Este protocolo descreve a gravação intracelular in vivo de motoneurons lombares de rato com estimulação simultânea de corrente trans-espinhal. O método permite medir as propriedades da membrana e registrar disparos rítmicos de motoneurons antes, durante e depois da polarização anodal ou catódal da medula espinhal.
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Artigo de método
In Vivo Intracelular Gravação de Motoneurons vertebrais de rato identificados tipo durante estimulação de corrente direta trans-espinhal
* These authors contributed equally
Neste artigo
Resumo
Resumo
O registro intracelular de motoneurons espinhais in vivo fornece um "padrão-ouro" para determinar as características eletrofisiológicas das células na rede espinhal intacta e contém vantagens significativas em relação às técnicas clássicas de gravação in vitro ou extracelular. Uma vantagem das gravações intracelulares in vivo é que esse método pode ser realizado em animais adultos com um sistema nervoso totalmente maduro, e, portanto, muitos mecanismos fisiológicos observados podem ser traduzidos para aplicações práticas. Neste artigo metodológico, descrevemos esse procedimento combinado com a estimulação de corrente constante aplicada externamente, que imita processos de polarização ocorridos dentro das redes neuronais espinhais. A estimulação de corrente direta trans-espinhal (TSDCS) é um método inovador cada vez mais utilizado como intervenção neuromodulatória na reabilitação após várias lesões neurológicas, bem como em esportes. A influência do TSDCS no sistema nervoso permanece mal compreendida e os mecanismos fisiológicos por trás de suas ações são amplamente desconhecidos. A aplicação do tsDCS simultaneamente com gravações intracelulares permite observar diretamente as alterações das propriedades da membrana motoneuron e características do disparo rítmico em resposta à polarização da rede neuronal espinhal, o que é crucial para a compreensão das ações do TSDCS. Além disso, quando o protocolo apresentado inclui a identificação do motoneuron no que diz respeito a um músculo inervado e sua função (flexor versus extensor), bem como o tipo fisiológico (rápido versus lento) proporciona uma oportunidade de investigar seletivamente a influência do TSDCS em componentes identificados de circuitos espinhais, que parecem ser diferentemente afetados pela polarização. O procedimento apresentado foca na preparação cirúrgica para gravações intracelulares e estimulação com ênfase nas etapas necessárias para alcançar a estabilidade da preparação e a reprodutibilidade dos resultados. Os detalhes da metodologia da aplicação anodal ou cathodal tsDCS são discutidos enquanto prestam atenção às questões práticas e de segurança.
Introdução
A estimulação da corrente direta trans-espinhal (tsDCS) está ganhando reconhecimento como um método potente para modificar a excitabilidade do circuito espinhal na saúde e na doença1,,2,3. Nesta técnica, é passada uma corrente constante entre um eletrodo ativo localizado acima dos segmentos espinhais selecionados, com um eletrodo de referência localizado ventrally ou mais rostrally4. Vários estudos já confirmaram que o TSDCS pode ser usado no gerenciamento de certas condições patológicas, como dor neuropática5, espasticidade6,lesão medular7 ou para facilitar a reabilitação8. Os pesquisadores sugerem que o TSDCS evoca alterações na distribuição de íons entre o espaço intracelular e o espaço extracelular através da membrana celular, e isso pode facilitar ou inibir a atividade neuronal dependendo da orientação atual9,,10,,11. No entanto, até recentemente, faltava uma confirmação direta dessa influência sobre os motoneurons.
Aqui, descrevemos um protocolo detalhado para realizar o registro intracelular in vivo de potenciais elétricos de motoneurons lombares no rato anesthetizado com aplicação simultânea de TSDCS, a fim de observar alterações na membrana motoneuron e propriedades de disparo em resposta à polarização anodal ou catódal da rede neuronal espinhal. Gravações intracelulares abrem diversas áreas de investigação de propriedades de neurônios, indisponíveis para técnicas extracelulares previamente utilizadas9,12. Por exemplo, é possível medir com precisão a resposta de tensão da membrana do motoneuron ao fluxo de corrente direta induzido pelo TSDCS, indicar limiar de tensão para geração de picos ou analisar parâmetros potenciais de ação. Além disso, essa técnica nos permite determinar as propriedades da membrana passiva do motoneuron, como a resistência à entrada, e observar a relação entre a corrente de estimulação intracelular e a frequência de disparo rítmico de motoneurons. A identificação antidrómica do motoneuron registrado, com base na estimulação de nervos identificados funcionalmente (ou seja, nervos que fornecem eferentes a flexores ou extensores) permite identificar adicionalmente tipos de unidades motoras inervadas (rápida versus lenta), o que dá a oportunidade de testar se a polarização influencia de forma diferente elementos individuais do sistema neuronal espinhal maduro. Devido à extensa cirurgia que precede o registro e aos altos requisitos de estabilidade e confiabilidade das gravações, essa técnica é altamente desafiadora, mas permite a avaliação direta e a longo prazo das características eletrofisiológicas de um motoneuron: antes, durante e depois da aplicação do TSDCS, que é crucial para determinar tanto suas ações agudas quanto os efeitos persistentes13. Como um motoneuron ativa diretamente as fibras musculares extrafusais14 e participa do controle de feedback de uma contração muscular e desenvolveu força15,16 qualquer influência observada de tsDCS na unidade motora ou propriedades contratuais musculares pode estar ligada a modulações de excitabilidade do motoneuron ou características de disparo.
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Protocolo
Todos os procedimentos ligados a este protocolo foram aceitos pelas autoridades competentes (por exemplo, Comitê de Ética Local) e seguem as regras nacionais e internacionais sobre bem-estar e gestão animal.
NOTA: Cada participante envolvido no procedimento deve ser devidamente treinado em procedimentos cirúrgicos básicos e tem que ter uma licença válida para a realização de experimentos em animais.
1. Anestesia e premeditação
- Anestesiar um rato com injeções intraperitoneais de pentobarbital de sódio (uma dose inicial de 60 mg·kg-1 para ratos Wistar machos de 6 meses de idade pesando 400\u2012550g).
NOTA: Este protocolo não se limita à tensão indicada, sexo ou idade dos ratos. Além disso, anestesia alternativa como mistura cetamina-xilazina, alfa-clorona ou fentanil+midazolam+medetomidina pode ser usada se mais adequada para diferentes objetivos de pesquisa ou quando exigida pelo comitê de ética. - Após aproximadamente 5 minutos, verifique a profundidade da anestesia beliscando o dedo do membro traseiro do rato com fórceps contundentes. Proceda com os próximos passos do protocolo somente quando nenhuma ação reflexa for observada.
- Injete 0,05 mL de atropina subcutânea para reduzir a produção de muco após a intubação.
- Injete subcutâneamente 5 mL de tampão fosfato contendo 4% de solução de glicose, NaHCO3 (1 %) e gelatina (14%). Este buffer será absorvido pelos vasos cutâneos durante um experimento e ajudará a manter o equilíbrio dos fluidos.
- Durante toda a cirurgia, verifique periodicamente o animal quanto às ações reflexas e suplementa se necessário (10 mg·kg-1·h-1de pentobarbital de sódio).
2. Cirurgia
- Prepare o animal para tratamento cirúrgico, raspando pele sobre a parte dorsal da linha traseira esquerda, do tornozelo ao quadril, da parte traseira, da cauda aos segmentos torácticos elevados, do lado esquerdo do peito e do lado ventral da área do pescoço acima do esterno
- Colocação da linha intravenosa
- Coloque o rato de costas em uma almofada de aquecimento de laço fechado (e fixe-o com fixações de membros).
- Usando uma lâmina 21, faça um corte longitudinal através da pele de um esterno para um queixo.
- Segure a pele com fórceps e separe-a do tecido subjacente.
- O uso de técnicas de dissecção contundente expõe a veia jugular direita. Dissecar cuidadosamente a veia dos tecidos circundantes.
- Localize a parte da veia sem pontos de ramificação, deslize duas ligaduras 4-0 abaixo dela.
- Faça um nó solto na extremidade proximal do segmento não ramificado anteriormente identificado da veia e um nó solto na extremidade distal deste segmento da veia. Fixar a veia proximal ao coração, e então ligar a parte distal da veia.
- Usando uma tesoura de íris, faça uma incisão entre o grampo e a ligadura distante. Segure uma aba da veia e introduza um cateter pré-preenchido ao ponto em que é bloqueado pelo grampo.
- Enquanto segura a veia e o cateter junto com fórceps, remova o grampo e empurre o cateter vários milímetros para dentro da veia. Fixar as duas extremidades do cateter na veia e adicionar um ponto de fixação adicional à pele.
- Introdução do tubo traqueal
- O uso de fórceps contundentes separa as duas glândulas mandibulares que cobrem os músculos esternohióides. Separe os músculos esternonióides na linha média para expor a traqueia.
- Deslize três ligaduras 4-0 abaixo da traqueia, em seguida, faça dois nós abaixo do ponto de inserção do tubo traqueal e um nó acima.
- Localize a cartilagem cricoide da laringe e faça uma incisão abaixo da terceira cartilagem traqueal.
- Insira um tubo traqueal pela traqueia e fixe o tubo no lugar com ligaduras pré-preparadas e adicione uma ligadura adicional à pele.
- Coloque um pequeno pedaço de lã de algodão acima dos músculos separados, e sutura a pele sobre a área operada.
- Dissecção dos nervos do membro traseiro
- Usando 21 lâminas, faça um corte longitudinal no lado posterior do membro traseiro esquerdo, do tendão de Aquiles até o quadril.
- Pegue a pele com fórceps, e usando técnicas de dissecção sem cortes separam a pele dos músculos subjacentes em ambos os lados da incisão.
- Localize a fossa popliteal na parte de trás da articulação do joelho, que é coberta pelo músculo bíceps femoral, e usando uma tesoura faça um corte entre a parte anterior e posterior deste músculo.
- Movendo-se para cima cortou duas cabeças do bíceps femoral todo o caminho até o quadril para expor o nervo ciático. Cauterize conforme necessário para evitar sangramento.
- Identifique os ramos surais, tibiais e peroneais comuns do nervo ciático.
- Usando uma tesoura, separe a lateral da cabeça medial do músculo gastrocnemius para expor o nervo tibial e seus ramos.
- Usando 55 fórceps pegue a extremidade distal do nervo sural, corte-a distally e disseca o mais longe possível.
- Repita o procedimento com o nervo peroneal comum.
- Usando uma haste de vidro sem corte, separe o nervo tibial dos tecidos circundantes, tomando cuidado para não danificar os vasos sanguíneos, e cortá-lo distally.
- Identifique os nervos gastrocnemius medial (MG) e os nervos gastrocnemius lateral e soleus (LGS).
- Utilizando 55 fórceps, disseco cuidadosamente os nervos MG e LGS, desconectando-os dos tecidos circundantes, mas mantendo sua conexão com os respectivos músculos.
- Coloque um pedaço de algodão encharcado de soro sob os nervos expostos.
- Feche a pele sobre a área operada.
- Laminectomia
- Usando 21 lâminas faça uma incisão longitudinal do sacro até as vértebras torácicas.
- Separe a pele dos músculos subjacentes.
- Corte o músculo longissimus em ambos os lados dos processos torácicos e lombares.
- O uso de bisturi de bordas cegas retrai os músculos da coluna vertebral para expor os processos transversais de cada vértebra.
- O uso de uma tesoura de ponta sem corte cortou os tendões dos músculos ligados aos processos transversais ao longo da coluna vertebral exposta. Aplique agentes hemostáticos, se necessário.
- Identifique a vértebra Th13 como o segmento torácico mais baixo com inserção da costela e usando rongeurs finos removem processos espinhosos e laminas de vértebras Th13 a L2 para expor segmentos lombares da medula espinhal. Lembre-se de não danificar o processo spinous L3 que será usado como ponto de fixação para estabilização da coluna vertebral.
- Remova o processo espinhoso th12 e suavize a superfície dorsal da vértebra o máximo possível.
- O uso de técnicas de dissecção contundente separa os músculos da vértebra Th11 para criar pontos de inserção do suporte.
- Coloque lã de algodão salina fina sobre os segmentos da medula espinhal exposta.
- Mova o rato para a estrutura metálica feita sob medida com duas barras paralelas e dois braços ajustáveis com grampos para apoiar e estabilizar a coluna vertebral.
3. Preparação para a gravação e estimulação
- Fixação da coluna vertebral e arranjo nervoso
- Coloque o rato na estrutura personalizada em uma almofada de aquecimento, conectada ao sistema de aquecimento de laço fechado para manter a temperatura do corpo animal a 37 ± 1°C.
- Insira eletrodos ECG sob a pele e conecte-se a um amplificador para monitoramento da frequência cardíaca.
- Usando os retalhos da pele, forme uma piscina profunda sobre a medula espinhal exposta.
- Utilizando grampos metálicos, fixar a coluna vertebral colocando grampos abaixo de processos transversais th12 e em processo spinous L3.
- Certifique-se de que a coluna vertebral está fixa e organizada horizontalmente e, em seguida, aplique pressão dorso-ventral em ambos os lados da coluna para retrair os músculos.
- Encha a piscina com óleo mineral quente (37 °C) e mantenha-a nesta temperatura.
- Enfie uma ligadura de 4-0 através do tendão de Aquiles, levante e estique o membro traseiro esquerdo operado para que o tornozelo seja nivelado com o quadril.
- Usando os retalhos da pele fazem uma piscina profunda sobre os nervos tibial expostos, MG e LGS.
- Encha a piscina com óleo mineral quente (37 °C).
- Coloque os nervos MG e LGS em eletrodos estimulantes de fio prateado bipolar e conecte-os a um estimulador de pulso quadrado. Use canais de estimulação separados para cada nervo.
- Colocação de eletrodos de superfície
- Coloque um eletrodo de bola de prata no lado esquerdo caudal da medula espinhal exposta, com um eletrodo de referência inserido nos músculos das costas, e conecte ambos os eletrodos ao amplificador DC diferencial. O eletrodo de bola de superfície será usado para gravar voleios diferentes dos nervos.
- Utilizando um estimulador de corrente constante, estimule os nervos MG e LGS com pulsos quadrados de duração de 0,1 ms, repetidos em uma frequência de 3 Hz, e observe voleios diferentes.
- Determine o limiar (T) para ativação nervosa, estimule cada nervo a aproximadamente 3· Intensidade T, e amplitude recorde de voleio diferente para cada nervo.
- Mova o rostral de eletrodo superficial e repita o procedimento para identificar segmentos espinhais em que amplitudes das voleios são as mais altas para cada nervo. Depois de determinar a localização máxima do voleio, mova o eletrodo da superfície para uma distância segura da medula espinhal.
- Paralisia muscular e formação de pneumotórax para reduzir os movimentos respiratórios
- Paralise o rato por via intravenosa com um bloqueador neuromuscular e conecte o tubo traqueal a um ventilador externo em linha com um capnômetro compatível com roedores (brometo de pancurônio, em uma dose inicial de 0,4 mg·kg-1, suplementado a cada 30 minutos em doses de 0,2 mg·kg-1)
- Monitore a concentração de CO2 de maré final e mantenha-a em cerca de 3\u20124% ajustando parâmetros de ventilação (frequência, pressão de ar e volumes de fluxo).
- Faça uma incisão longitudinal na pele entre a 5ª e a 6ª costela em um lado da gravação.
- Usando uma tesoura de ponta sem corte, corte os músculos sobreladais para visualizar o espaço intercostal entre as costelas.
- Usando uma pequena tesoura afiada, faça uma pequena incisão nos músculos intercostais e na pleura, em seguida, insira uma ponta de uma borda cega fórceps na abertura, tomando cuidado para não pressionar os pulmões.
- Permita que as fórceps se expandam ou insira um pequeno tubo para manter o pneumotórax aberto durante todo o experimento.
- Após o bloqueio neuromuscular, monitore a profundidade da anestesia verificando a frequência do ECG e complemente o agente anestésico se a frequência cardíaca exceder 400 bpm. Paralisia muscular e formação de pneumotórax para reduzir os movimentos respiratórios, o que melhorará a estabilidade do registro
- Abrindo o dura e pia mater
- Usando #55 fórceps, levante suavemente a dura mater, e corte-a caudally do segmento L5, rostrally até o segmento L4.
- Usando um par de fórceps 5SF ultrafinos fazem um pequeno patch na pia cobrindo a coluna dorsal, entre os vasos sanguíneos, exatamente ao nível do voleio máximo diferente do MG ou do nervo LGS.
- Use pequenos pedaços de espuma de gel salino e seca para bloquear o sangramento, se necessário.
- colocação de eletrodos tsDCS
- Faça uma pequena incisão na pele no lado ventral de um abdômen de rato no nível rostro-caudal correspondente à localização dos segmentos espinhais L4-L5.
- Pegue a aba de pele exposta com um clipe de metal que servirá como um eletrodo de referência.
- Coloque uma esponja encharcada de soro fisiológico no lado dorsal da vértebra Th12. Certifique-se de que o tamanho da esponja é igual ao de um eletrodo tsDCS ativo (placa de aço inoxidável em forma de círculo de 5 mm de diâmetro).
- Usando um manipulador fino, pressione a esponja com um eletrodo tsDCS ativo no osso e certifique-se de que toda a superfície do eletrodo seja pressionada igualmente.
- Conecte eletrodos tsDCS de referência e ativos a uma unidade estimuladora de corrente constante, capaz de fornecer um fluxo contínuo de corrente direta.
- Preparação de micropipettos
- Usando um puxador de microeletrodo, prepare uma microeletrídua.
NOTA: Tanto os eletrodos de filamento quanto os eletrodos não filamentos podem ser usados, no entanto, lembre-se que a haste do eletrodo deve ser longa o suficiente para atingir o chifre ventral enquanto é fina o suficiente para não comprimir a medula espinhal durante a descida.- Ajuste a configuração do puxador para que a haste que entra na medula espinhal tenha aproximadamente 3 mm de comprimento, enquanto a ponta do eletrodo não é superior a 1\u20122 μm de diâmetro e a resistência à microeletrísola está entre 10 e 20 MΩ.
- Encha os microeletrodos com eletrólitos de potássio de 2M.
- Monte a microeletrínda preparada no micromanipulador permitindo 1\u20122 μm movimento de pisada e calibração estereotaxic.
- Conecte o microeletro ao amplificador intracelular com o eletrodo de referência colocado nos músculos das costas.
- Usando um puxador de microeletrodo, prepare uma microeletrídua.
- Após o bloqueio neuromuscular, monitore a profundidade da anestesia verificando a frequência do ECG e complemente o agente anestésico para que a frequência cardíaca do rato não exceda 400 bpm.
4. Rastreamento e penetração de motoneuron
- Coloque o diferente eletrodo de gravação de voleio de volta na superfície dorsal da medula espinhal, caudalmente à localização do local de gravação, ao nível do segmento L6.
- Estimule os nervos MG e LGS com pulsos elétricos de 0,1 ms em uma frequência de 3 Hz, e intensidade 3T, para ativar todos os axônios de alfa-motoneurons dentro de um nervo selecionado.
- Dirija a micropipette em um patch selecionado na pia com um ângulo medio-lateral de 15\u201220° (com uma ponta direcionada lateralmente).
- Depois de descer abaixo da superfície, calibrar a microeletrância e compensar sua capacitância e deslocamento de tensão, e continuar a penetração da medula espinhal quando todos os parâmetros estiverem estáveis. Um potencial de campo antidérmico da piscina de motoneuron será visível no traço de tensão de microeletrodes enquanto se aproxima de um núcleo motor dedicado durante a estimulação do respectivo nervo.
- Proceda a penetração com a microeletrídula a passos de 1\u20122 μm e use periodicamente a função de zumbido do amplificador intracelular para limpar a ponta do eletrodo de qualquer resíduo.
- Observe a penetração do motoneuron que será caracterizada por uma hiperpolarização súbita do traço de tensão registrado e aparência de um potencial de pico antidrómico.
5. Gravação de membrana de motoneuron e propriedades de disparo
- Em um modo de ponte do amplificador intracelular, identifique o motoneuron com base na aparência "tudo ou nada" do potencial de ação antidrómica estimulando seus respectivos ramos nervosos. Registos 20 subsequentes para a média posterior.
- Implementar um critério de inclusão rigoroso para garantir dados de alta qualidade: potencial de membrana de repouso de pelo menos -50 mV em amplitude; amplitudes potenciais de ação superiores a 50 mV, com um sobrev positivo; potencial de membrana estável por pelo menos 5 minutos antes de gravar.
- Em um modo de fixação atual descontínua (modo de taxa de comutação atual de 4 a 8 kHz) do amplificador intracelular, evoque um potencial de ação ortodrómica em um motoneuron usando pulsos de corrente despolarizantes intracelulares de 0,5 ms. Repita pelo menos 20 vezes para a média offline.
- Estimule um motoneuron com 40 pulsos curtos (100 ms) de corrente hiperpolarizadora (1 nA) a fim de calcular a resistência à entrada celular.
- Estimule um motoneuron com pulsos de onda quadrada de 50 ms em amplitudes crescentes para determinar o valor da reobase como a amplitude mínima de corrente despolarizadora necessária para provocar um único pico.
- Injete pulsos de onda quadrada de 500 ms de corrente despolarizadora, aumentando as amplitudes em passos de 0,1-2 nA para evocar descargas rítmicas de motoneurons.
6. Estimulação de corrente direta trans-espinhal (tsDCS)
- Mantendo uma penetração estável do motoneuron, inicie o procedimento de polarização por aplicação trans-espinhal de corrente direta. Ajuste a intensidade atual e o tempo de aplicação ao design do experimento (por exemplo, 0,1 mA por 15 min).
- Imediatamente após ligar o DC, observe o potencial da membrana do motoneuron. A polarização anodal (o eletrodo ativo como ânodo) deve resultar na despolarização do potencial da membrana, enquanto a polarização catódal (o eletrodo ativo como um cátodo) deve evocar um efeito oposto. Observe se uma mudança no potencial da membrana de repouso em resposta à estimulação dc é constante, o que garante que a intensidade do campo elétrico não seja afetada.
- Durante a aplicação contínua de corrente, repita as etapas 5.3\u20125.6 em intervalos de 5 minutos.
- Desligue o DC e continue repetindo as etapas 5.3\u20125.6 em intervalos de 5 minutos até que as gravações se tornem instáveis ou os critérios de inclusão sejam comprometidos.
- Termine o experimento e eutanize o animal usando administração intravenosa de uma dose letal de sódio pentobarbital (180 mg·kg-1).
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Resultados
Parâmetros de potencial de ação e várias propriedades de membrana podem ser calculados com base em gravações intracelulares quando condições estáveis de penetração celular são garantidas. A Figura 1A apresenta um potencial típico de ação ortodrómica evocado pela estimulação intracelular, que atende a todos os critérios de inclusão de dados (o potencial de membrana de repouso de pelo menos -50 mV, e a amplitude de pico superior a 50 mV, com uma superação positiva). Os parâmetros potenciais de...
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Discussão
Se realizada corretamente, a parte cirúrgica do protocolo descrito deve ser concluída dentro de aproximadamente três horas. Deve-se tomar cuidado especial na manutenção de condições fisiológicas estáveis de um animal durante a cirurgia, em especial a temperatura corporal e a profundidade da anestesia. Além de considerações éticas óbvias, a falta de anestesia adequada pode resultar em movimentos excessivos de membros durante a dissecção nervosa ou laminectomia e levar a danos à preparação ou a um término prematuro do expe...
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Divulgações
Os autores não têm conflito de interesses para divulgar.
Agradecimentos
Este trabalho foi apoiado pelo Centro Nacional de Ciência nº 2017/25/B/NZ7/00373. Os autores gostariam de reconhecer o trabalho de Hanna Drzymała-Celichowska e Włodzimierz Mrówczyński, que contribuíram para a coleta e análise dos resultados apresentados neste artigo.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Durgs e soluções | - | - | - |
| Atropinum sulfuricum | Polfa Warszawa | - | - |
| Glucose | Merck | 346351-NaHCO3 | |
| Merck | |||
| 106329-Pancuronium Jelfa | PharmaSwiss/ | Valeant-Bloqueador neuromuscular | |
| Pentobarbital sódico | Biowet Pu?awy Sp. z o.o-Agente | anestésico principal | |
| Citrato de | Chempur | 6100-05-06-Tetraspan | |
| Braun-HES solution | |||
| Equipamento cirúrgico | - | - | -21 |
| Lâmina | FST | 10021-00 | Lâmina |
| de bisturiCauterizador | FST | 18010-00-Tubos | |
| torácicos | Mila | CT1215-Dumont | |
| #4 Fórceps | FST | 11241-30 | Fórceps muscular |
| Dumont #5 Fórceps | FST | 11254-20 | Fórceps |
| Dura Dumont #5F Fórceps | FST | 11255-20 | Fórceps |
| nervoso Dumont #5SF Fórceps | FST | 11252-00 | Pia fórceps |
| Fórceps | FST | 11008-13 | Fórceps sem corte |
| Fórceps | FST | 11053-10 | Fórceps de pele |
| Hemostat | FST | 13013-14-Rongeur | |
| FST | 16021-14 | Para laminectomia | |
| Tesoura | FST | 15000-08 | Tesoura de veia |
| Tesoura | FST | 15002-08 | Tesoura dura |
| Tesoura | FST | 14184-09 | para corte de traqueia |
| Tesoura | FST | 104075-11 | Tesoura muscular |
| Tesoura FST | 14002-13 | Tesoura de pele | |
| Tubo traqueal | - | Cateter de veia feito sob medida | |
| Vygon | 1261.201-Vessel | ||
| cannulation forceps | FST | 18403-11 | - |
| Braçadeira | de vaso FST | 18320-11 | Para fixação de veias |
| Sonda de dilatação de vaso | FST | 10160-13 | Para dissecção de veias |
| Materiais de sustentação | - | - | |
| -Espuma de gel | Pfizer | GTIN 00300090315085 | Agente hemostático |
| Sutura de seda 4.0 | FST | sutura 18020-40-Silk | |
| 6,0 | FST | 18020-60 | - |
| Equipment | - | - | - |
| Dispositivos moleculares | Axoclamp 2B | descontinuados | Amplificador intracelular/modelo novo Axoclamp 900A |
| CapStar-100 End-tidal CO2 Monitor | CWE | 11-10000 | Gás analisador |
| Grass S-88 | A-M Systems | descontinuado | Estimulador de corrente constante |
| Sistemas de manta homeotérmica com sonda flexível | Aparelho Harvard | 507222F | Sistema de aquecimento |
| ISO-DAM8A | WPI | 74020 | Amplificador extracelular |
| Microdrive | - | Feito sob medida / substituição IVM / Scientifica | |
| P-1000 Microeletrodo | extrator Sutter Instruments | P-1000 | Extrator de microeletrodos |
| SAR-830 / AP Ventilador para animais pequenos | CWE | 12-02100 | |
| Quadro de suporte | do | Base padrão de laboratório personalizado / substituição 51601 / | |
| Grampos espinhais | - | Adaptador espinhal de rato personalizado / substituição 51695 / | |
| Estimulador DC TP-1 | WiNUE | - | estimulador tsDCS |
| Diversos | -- | - | |
| 1B150-4 capilares de vidro | WPI | 1B150-4 | Para produção de microeletrodos |
| Algodão | --- | ||
| tubulação flexível | - | - | Para conexão |
| de respirador e analisador de CO2MicroFil | WPI | MF28G67-5 | Para enchimento de micropipetas Fio |
| de prata | - | Para eletrodos nervosos |
Referências
- Angius, L., Hopker, J., Mauger, A. R. The Ergogenic Effects of Transcranial Direct Current Stimulation on Exercise Performance. Frontiers in Physiology. 8, 90(2017).
- Berry, H. R., Tate, R. J., Conway, B. A. Transcutaneous spinal direct current stimulation induces lasting fatigue resistance and enhances explosive vertical jump performance. PloS One. 12 (4), 0173846(2017).
- Lenoir, C., Jankovski, A., Mouraux, A. Anodal transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS) selectively inhibits the synaptic efficacy of nociceptive transmission at spinal cord level. Neuroscience. 393, 150-163 (2018).
- Parazzini, M., et al. Modeling the current density generated by transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS). Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 125 (11), 2260-2270 (2014).
- Choi, Y. A., Kim, Y., Shin, H. I. Pilot study of feasibility and effect of anodal transcutaneous spinal direct current stimulation on chronic neuropathic pain after spinal cord injury. Spinal Cord. 57 (6), 461-470 (2019).
- Gómez-Soriano, J., Megía-García, A., Serrano-Muñoz, D., Osuagwu, B., Taylor, J. Non-invasive spinal direct current simulation for spasticity therapy following spinal cord injury: mechanistic insights contributing to long-term treatment effects. The Journal of Physiology. 597 (8), 2121-2122 (2019).
- de Araújo, A. V. L., et al. Effectiveness of anodal transcranial direct current stimulation to improve muscle strength and motor functionality after incomplete spinal cord injury: a systematic review and meta-analysis. Spinal Cord. , (2020).
- de Paz, R. H., Serrano-Muñoz, D., Pérez-Nombela, S., Bravo-Esteban, E., Avendaño-Coy, J., Gómez-Soriano, J. Combining transcranial direct-current stimulation with gait training in patients with neurological disorders: a systematic review. Journal of Neuroengineering and Rehabilitation. 16 (1), 114(2019).
- Ahmed, Z. Modulation of gamma and alpha spinal motor neurons activity by trans-spinal direct current stimulation: effects on reflexive actions and locomotor activity. Physiological Reports. 4 (3), (2016).
- Bolzoni, F., Jankowska, E. Presynaptic and postsynaptic effects of local cathodal DC polarization within the spinal cord in anaesthetized animal preparations. The Journal of Physiology. 593 (4), 947-966 (2015).
- Cogiamanian, F., et al. Transcutaneous Spinal Direct Current Stimulation. Frontiers in Psychiatry. 3, (2012).
- Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation alters muscle tone in mice with and without spinal cord injury with spasticity. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (5), 1701-1709 (2014).
- Bolzoni, F., Pettersson, L. G., Jankowska, E. Evidence for long-lasting subcortical facilitation by transcranial direct current stimulation in the cat. The Journal of Physiology. 591 (13), 3381-3399 (2013).
- Manuel, M., Zytnicki, D. Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway. Journal of Integrative Neuroscience. 10 (3), 243-276 (2011).
- Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Motor unit recruitment order during voluntary and electrically induced contractions in the tibialis anterior. Experimental Brain Research. 114 (1), 117-123 (1997).
- Van Cutsem, M., Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Mechanical properties and behaviour of motor units in the tibialis anterior during voluntary contractions. Canadian Journal of Applied Physiology = Revue Canadienne De Physiologie Appliquee. 22 (6), 585-597 (1997).
- Gardiner, P. F. Physiological properties of motoneurons innervating different muscle unit types in rat gastrocnemius. Journal of Neurophysiology. 69 (4), 1160-1170 (1993).
- Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation modifies spinal cord excitability through synaptic and axonal mechanisms. Physiological Reports. 2 (9), (2014).
- Manuel, M., Iglesias, C., Donnet, M., Leroy, F., Heckman, C. J., Zytnicki, D. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (36), 11246-11256 (2009).
- Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1161-1167 (2009).
- Bączyk, M., Jankowska, E. Long-term effects of direct current are reproduced by intermittent depolarization of myelinated nerve fibers. Journal of Neurophysiology. 120 (3), 1173-1185 (2018).
- Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Motoneuron firing properties are modified by trans-spinal direct current stimulation in rats. Journal of Applied Physiology. 126 (5), Bethesda, Md. 1232-1241 (2019).
- Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Long-lasting modifications of motoneuron firing properties by trans-spinal direct current stimulation in rats. European Journal of Neuroscience. , (2019).
- Miranda, P. C., Faria, P., Hallett, M. What does the ratio of injected current to electrode area tell us about current density in the brain during tDCS. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1183-1187 (2009).
- Rahman, A., et al. Cellular effects of acute direct current stimulation: somatic and synaptic terminal effects. The Journal of Physiology. 591 (10), 2563-2578 (2013).
- Bikson, M., et al. Effects of uniform extracellular DC electric fields on excitability in rat hippocampal slices in vitro. The Journal of Physiology. 557, Pt 1 175-190 (2004).
- Jankowska, E. Spinal control of motor outputs by intrinsic and externally induced electric field potentials. Journal of Neurophysiology. 118 (2), 1221-1234 (2017).
- Button, D. C., Gardiner, K., Marqueste, T., Gardiner, P. F. Frequency-current relationships of rat hindlimb alpha-motoneurones. The Journal of Physiology. 573, Pt 3 663-677 (2006).
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