É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Medição máxima da Força Tetanica Isométrica do Músculo Tibialis Anterior no Rato

4.8K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/61926

⸱

26 de junho de 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Radboud University Medical Center, Radboud Institute for Health Sciences, Department of Plastic Surgery, Nijmegen, The Netherlands

Neste artigo

Resumo

A avaliação da recuperação motora continua sendo a medida de desfecho de referência em estudos experimentais de nervos periféricos. A medição da força tetanica isométrica do músculo tibialis anterior no rato é uma ferramenta inestimável para avaliar os resultados funcionais após a reconstrução de defeitos do nervo ciático. Os métodos e nuances estão detalhados neste artigo.

Resumo

Lesões nervosas traumáticas resultam em perda funcional substancial e defeitos nervosos segmentais muitas vezes exigem o uso de enxertos nervosos de interposição autólogos. Devido à sua disponibilidade limitada e morbidade lateral associada, muitos estudos no campo da regeneração nervosa focam em técnicas alternativas para preencher uma lacuna nervosa segmental. A fim de investigar os resultados das opções de tratamento experimental cirúrgico ou farmacológico, o modelo de nervo ciático de ratos é frequentemente usado como um bioensaio. Há uma variedade de medidas de desfecho usadas em modelos de ratos para determinar a extensão da regeneração nervosa. A força máxima de saída do músculo alvo continua sendo o resultado mais relevante para a tradução clínica de terapias experimentais. A medição da força isométrica da contração muscular tetanica foi descrita anteriormente como uma técnica reprodutível e válida para avaliar a recuperação motora após lesão nervosa ou reparo em modelos de ratos e coelhos. Neste vídeo, forneceremos uma instrução passo-a-passo deste procedimento inestimável para avaliação da recuperação funcional do músculo tibialis anterior em um modelo de defeito no nervo ciático de rato usando parâmetros otimizados. Descreveremos as preparações pré-cirúrgicas necessárias, além da abordagem cirúrgica e dissecção do nervo peronal comum e do tendão muscular anterior tíibal. A técnica de medição da força tetanica isométrica será detalhada. A determinação do comprimento muscular ideal e da frequência de pulso de estímulo é explicada e a medição da contração muscular tetanica máxima é demonstrada.

Introdução

A perda da função motora após lesão nervosa periférica traumática tem impacto significativo na qualidade de vida e no status socioeconômico dos pacientes1,2,3. O prognóstico dessa população de pacientes permanece ruim devido a melhorias mínimas nas técnicas cirúrgicas ao longo dos anos4. O reparo peridural direto sem tensão forma a reconstrução cirúrgica padrão-ouro. No entanto, nos casos com lacunas nervosas prolongadas, a interposição de um enxerto nervoso autólogo provou ser superior a5,6. A morbidade do local do doador associado e a limitada disponibilidade de enxertos nervosos autólogos impuseram a necessidade de técnicas alternativas7,8.

Modelos experimentais de animais têm sido utilizados para elucidar o mecanismo de regeneração nervosa periférica e avaliar os resultados de uma variedade de opções de tratamento reconstrutivo e farmacológico8,9. O modelo de nervo ciático de rato é o modelo animal10mais usado. Seu pequeno tamanho os torna fáceis de manusear e casa. Devido ao seu potencial neuroregenerativo superlativo, o tempo reduzido entre a intervenção e a avaliação dos desfechos pode resultar em custos relativamente menores11,12. Outras vantagens de seu uso incluem similaridades morfológicas às fibras nervosas humanas e o alto número de estudos comparativos/históricos13. Embora este último deva ser abordado com cautela, uma vez que uma ampla variedade de diferentes medidas de desfecho entre estudos dificulta a comparação dos resultados14,15,16,17,18.

As medidas de desfecho para avaliar a regeneração nervosa variam da eletrofisiologia à histomorfometria, mas esses métodos implicam uma correlação, mas não medem necessariamente diretamente o retorno da função motora14,15. A regeneração das fibras nervosas pode não fazer conexões adequadas que possam causar uma superestimação do número de conexões funcionais14,15,19,20. A melhor e clinicamente mais relevante medida para demonstrar a reinervação correta dos órgãos finais permanece a avaliação da função muscular21,22,23. Criar ferramentas de avaliação de funções motoras para modelos animais é, no entanto, desafiador. Medinaceli et al. descreveram pela primeira vez a análise da pista de caminhada, que desde então tem sido o método mais utilizado para avaliar a recuperação funcional em estudos experimentais de nervo periférico21,24,25,26,27,28. A análise da pista de caminhada quantifica o índice funcional ciático (SFI) com base em medidas de pegadas de ratos ambulantes21,29. Grandes limitações da análise da pista de caminhada, como contraturas de dedos, automutilação, mancha da impressão e má correlação com outras medidas de reinervação, necessitaram do uso de outros parâmetros para quantificação da recuperação funcional30,31.

Em estudos anteriores em ratos de Lewis32 e coelhos neozelandeses33, validamos a medida da força tetanica isométrica (ITF) para o músculo tibialis anterior (TA) e demonstramos sua eficácia na avaliação da recuperação muscular após diferentes tipos de reparação nervosa34,35,36,37,38,39. O músculo TA é bem adequado devido ao seu tamanho relativamente grande, inervação pelo ramo peroneal do nervo ciático e propriedades bioquímicas bem elucidadas40,41,42,43. Quando o comprimento muscular (força de pré-carga) e os parâmetros elétricos são otimizados, o ITF fornece uma variabilidade lado a lado de 4,4% e 7,5% nos ratos32 e coelhos33, respectivamente.

Este artigo fornece um protocolo detalhado da medição da ITF no modelo de nervo ciático de ratos, incluindo uma descrição completa do necessário planejamento pré-cirúrgico, abordagem cirúrgica e dissecção do nervo peronal comum e do tendão muscular distal. Utilizando valores predeterminados para a intensidade e duração do estímulo, será definido o comprimento e a frequência de pulso de estímulo ideal. Com esses quatro parâmetros, o ITF pode ser posteriormente medido de forma consistente e precisa.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos animais foram realizados com aprovação do Comitê Institucional de Atenção e Uso de Animais (IACUC A334818).

1. Calibração do transdutor de força

  1. Certifique-se de que o computador está devidamente conectado ao dispositivo de aquisição de dados de I/O multifuncional USB-6009 (DAQ), que por sua vez deve ser conectado ao transdutor de força.
    NOTA: Outras cepas de ratos e espécies podem exigir um transdutor de força de célula de carga diferente, pois forças mais altas devem ser esperadas 44.
  2. Conecte um grampo personalizado feito a partir de um hemostato cirúrgico modificado ao transdutor de força que é montado em um braço de alavanca ajustável da base de vácuo.
    NOTA: O grampo personalizado consiste em um hemostat cirúrgico modificado com um parafuso de aperto que permite o ajuste da tensão(Figura 1).
  3. Posicione a plataforma de teste de vidro acrílico sob medida, que contém dois blocos de madeira para fixação do membro traseiro do rato, sobre a mesa.
    NOTA: Outros materiais como uretano também podem ser usados em vez de madeira, desde que os fios K sejam capazes de penetrar e fixar.
  4. Conecte o grampo, force transducer e ajustável combinação de braço de alavanca verticalmente à plataforma de teste usando sua base de vácuo.
  5. Aperte um gancho ou laço no grampo para os pesos de calibração.
  6. Ligue o computador e abra o software (por exemplo, LabVIEW).
  7. Uma vez aberto o software, inicie o instrumento virtual personalizado (VI) para medição itf(Figura 2).
    NOTA: A Figura 2 contém o código LabVIEW em um trecho VI. Este trecho VI pode ser arrastado para o diagrama do bloco no LabVIEW. Ele será automaticamente transformado em um código gráfico. Para este experimento, a taxa de amostragem foi fixada em 2000 Hz com 25 amostras para ler para cada iteração.
  8. Execute o VI pressionando a seta branca no canto superior esquerdo e selecione Nova calibração. Uma nova janela se abrirá.
  9. Inicie o processo de calibração com peso zero (apenas o grampo com um gancho ou laço ligado) e pressione OK.
  10. Consecutivamente, adicione 10, 20, 30 e 50 gramas de peso e pressione OK entre cada medição de peso.
  11. Uma vez que todas as cinco medidas sejam coletadas, clique em Processo.
  12. Só aceite os valores se o gráfico no VI exibir uma curva linear positiva(Figura 3).
  13. Reposicione o grampo, o transdutor de força e a combinação de braço de alavanca ajustável horizontalmente na plataforma de teste. Esta será a posição usada para medir o ITF.
  14. Clique em Zero e a janela fechará automaticamente.

2. Sujeitos animais

  1. Use ratos masculinos de Lewis pesando entre 300-500 g.
    NOTA: Para comparação da regeneração nervosa, é imprescindível o uso da mesma cepa de rato tanto no controle quanto nos grupos experimentais, uma vez que o peso e a incidência de autotomia são dependentes da tensão e podem influenciar tremendamente os resultados da ITF10,32,45,46,47.

3. Preparação cirúrgica

  1. Prepare todos os instrumentos cirúrgicos necessários antes da cirurgia(Tabela de Materiais).
  2. Pesar os animais para determinar a quantidade necessária de anestesia.
  3. Induzir anestesia colocando o rato em uma câmara gaseada com 3% de isoflurane em oxigênio.
  4. Anestesia profundamente o rato usando um coquetel de dez partes de cetamina (100 mg/mL) e xilazina de uma parte (100 mg/mL) em uma dose de 1 mL/kg de peso corporal através de uma injeção intraperitoneal. Monitore a profundidade da anestesia com base na resposta a uma pitada do dedo do pé e observando a taxa respiratória.
  5. Aproximadamente 30 minutos após a dosagem inicial do coquetel de cetamina/xilazina, administre uma dose suplementar de 0,3-0,6 mL/kg de peso corporal de apenas cetamina (100 mg/mL) intraperitonealmente para manter anestesia adequada durante todo o procedimento, que é definida como uma baixa taxa respiratória e uma resposta ausente a uma pitada de dedo do dedo.
    ATENÇÃO: É importante administrar meticulosamente a anestesia necessária, pois uma overdose não pode ser neutralizada.
  6. Raspe cuidadosamente os membros traseiros do rato usando cortadores elétricos.
  7. Coloque o rato em posição propensa em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal a 37 °C. Opcionalmente, a temperatura corporal pode ser monitorada usando um termômetro retal.
  8. Injete 5 mL de cloreto de sódio (NaCl) subcutâneamente na pele solta sobre o pescoço do rato para preservar um estado adequado de hidratação durante todo o procedimento.
  9. Devido à natureza não sobrevida deste procedimento, o campo cirúrgico e os instrumentos não precisam ser estéreis. O cirurgião deve utilizar equipamentos de proteção individual (EPI) e as lupas cirúrgicas são aconselhadas para a visualização adequada das estruturas anatômicas.

4. Abordagem cirúrgica ao nervo peroneal comum

  1. Coloque o rato na posição lateral direita ou esquerda, dependendo de qual lado será medido primeiro.
  2. Crie uma incisão de 2-3 cm na pele da coxa posterolateral paralela ao fêmur a partir do maior trochanter usando uma lâmina cirúrgica nº 15.
  3. Identifique o plano entre o músculo bíceps femoral e o glúteo maximus e vasto músculos lateralis e realize uma dissecção contundente usando uma tesoura de tenotomia para separar esses músculos e expor o nervo ciático subjacente.
  4. Localize a trifurcação do nervo ciático e coloque um retraídor para obter melhor acesso. Os três ramos do nervo ciático incluem o nervo peroneal comum, o nervo tibialis e o nervo sural.
  5. Isole o ramo nervoso peroneal comum (geralmente o ramo mais ventral) do nervo ciático usando um fórceps microcirúrgicos curvos.
    NOTA: Em caso de incerteza, estimule suavemente o nervo isolado com um estimulador nervoso cirúrgico e observe a resposta motora. A estimulação do nervo peroneal comum resulta em dorsiflexão da pata.

5. Dissecção do tendão muscular distal tibialis anterior

  1. A fim de expor o músculo TA e sua inserção, incisar a pele no aspecto anterolateral da perna inferior, começando na articulação do joelho e descendo para o lado mediodorso da pata traseira.
  2. Dissecar o tendão muscular distal ta do tecido circundante usando um bisturi com uma lâmina cirúrgica nº 15.
  3. Usando um fórceps de mosquito, dissecar sem rodeios o tendão muscular ta em direção à inserção e cortar o tendão o mais distal possível. Deixe o músculo TA proximal intacto, preservando o pedículo neurovascular.
    NOTA: Regularmente (aproximadamente a cada 5 minutos), úmido o músculo TA com NaCl aquecido 0,9% (37 °C) para evitar resfriamento e dessecação.

6. Medição da força tetanica isométrica

  1. Conecte os cabos de eletrodo bipolares e o cabo de terra de acordo com sua cor a um dispositivo estimulador bipolar.
  2. Conecte a outra extremidade dos cabos de eletrodo bipolar a um eletrodo de subminatura.
    NOTA: O eletrodo de referência (vermelho, ânodo) deve ser colocado distal e o eletrodo ativo (preto, cátodo) proximal.
  3. Transfira o animal junto com a almofada de aquecimento para a plataforma de testes.
  4. Fixar o membro traseiro do rato ao bloco de madeira usando dois fios kirschner de 1 mm através do tornozelo e o condíle lateral do fêmur distal evitando o aspecto posterior do joelho.
    ATENÇÃO: Evite danos vasculares na artéria popliteal e veia que estão localizadas dormente ao condíle do fêmur.
  5. Conecte um suporte com um grampo personalizado à plataforma de teste usando sua base de vácuo.
  6. Fixar o tendão muscular distal ta ao grampo ligado ao transdutor de força.
    NOTA: O grampo e o transdutor de força devem ser posicionados paralelamente ao curso do músculo TA.
  7. Coloque o retrátil na coxa do rato para acessar o nervo peroneal comum.
    NOTA: O nervo ciático e seus ramos devem ser mantidos úmidos com 0,9% de NaCl aquecido (37 °C) para evitar o resfriamento e a dessecação.
  8. Insira o cabo moído nos músculos circundantes (por exemplo, o músculo vasto lateralis).
    NOTA: O estimulador Grass SD9 requer um cabo de terra para reduzir artefatos elétricos. Estimuladores mais novos podem não precisar de um cabo de terra extra.
  9. Gancho o nervo peroneal comum ao eletrodo de subminatura e fixe sua posição usando o suporte na plataforma (Figura 4).
    NOTA: Certifique-se de que apenas o nervo peroneal comum está ligado ao eletrodo de subminatura.
  10. Otimização do comprimento muscular
    1. Ligue o dispositivo estimulador bipolar e ajuste as configurações da seguinte forma: pulso monofásico quadrado, atraso de 2 ms, duração do pulso de estímulo 0,4 ms, intensidade de estímulo 2 V.
      NOTA: O atraso determina o tempo entre o pulso de sincronização e a entrega da borda principal do pulso.
    2. Selecione o teste do parâmetro e acione a coleção Trigger no VI.
    3. Aumente o comprimento do músculo (pré-carga) ajustando o braço da alavanca preso ao transdutor de força.
    4. Comece com 10 g de pré-carga e use incrementos de 10 g até que a força muscular ativa máxima seja determinada.
    5. Para cada pré-carga, aplique dois únicos interruptores diretamente um após o outro usando o botão no dispositivo estimulador bipolar. A saída será visível na tela e o rato deve mostrar dorsiflexão da pata.
      NOTA: Antes de estimular o nervo, remova sempre qualquer excesso de 0,9% NaCl ao redor do nervo usando aplicadores de ponta de algodão para garantir que o sinal não seja conduzido ao tecido circundante.
    6. Para parar a medição, bata novamente na coleção Trigger no VI.
    7. Se o programa detectar automaticamente as duas forças de saída de pico clique em Aceitar. Caso o programa não selecione automaticamente essas forças de saída, pressione Declínio e selecione os picos manualmente. As duas forças de saída de pico serão médiadas a uma força média de saída de pico(Figura 5).
    8. Calcule a força muscular ativa subtraindo a pré-carga da força média de saída de pico.
    9. Anote a força ativa de cada pré-carga para visualizar a tendência e reconhecer a força ativa máxima(Figura 6). Uma planilha também pode ser usada.
  11. Medição da força tetanica isométrica
    1. Depois de determinar o comprimento muscular ideal, deixe o músculo descansar em zero pré-carga por 5 minutos antes de iniciar as contrações musculares tetanicas.
    2. Enquanto isso, mude do teste de parâmetro para o teste de frequência no VI e ajuste a intensidade de estímulo para 10 V no dispositivo estimulador bipolar.
    3. Mantenha a duração do pulso de atraso e estímulo em 2 ms e 0,4 ms, respectivamente.
    4. Meça a força muscular tetanica isométrica utilizando frequências de estímulo crescentes a partir de 30 Hz com incrementos de 30 Hz até que o plano de força máxima seja observado.
    5. Clique na coleção Trigger e defina para o comprimento muscular ideal pré-determinado.
    6. Pressione o botão Repetir no dispositivo estimulador bipolar para induzir uma estimulação tetanic por um máximo de 5 segundos ou até que um pico de força seja claramente observado.
      NOTA: Antes de estimular o nervo, remova sempre qualquer excesso de 0,9% NaCl ao redor do nervo usando aplicadores de ponta de algodão para garantir que o sinal não seja conduzido ao tecido circundante.
    7. Para coletar os dados, pressione a coleta de gatilho novamente e documente a força máxima de saída. Caso o programa não detecte automaticamente a força máxima de saída de pico, pressione Declínio e selecione o pico manualmente.
    8. Deixe o músculo descansar novamente em zero pré-carga por 5 minutos antes de iniciar as próximas contrações musculares tetanicas.
      NOTA: Regularmente (aproximadamente a cada 5 minutos), úmido o músculo TA com Aquecido 0,9% NaCl (37 °C) para evitar resfriamento e dessecação.
    9. Continue aumentando a frequência de estímulo até que o planalto de força máxima seja atingido. O planalto de força será definido como a força tetanica isométrica máxima.
      NOTA: Após esta etapa, remova os fios K, grampeie ou sutura a pele e repita todo o procedimento ao membro traseiro contralateral, começando no passo 4.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Cinco parâmetros são usados para medir a medição itf. Estes incluem tensão muscular (força de pré-carga), intensidade de estímulo (tensão), frequência de pulso de estímulo, duração de estímulo de 0,4 ms e um atraso de 2 ms. Antes de medir o ITF, a tensão muscular ideal deve ser determinada usando duas contrações musculares de contração única a uma intensidade de 2 V durante o teste do parâmetro. Esses estímulos causam dorsiflexão da pata e produzem um sinal de saída no gráfico no VI (Figura 5

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Este protocolo descreve um método previamente validado para a aquisição de medições máximas de ITF precisas do músculo TA no modelo de rato32. A recuperação da força máxima após tratamentos experimentais de reconstrução nervosa é de interesse primário no cenário clínico, pois prova que o nervo não só se regenerou, mas também fez conexões de trabalho com o músculo alvo. O ITF pode ser usado em um pequeno modelo de lacuna nervosa, como o modelo de nervo ciático de rato32, e c...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

A pesquisa relatada nesta publicação contou com o apoio do Instituto Nacional de Distúrbios Neurológicos e AVC dos Institutos Nacionais de Saúde sob o Prêmio Número RO1 NS 102360. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cloreto de sódio a 0,9%Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, EUAG130203
1 mmPfizer Howmedica, Rutherford, NJN / A
Adson Tissue ForcepsASSI, Westbury, NY, USAMTK-6801226
Cabos de eletrodo bipolarGrass Instrument, Quincy, MAN / A
Dispositivoestimulador bipolarGrass SD9, Grass Instrument, Quincy, MAN/A
Aplicadores de ponta de algodãoCardinal Health, Waukegan, IL, USAC15055-006
Pinça de mosquito curvaASSI, Westbury, NY, USAMTK-1201112
Transdutor de força MDB-2.5Transdutor Técnicas, Temecula, CAN/A
Esponjas de gaze 4x4Covidien, Mansfield, MA, USA2733
Cabo de aterramentoGrass Instrument, Quincy, MAN/A
Câmara de isofluranoN/AN/ACetamina Ketalar feito sob medida
, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ42023-115-10
LabView SoftwareNational Instruments, Austin, TX
LoopN/AN/AFeito sob medida
Pinça microcirúrgica curvaASSI, Westbury, NY, EUAJFA-5B
Tesoura microcirúrgicaASSI, Westbury, NY, EUASAS-15R-8-18
Pinça microcirúrgica retaASSI, Westbury, NY, EUAJF-3
AfastadorASSI, Westbury, NY, EUAAG-124426
Lâmina de bisturi nº 15Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, EUA
Grampeador de Pele de Corpo FinoCovidien, Mansfield, MA, EUA8886803512
Eletrodo subminiaturaAparelho Harvard, Holliston, MAN/A
Estimulador de Nervo CirúrgicoCheckpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, EUA9094
Terrell IsofluranePiramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USAH961J19A
Plataforma de testeN/AN/ATesoura de
tetontomiaASSI, Westbury, NY, EUAASIM-187
Temporizador/cronômetro rastreável de dígitos grandesFisher Scientific, Waltham, MA, EUAS407992
Dispositivo de aquisição de dados de E/S multifuncional (DAQ) USB-6009National Instruments, Austin, TX779026-01
Suportede base de vácuoNoga Engenharia & Technology Ltd., Shlomi, IsrealN/AA braçadeira anexada é feita sob medida
Peso (10 g)Denver Instruments, Denver, CO, EUA820010.4
Peso (20 g)Denver Instruments, Denver, CO, EUA820020.4
Peso (50 g)Denver Instruments, Denver, CO, EUA820050.4
XilazinaXylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canadá1XYL002
fios de Kirshner de 371115 feita sob medida

Referências

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76(2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404(2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the "de Medinaceli" and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), Kaunas. (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580(2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209(2017).
  50. Paul, R. J. Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). Sperelakis, N. , Academic Press. 801-821 (2012).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Explorar mais artigos

Nervo Ciático de RatoModelo de Regeneração NervosaCalibração de Transdutor de ForçaOtimização do Comprimento MuscularEstimulação BipolarEstimulação do Nervo PeronealMedição de Contração TetânicaAvaliação da Recuperação Funcional
Medição máxima da Força Tetanica Isométrica do Músculo Tibialis Anterior no Rato
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.