidores de CO2 e registro de dados
Mangueira barb	Grainger	Item # 3DTN3	Usado para adaptar reguladores a tubulações, Aço inoxidável para resistir à corrosão de NOx e SOx
K30 Medidor de CO2 de 1%	Senseair	CM-0024 a CO2meter.com	medidor de CO2 para concentrações inferiores a 1%
LED cresce painéis	Roleadro	HY-MD-D169-S	Painéis de luz LED vermelhos e azuis
Sonda de oxigênio dissolvido Memosens	Endress+ Hauser	COS22D-19M6/0	Sonda de oxigênio dissolvido autoclavável (com precauções) para biorreator
Sonda de pH Memosens	Endress+ Hauser	CPS71D-7TB41	Sonda de pH autoclavável (com precauções) para biorreator
Forno, Série Isotemp 500	Fisher Scientific	13246516GAQ	Forno pequeno para secagem
Software Prism GraphPad	Software GraphPad	Versão 7.03 ou 8.0.1	Software gráfico para organização de dados, análise de dados e gráficos com qualidade de publicação Encaixe
farpa de haste para mangueira	Swagelok	SS-4-HC-A-6MTA	Conector de Mangueira de Aço Inoxidável, Adaptador de Tubo de 6 mm, 1/4 pol. Tubulação de identificação
de mangueira, transferência de ácido/base diluída	Allied Electronics and Automation	6678441	Tubulação de Processo de Silicone TP; Tamanho do Furo de 1,6 mm; 3000 mm de Comprimento; Tubulação de grau alimentício
, transferência de gás	Allied Electronics and Automation	6678444	Silicone TP Process Tubing; 3,2 mm de diâmetro; 3000 mm de comprimento; Grau alimentício