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Artigo de método

Acoplamento da captura de carbono de uma usina com lagoas abertas semi-automatizadas para cultivo de microalgas

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DOI:

10.3791/61498

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14 de agosto de 2020

 ,  ,  , 
1Department of Chemical and Environmental Engineering, University of Arizona, 2Department of Biosystems Engineering, University of Arizona, 3Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

Neste artigo

Resumo

Um protocolo é descrito para utilizar o dióxido de carbono no gás de usina de gás natural para cultivar microalgas em lagoas abertas de pista. A injeção de gás de flue é controlada com um sensor de pH, e o crescimento das microalgas é monitorado com medições em tempo real da densidade óptica.

Resumo

Nos Estados Unidos, 35% das emissões totais de dióxido de carbono (CO2) vêm da indústria de energia elétrica, das quais 30% representam a geração de eletricidade a gás natural. As microalgas podem biofixar CO2 10 a 15 vezes mais rápido que as plantas e converter biomassa de algas em produtos de interesse, como biocombustíveis. Assim, este estudo apresenta um protocolo que demonstra as sinergias potenciais do cultivo de microalgas com uma usina de gás natural situada no sudoeste dos Estados Unidos em um clima semiárido quente. Tecnologias de última geração são usadas para melhorar a captura e utilização de carbono através da espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana, que pode ser processada ainda mais em biocombustível. Descrevemos um protocolo envolvendo uma lagoa de pista aberta semi-automatizada e discutimos os resultados de seu desempenho quando foi testado na usina de Energia Elétrica Tucson, em Tucson, Arizona. O gás de flua foi usado como a principal fonte de carbono para controlar o pH, e Chlorella sorokiniana foi cultivada. Um meio otimizado foi usado para cultivar as algas. A quantidade de CO2 adicionada ao sistema em função do tempo foi monitorada de perto. Além disso, outros fatores físico-químicos que afetam a taxa de crescimento de algas, a produtividade da biomassa e a fixação de carbono foram monitorados, incluindo densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e temperaturas de ar e lagoa. Os resultados indicam que um rendimento de microalgas de até 0,385 g/L de peso seco sem cinzas é alcançável, com um teor lipídetivo de 24%. Aproveitar as oportunidades sinérgicas entre emissores de CO2 e agricultores de algas pode fornecer os recursos necessários para aumentar a captura de carbono, ao mesmo tempo em que apoia a produção sustentável de biocombustíveis e bioprodutos de algas.

Introdução

O aquecimento global é uma das questões ambientais mais importantes que o mundo enfrenta hoje1. Estudos sugerem que a principal causa é o aumento das emissões de gases de efeito estufa (GEE), principalmente CO2, na atmosfera devido às atividades humanas 2,3,4,5,6,7. Nos EUA, a maior densidade de emissões de CO2 é originária principalmente da combustão de combustíveis fósseis no setor de energia, especificamente usinas de geração de energia elétrica 3,7,8,9. Assim, as tecnologias de captura e utilização de carbono (CCU) surgiram como uma das principais estratégias para reduzir as emissões de GEEem 2,7,10. Estes incluem sistemas biológicos que utilizam a luz solar para converter CO2 e água via fotossíntese, na presença de nutrientes, à biomassa. O uso de microalgas foi proposto devido à taxa de crescimento rápido, alta capacidade de fixação de CO2 e alta capacidade de produção. Além disso, as microalgas têm amplo potencial de bioenergia porque a biomassa pode ser convertida em produtos de interesse, como biocombustíveis que podem substituir combustíveis fósseis 7,9,10,11,12.

As microalgas podem crescer e alcançar a conversão biológica em uma variedade de sistemas de cultivo ou reatores, incluindo lagoas de pista abertas e fotobioreatores fechados 13,14,15,16,17,18,19. Os pesquisadores têm estudado as vantagens e limitações que determinam o sucesso do bioprocesso em ambos os sistemas de cultivo, em condições internas ou externas 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Lagoas abertas são os sistemas de cultivo mais comuns para captura e utilização de carbono em situações onde o gás de chaminé pode ser distribuído diretamente da pilha. Este tipo de sistema de cultivo é relativamente barato, é fácil de escalar, tem baixos custos de energia e tem baixos requisitos de energia para mistura. Além disso, esses sistemas podem ser facilmente co-localizados com a usina para tornar o processo da CCU mais eficiente. No entanto, existem algumas desvantagens que precisam ser consideradas, como a limitação na transferência de gás/massa líquida de CO2. Embora existam limitações, as lagoas abertas de pista foram propostas como o sistema mais adequado para a produção de biocombustíveis microángicos ao ar livre 5,9,11,16,20.

Neste artigo, detalhamos um método para cultivo de microalgas em lagoas abertas de pista que combina a captura de carbono do gás de chaminucultura de uma usina de gás natural. O método consiste em um sistema semi-automatizado que controla a injeção de gás de chaminático com base no pH da cultura; o sistema monitora e registra o status de cultura chlorella sorokiniana em tempo real usando densidade óptica, oxigênio dissolvido (DO), eletrocondutividade (CE) e sensores de temperatura de ar e lagoa. Os dados de biomassa de algas e injeção de gás de flua são coletados por um data logger a cada 10 minutos na instalação de Energia Elétrica de Tucson. A manutenção da cepa de algas, a escala, as medições de controle de qualidade e a caracterização da biomassa (por exemplo, correlação entre densidade óptica, g/L e conteúdo lipíduo) são realizadas em um ambiente laboratorial na Universidade do Arizona. Um protocolo anterior esboçou um método para otimizar as configurações de gás de flua para promover o crescimento de microalgas em fotobioreatores via simulaçãode computador 26. O protocolo aqui apresentado é único na forma de utilizar lagoas abertas de pista e foi projetado para ser implementado no local em uma usina de gás natural, a fim de fazer uso direto do gás de chaminuto produzido. Além disso, medições de densidade óptica em tempo real fazem parte do protocolo. O sistema como descrito é otimizado para um clima semiárido quente (Köppen BSh), que exibe baixa precipitação, variabilidade significativa na precipitação de ano para ano, baixa umidade relativa, altas taxas de evaporação, céu claro e radiação solar intensa27.

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Protocolo

1. Sistema de crescimento: configurações de lagoa aberta ao ar livre

  1. Configure as lagoas abertas de pista perto da fonte de gás de chaminática (contendo 8-10% DE CO2). Certifique-se de que a água e a eletricidade estão disponíveis no local do reator da lagoa e que o reator não está à sombra na maior parte do dia (Figura 1).
  2. Capture o gás de fluída durante o processo pós-combustão usando uma mangueira de combustível de 0,95 cm, alguns metros antes do gás da chaminé entrar na pilha para ser descarregado na atmosfera (Figura 2).
  3. Remova a água do gás de chaminé usando uma armadilha de água de 20 L e um condensador (comprimento da bobina ~12 m) entre a pilha e o compressor (Figura 2).
    NOTA: O gás de flua normalmente contém aproximadamente 9\u201213,8% de água28. Além disso, o condensador e o gasoduto esfriam o gás de chaminina16.
  4. Conecte os seguintes sensores a um datalogger para monitorar o crescimento de algas: (1) um sensor de densidade óptica em tempo real29, que mede a absorvência em dois comprimentos de onda — 650 e 750 nm — e pode detectar uma concentração celular alga máxima de 1,05 g/L; (2) um sensor DO; (3) termopares de ar e lagoa; (4) um sensor de pH; e (5) um sensor CE.
    NOTA: Além disso, os sensores pH e CE estão conectados a um transmissor. A configuração da unidade de data logger é mostrada na Figura 3.
  5. Certifique-se de que todos os componentes do sistema de crescimento de algas estejam calibrados e funcionando corretamente antes da inoculação.

2. sistema de controle de pH

  1. Gerencie a injeção de gás de flua usando um compressor, um sistema de válvula de controle e o programa de data logger, como mostrado nas Figuras 2 e Figura 3 (material suplementar A).
  2. Use um tubo para direcionar o gás de chaminução da válvula de controle para o fundo da lagoa da pista através de um difusor de pedra.
  3. Injete o gás de chaminíudo no sistema de crescimento com base no pH. Quando o valor do pH for maior que 8,05, o sistema injetará gás de flua, enquanto quando o pH é inferior a 8,00, o sistema vai parar a injeção de gás de chaminático em períodos sem crescimento. A vazão é medida em litros padrão por minuto (SLPM).
    NOTA: Na válvula de controle, a pressão do gás da chaminé de entrada é limitada a um máximo de 50 psi.

3. Seleção de algas e manutenção da tensão (luz e temperatura)

NOTA: A alga verde Chlorella sorokiniana DOE 1412 foi isolada pela Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 e selecionada pela Aliança Nacional para Biocombustíveis Avançados e Bioprodutos (NAABB); sua seleção foi baseada nos estudos anteriores de caracterização de cepas realizados por Huesemann et al.32,33 . Suas pesquisas sobre triagem de algas, produtividade de biomassa e cultivo simulado pelo clima (por exemplo, temperatura e luz) na região Sudoeste ao usar lagoas abertas ao ar livre informaram o método utilizado neste projeto.

  1. Mantenha culturas à temperatura ambiente (25 °C) usando um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h.
  2. Mantenha a intensidade leve em 200 μM/m2/s para manutenção da cultura cultivada em placas e em pequenas culturas líquidas (50 mL a 500 mL).
  3. Mantenha a intensidade leve para escalar cultivada em culturas líquidas de 50 mL a 500 mL a 400 μM/m2/s, e culturas líquidas 5 L a 20 L a 600\u2012800 μM/m2/s.

4. Dimensionar e controlar a qualidade

  1. Prepare o meio de cultura BG11 utilizando água deionizada e os seguintes sais, para macronutrientes, em g/L: 1.5 NaNO3, 0.04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0.036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0.02 Na2CO3; adicionar 1 mL/L de solução de elemento de rastreamento, que contém os seguintes micronutrientes em g/L: 2,86 H3BO3, 1.81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
    NOTA: Para inoculação de placa e/ou armazenamento a longo prazo, adicione 7,5 g/L de ágar Bacto; para a inoculação cultural, não é necessária adição de ágar. Esterilize o meio de cultura na autoclave por 21 min a 121 °C.
  2. Despeje o meio BG11 com ágar em pratos Petri em um capô de fluxo laminar estéril ou armário de biossegurança. Uma vez que as placas estejam firmes e frias, pipeta 500 μL de uma cultura de estoque de algas congelada suspensa e adicione ampicillina (100 μg/mL); incubar as placas de algas em uma mesa de agitação (120 rpm) por 1 a 2 semanas.
  3. Use um laço estéril para selecionar uma única colônia de algas a partir de uma placa de cultura e inocula-a em um tubo de 50 mL contendo meio de crescimento estéril em um armário de biossegurança limpo. Cresça a pequena cultura líquida em uma mesa de agitação (120 rpm) por uma semana.
  4. Transfira 50 mL de cultura de algas (fase de crescimento linear, OD750nm ≥ 1) em um frasco de 1 L com meio líquido de 500 mL. Encaixe cada frasco com uma rolha de borracha e tubos de aço inoxidável para fornecer aeração. Filtre o ar usando filtros de esterilização de ar de 0,2 μm. Deixe a cultura crescer por uma a duas semanas. Monitore a densidade celular usando um espectrofotômetro (OD750nm).
  5. Coloque a cultura líquida de 500 mL em um carboy de 10 L contendo 8 L de meio de cultura não estéril e injete uma mistura de 5% de CO2 e 95% de ar. Em seguida, cultivar algas nas mesmas condições da etapa 4.4.
  6. Monitore a placa de estoque e as culturas líquidas (em etapas 4.2\u20124.5) uma vez por semana. Pegue uma alíquota e observe-a sob o microscópio em 10x e 40x de ampliação para garantir o crescimento da cepa desejada. Manteve culturas até serem comprometidas ou usadas para experimentos. Descarte culturas contaminadas.

5. Preparação média concentrada para cultivo de lagoa aberta

  1. Para preparar os elementos de rastreamento, a solução encha parcialmente um frasco volumoso de 1 L com água destilada (DW). Insira uma barra de meximento magnética e adicione os produtos químicos mostrados na Tabela 1 sequencialmente. Certifique-se de que cada ingrediente se dissolve antes da adição do próximo constituinte. Remova o ímã e encha o frasco até a marca de volume 1 L.
  2. Encha parcialmente uma garrafa de vidro 1 L com DW e insira a barra de agitação magnética. Coloque o recipiente na parte superior de uma placa de agitador magnético e adicione os produtos químicos para o volume final do reator, adicionando-os sequencialmente, garantindo que cada um se dissolva totalmente. A Tabela 2 lista os produtos químicos para preparar 1 L de médio, então multiplique todos os valores pelo volume final do reator. Encha a garrafa de vidro para 1 L.

6. Inoculação da lagoa aberta ao ar livre

  1. Limpe completamente o reator usando 30% de alvejante antes de cada inoculação e após a colheita. Recomenda-se deixar o alvejante durante a noite. Enxágüe bem o reator para remover todo o alvejante.
  2. Calibrar todos os sensores antes da inoculação das algas de acordo com o procedimento de calibração correspondente.
  3. Diluir a mídia concentrada (na etapa 5) usando a fonte de água preenchendo a lagoa da pista até 80%.
  4. Inocular o reator usando um carboy 10 L cheio de algas (fase de crescimento linear OD750nm > 2) e trazê-lo para o seu volume final.
  5. Microalgas aclimate sombreando parcialmente a lagoa do autódromo com paletes de madeira por ~ 3 dias (Figura 4), uma vez que a fase exponencial passou, como uma estratégia de adaptação para evitar a fotoinibição.
    NOTA: Este período também dará tempo para que as microalgas se adaptem ao estresse causado pela injeção direta de gás de chaminático.

7. Experimento de crescimento em lote na estação geradora

  1. Inspecione e regise quaisquer variações do dia-a-dia, incluindo evaporação de água, motor de roda de remo, funcionalidade do sensor e qualquer coisa fora do comum.
  2. Escorra e inspecione o compressor e a armadilha de água todos os dias para remover qualquer excesso de água para minimizar a corrosão, uma vez que o gás de chaminé é altamente corrosivo34.
  3. Configure o data logger para digitalizar cada medição do sensor a cada 10 s e armazenar os dados médios a cada 10 minutos. Estes incluem DO, pH, CE, densidade óptica em tempo real, bem como temperatura do ar e reator.

8. Amostragem e monitoramento discretos

  1. Certifique-se de que o nível de água permanece constante no volume final do reator, caso contrário, a medição da densidade óptica será afetada.
  2. Após reabastecer a água no reator, pegue uma amostra de 5 mL para medições de massa celular por densidade óptica (540, 680 e 750 nm) usando um espectrômetro ultravioleta visível. Repita o processo diariamente.
  3. Faça uma amostra de 500 mL três vezes por semana para observações de microscópio e concentração de biomassa com base no peso seco livre de cinzas (AFDW).
    1. Realize observações de microscópio com lentes objetivas 10x e 40x. Além disso, essas ampliações do microscópio são utilizadas como parte do controle de qualidade de algas descrito na etapa 4.6.
    2. Use 400 mL da amostra na etapa 8.3 para AFDW
      1. Coloque cada filtro de microfibra de vidro de tamanho de poro de 0,7 μm em uma bandeja de papel alumínio e pré-trate cada bandeja/filtro de papel alumínio usando um forno por 4h a 540 °C.
      2. Rotule cada bandeja de papel alumínio usando um lápis #2, grave seu peso (A) e coloque-a no aparelho do filtro de vácuo.
      3. Mexa a amostra de algas vigorosamente antes de medir um volume a ser filtrado. Filtre a amostra de algas suficiente para dar uma diferença de peso pré/pós-cinzas entre 8 e 16 mgs. Escolha uma diferença de peso para usar ao longo do experimento e mantenha esse valor constante.
      4. Coloque cada filtro contendo a amostra de algas em sua bandeja de papel alumínio no forno a 105 °C por pelo menos 12 h.
      5. Retire a bandeja/filtro de papel alumínio do forno de secagem e coloque-a em um desiccador de vidro para evitar a captação de água. Registre cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (B).
      6. Coloque a bandeja/filtro de papel alumínio no forno de muffle de 540 °C por 4h.
      7. Desligue o forno de muffle, esfrie bandejas/filtros de papel alumínio, coloque-os no desiccador e grave cada bandeja de papel alumínio/peso do filtro (C).
      8. Calcule o AFDW usando análise gravimétrica:
        % AFDW= C – A x 100 / B
  4. Segure 2 L de algas antes de colher para análise de extração lipídica assistida por micro-ondas (MAE) usando solventes.
    1. Centrifugar a amostra de algas a uma força centrífuga relativa (RFC) de 4.400 x g por 15 min. Pegue a pelota de algas e seque-a usando um forno a 80 °C por pelo menos 24 h.
    2. Triture a amostra de algas e pese o pó de algas (a biomassa recomendada varia de 0,3 g a 0,5 g).
    3. Adicione o pó de algas (biomassa de algas secas) nos vasos do sistema de reação acelerada de micro-ondas (MARS) Xpress, adicione 10 mL de clorofórmio:metanol (2:1, v/v) solução de solvente sob o capô, feche os vasos e deixe ficar durante a noite.
    4. Coloque as naves na máquina MARS usando o sensor solvente por 60 min a 70 °C e 800 W de potência.
    5. Tire os vasos de MARTE e deixe-os esfriar sob o capô.
    6. Use um funil e uma lã de vidro para separar a parte líquida que contém clorofórmio, metanol e lipídios transferindo cada amostra líquida para um tubo de teste de vidro pré-pesado e mantenha os sólidos (biomassa livre de lipídios) para outras análises.
    7. Pegue os tubos de ensaio contendo os lipídios para o evaporador de nitrogênio, remova-os uma vez que o líquido tenha sido evaporado e, em seguida, deixe os tubos durante a noite sob o capô para garantir a secura completa.
    8. Calcular o conteúdo lipídico (wt. %) utilizando análise gravimétrica:
      Teor lipídico (wt. %) = Biomassa seca de lipídios x 100/ Massa de algas secas

9. Colheita de algas e rotação de culturas

  1. Colher 75% do volume total de cultura de algas quando a cultura estiver perto de chegar à fase estacionária. Tome 2\u20125 L de cultura para realizar análises de produtividade de biomassa em laboratório. Processe e converta o resto das algas nos produtos algas desejados.
  2. Ressunúcule a lagoa aberta usando as algas de 25% restantes como inóculo. Adicione água até 80% do volume total do reator, adicione a mídia concentrada e, em seguida, finalize o enchimento até o volume final do reator, se necessário.
  3. Cultive a tensão de algas apropriada de acordo com a estação, com base nas condições de temperatura e intensidade da luz.

10. Gerenciamento de dados

  1. Registo dados no data logger e colete para análise como na etapa 7.3.
  2. Considere salvar dados brutos e analisados na unidade de compartilhamento regional de Agal Feedstock Testbed (RAFT). Os colaboradores do projeto RAFT contribuem com seus dados para simular e modelar a produtividade de algas e validar o cultivo ao ar livre.

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Resultados

Resultados experimentais anteriores do nosso laboratório indicam que o cultivo de microalgas usando uma lagoa de pista aberta semi-automatizada pode ser acoplado a processos de captura de carbono. Para entender melhor a sinergia entre esses dois processos (Figura 2), desenvolvemos um protocolo e o adaptamos para cultivar a espécie de algas verdes Chlorella sorokiniana em condições ao ar livre em um clima semiárido quente. O gás de flua a gás natural foi obtido a partir de uma usina ...

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Discussão

Neste estudo, demonstramos que o acoplamento sinérgico da captura de carbono do gás fluído e o cultivo de microalgas é possível em um clima semiárido quente. O protocolo experimental para o sistema semi-automatizado de lagoas de pista de corrida integra tecnologia de ponta para monitorar parâmetros relevantes em tempo real que se correlacionam com o crescimento de algas ao usar gás de chaminé como fonte de carbono. O protocolo proposto visa reduzir a incerteza no cultivo de algas, que é uma das principais desvantagens da...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado através do projeto Regional Algal Feedstock Testbed, Departamento de Energia dos EUA DE-EE0006269. Agradecemos também a Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, funcionários da usina de energia UA e funcionários da usina tep por toda a sua ajuda.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Motor de velocidade ajustável (sistema de roda de pás)Leeson174307Lição 174307.00, tipo: Tensão SCR; Amps:10
Barcos de peso de alumínioFisher Scientific08-732-102Pratos de pesagem de alumínio Fisherbrand
Ferro amônio (III) (NH?)? [Fe(C?H? O?)?]Fisher Scientific1185 - 57 - 5Preparação média. Citrato de ferro amônio (III)
Fosfato de amônioSigma-Aldrich7722-76-1Este produto químico é usado para o meio otimizado
Sal de sódio de ampicilinaSigma AldrichA9518-5GEste produto químico é usado para evitar a contaminação por algas
AutoclaveAmerex Instrument IncHirayama HA300MII
Bacto AgarFisher ScientificBP1423500Fisher BioReagents Alvejante de Ágar Granulado
CloroxAlvejante Germicida, concentrado clorox
Ácido bórico (H3BO3)Fisher Scientific10043-35-3Oligoelementos: Ácido bórico
Cloreto de cálcio di-hidratado (CaCl2*2H2O)Sigma-Aldrich10035-04-8Preparação média. Garrafões de cloreto de cálcio dihidratado
(20 L)Nalgene - Thermo Fisher Scientific2250-0050PKGarrafão de Polipropileno com
Alças CentrífugaBeckman Coulter, IncJ2-21
ClorofórmioSigma-Aldrich67-66-3Este produto químico é usado para extração de lipídios
Citraplex 20% FerroProdutos Loveland SDSNo. 1000595582 -17-LPIhttps://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Nitrato de cobalto (II) hexahidratado (Co(NO3)2*6H2O)Sigma-Aldrich10026-22-9Oligoelementos: Nitrato de cobalto (II) hexahidratado
CompressorMakitaMAC700Este equipamento é usado para o sistema de injeção de CO2
Válvula de controleSierra InstrumentsSmartTrak 100Este item precisa ser personalizado para sua aplicação. No nosso caso, foi utilizada uma mistura de 5% de CO2 e 95% de ar.
Sulfato de cobre (II) pentahidratado (CuSO4*5H2O)Sigma-Aldrich7758-99-8Oligoelementos: Sulfato de cobre (II) pentahidratado
Registrador de dados: Unidade Campbell CR3000Scientific CampbellCR3000Este equipamento é usado para controlar todo o sistema, motorização e registro de dados
de oxigênio dissolvidaCampbell Scientific14055Solução eletrolítica de oxigênio dissolvido DO6002 - Lote nº. 211085
sonda de oxigênio dissolvidoSensorex?Sensor de oxigênio dissolvido DO6400/T com comunicação digital
Solução de calibração de eletrocondutividadeRicca Chemical Company2245 - 32 ( R2245000-1A )Padrão decondutividade, 5000 uS/cm a 25C (2620 ppm TDS como NaCl)
Sensor de sonda de eletrocondutividadeHanna InstrumentsHI3003/DSonda de condutividade de fluxo - Sensor NTC, Conector DIN, cabo de 3m
Sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético di-hidratado (Na2EDTA*2H2O)Sigma-Aldrich6381-92-6Preparação Média: Filtros de sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético dihidratado
Fisher Scientific09-874-48Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
FrascosFisher scientific09-552-40Pyrex Fernbach
FurnaceHogentoglerModelo: F6020C-80Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Mufla
Forno Dessecadorde VidroVWR International LLC75871-430Tipo 150, 140 mm de diâmetro
Funil de vidroFisher ScientificFB6005865Fisherbrand Funis de haste longa de vidro reutilizáveis
Capa de fluxo laminarFisher Hamilton SafeairFisher Hamilton Capa de hume Safeair inoxidável Fisher Hamilton
Sulfato de magnésio heptahidratado (MgSO4*7H2O)Fisher Scientific10034 - 99 - 8Medium Preparação: Magnésio sulfato heptahidratado
MetanolSigma-Aldrich67-56-1Solvente de extração de lipídios
Micro bolha DifusorPentair Aquatic Eco-Systems1PMBD075Este equipamento é usado para o sistema de injeção de CO2
Microalgas: Chlorella SorokinianaNAABBDOE 1412
MicrooscopeCarl Zeiss 4291097
Assistente de microondas extraçãoMARS, CEM CorportationCEM Mars 5 Xtraction 230/60 Sistema de Reação Acelerada por Microondas. Modelo: 907601
MnCl2*4H2OSigma-Aldrich13446-34-9Cloreto de manganês (II) tetrahidratado
ArgamassasFisher ScientificFB961BArgamassas de porceleína Fisherbrand
Evaporador de nitrogênioOrganomationN-EVAP 112 Evaporatpr de nitrogênio (Sistema de aquecimento OA-SYS)
FornoVWR International LLC89511-410Forno de ar forçado
Héliceeixo horizontal de 8 pás. Isso geralmente vem como parte do reator da roda de pás.
Motor de roda de pásLeesonM1135042.00Leeson, Modelo: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
PilõesFisher ScientificFB961MFisherbrand pilões de porceleína
e EC TransmissorHanna InstrumentsHI98143Hanna Instruments HI98143-04 pH e EC Transmissor com isolado galvânico 0-4V.
Soluções de calibração de pHFisher Scientific13-643-003Garrafas tampão de pH Thermo Scientific Orion
Sensor de sonda de pHHanna InstrumentsHI1006-2005Hanna Instruments HI1006-2005 Eletrodo de pH de Teflon com pino correspondente de 5m.
Pontas PippeteFisher Scientific1111-28211000 ul Ponta azul graduada TipOne em racks
PippetterFisher Scientific13-690-032Eppendorf Reserch plus Pipetas de Volume Variável Ajustável: Cubetas de plástico de canal único
Fisher scientific14377017BrandTech MARCA Placas de cubetas de plástico
Fisher scientific08-757-100DPlacas de Petri bacteriológicas Corning Falcon com
potassaEste produto químico é usado para a preparação do meio otimizado. Foi comprado em uma empresa local de fertilizantes
Fosfato de potássio dibásico (K2HPO4)Sigma-Aldrich7758 -11 - 4Medium Preparação: Fosfato de potássio dibásico
Garrafas de armazenamento de mídia reutilizáveis PyrexFisher scientific06-414-2A1 L e 2 L bottels - PYREX GL45 Tampas de rosca com selos de plugue
Raceway PondEquipamento semelhante pode ser comprado em https://microbioengineering.com/products
Sensor de densidade óptica em tempo realUniversidade do ArizonaEste equipamento foi projetado e construído por um membro do grupo
Cabo RS232SabrentSabrent USB 2.0 para Serial (9 pinos) DB-9 Cabo conversor RS-232, chipset prolífico, Hexnuts, [Windows 10 / 8.1 / 8/7 / VISTA / XP, Mac OS X 10.6 e acima] 2.5 pés (CB-DB9P)
MesaagitadoraAgitação de algas 150 rpm
Carbonato de sódio (Na2CO3)Sigma-Aldrich497-19-8Carbonato de sódio
Molibdato de sódio di-hidratado (Na2MoO4*2H2O)Sigma-Aldrich10102-40-6Meio Preparação: Molibdato de sódio di-hidratado
Nitrato de sódio (NaNO3)Sigma-Aldrich7631-99-4Meio Preparação: Nitrato de sódio
EspectrofotômetroFisher Scientific Empresa14-385-400Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Espectrofotômetro cilíndrico Suporte de célula Longpath; dectector de referência interna, lâmpada de flash de xenônio; fotodiodo de silício duplo; 240V, 50 a 60Hz selecionado automaticamente.
Tubos de ensaioFisher Scientific14-961-27Fisherbrand Tubos de vidro borosilicato descartáveis com extremidade lisa (10 ml)
Termopares tipo KOmegaKMQXL-125G-6
UreiaSigma-Aldrich2067-80-3
de filtragem a vácuoFisher ScientificXX1514700Suporte para Filtro de Vácuo de Vidro MilliporeSigma, 47 mm. O sistema inclui: Acessório de frasco de vidro fosco, suporte de filtro de vidro de frita grossa e frasco
Bomba de vácuoGraingerMarathon Protegido termicamente G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Sulfato de zinco heptahidratado (ZnSO4 * 7H2O)Sigma-Aldrich7446-20-0Sulfato de zinco heptahidratado
Solução de pH de tampa Sistema de ureia Motor AC elétrico

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