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Artigo de método

Modelando Metástase Cerebral Via Injeção Venosa Caudal de Células Inflamatórias de Câncer de Mama

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DOI:

10.3791/62249

⸱

4 de fevereiro de 2021

 ,  ,  , 
1Department of Breast Medical Oncology, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Morgan Welch Inflammatory Breast Cancer Clinic and Research Program, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Radiation Oncology, The University of Texas MD Anderson Cancer Center

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Descrevemos um modelo de metástase cerebral de câncer de mama em camundongos xenoenxerto gerada por injeção na veia caudal de uma linhagem de células inflamatórias de câncer de mama amplificadas endogenamente por HER2.

Resumo

A disseminação metastática para o cérebro é uma manifestação comum e devastadora de muitos tipos de câncer. Só nos Estados Unidos, cerca de 200 mil pacientes são diagnosticados com metástases cerebrais a cada ano. Progressos significativos foram feitos na melhoria dos resultados de sobrevida para pacientes com câncer de mama primário e neoplasias sistêmicas; No entanto, o prognóstico sombrio para pacientes com metástases cerebrais clínicas destaca a necessidade urgente de desenvolver novos agentes terapêuticos e estratégias contra essa doença mortal. A falta de modelos experimentais adequados tem sido um dos principais obstáculos que impedem o avanço de nossa compreensão da biologia e do tratamento de metástases cerebrais. Neste trabalho, descrevemos um modelo de metástase cerebral em camundongos xenoenxerto gerado por injeção na veia caudal de uma linhagem celular endogenamente amplificada por HER2 derivada de câncer de mama inflamatório (IBC), uma forma rara e agressiva de câncer de mama. As células foram marcadas com luciferase de vagalume e proteína verde de fluorescência para monitorar metástases cerebrais e quantificadas carga metastática por imagem de bioluminescência, estereomicroscopia fluorescente e avaliação histológica. Camundongos desenvolvem metástases cerebrais de forma robusta e consistente, permitindo a investigação de mediadores-chave no processo metastático e o desenvolvimento de testes pré-clínicos de novas estratégias de tratamento.

Introdução

Metástases cerebrais são complicações comuns e mortais de neoplasias malignas sistêmicas. A maioria das metástases cerebrais origina-se de tumores primários de pulmão, mama ou pele, que coletivamente representam 67-80% doscasos1,2. As estimativas da incidência de metástases cerebrais variam entre 100.000 e 240.000 casos, e esses números podem estar subestimados, pois a autópsia é rara em pacientes que morreram de câncer metastático3. Pacientes com metástases cerebrais têm pior prognóstico e menor sobrevida global em relação aos pacientes sem metástases cerebrais4. As opções atuais de tratamento para metástases cerebrais são, em grande parte, paliativas e não melhoram os resultados de sobrevida da maioria dos pacientes5. Assim, a metástase cerebral permanece um desafio, e a necessidade permanece premente para entender melhor os mecanismos de progressão da metástase cerebral para desenvolver terapias mais eficazes.

O uso de modelos experimentais tem fornecido importantes informações sobre mecanismos específicos de progressão metastática do câncer de mama para o cérebro e permitido avaliar a eficácia de várias abordagens terapêuticas6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 . No entanto, poucos modelos podem recapitular com precisão e total os meandros do desenvolvimento de metástases cerebrais. Vários modelos experimentais in vivo foram gerados via inoculação de células cancerosas em camundongos por diferentes vias de administração, incluindo injeções ortotópicas, venosas caudais, intracardíacas, intracarotídeas arteriais e intracerebrais. Cada técnica apresenta vantagens e desvantagens, conforme revisado em outra edição3. Nenhum desses modelos de camundongo, no entanto, pode replicar totalmente a progressão clínica da metástase cerebral.

Metástases cerebrais são particularmente comuns em pacientes com câncer de mama inflamatório (IBC), uma variante rara, mas agressiva, do câncer de mama primário. O IBC é responsável por 1% a 4% dos casos de câncer de mama, mas é responsável por 10% desproporcionais das mortes relacionadas ao câncer de mama nos Estados Unidos17,18. Sabe-se que o IBC metástase rapidamente; de fato, um terço dos pacientes com CIG apresenta metástases à distância no momento do diagnóstico19,20. Especificamente para metástases cerebrais, pacientes com CIM têm maior incidência de metástases cerebrais do que pacientes sem CBI21. Recentemente, demonstramos que a linhagem celular MDA-IBC3, derivada do líquido de derrame pleural maligno de um paciente com IBC ER-/PR-/HER2+ que recapitula as características do IBC em xenoenxertos de camundongos, tem maior propensão a desenvolver metástases cerebrais em vez de metástases pulmonares em camundongos quando injetada pela veia caudal, tornando essa linhagem celular um bom modelo para estudar o desenvolvimento de metástasescerebrais16.

Descrevemos os procedimentos para gerar metástases cerebrais via injeção na veia caudal de células MDA-IBC3 e avaliar a carga metastática via microscopia estereofluorescente e imagem com luciferase. Esse método tem sido utilizado para descobrir mediadores-chave da metástase do câncer de mama para o cérebro e testar a eficácia de intervenções terapêuticas 16,22,23. A desvantagem desta técnica é que ela não recapitula todas as etapas do processo metastático cerebral. No entanto, suas principais vantagens incluem robustez e reprodutibilidade, envolvimento da biologia relevante da metástase do intravasamento, atravessando os pulmões e extravasamento para o cérebro, e sua relativa simplicidade em termos de técnica.

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Protocolo

O método aqui descrito foi aprovado pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) do MD Anderson Cancer Center e está em conformidade com as Diretrizes do National Institutes of Health para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. O fluxo de trabalho esquemático, com todas as etapas incluídas, é apresentado como Figura 1.

1. Preparação celular

NOTA: A linhagem celular MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+), gerada no laboratório24 do Dr. Woodward, foi transduzida de forma estável com um plasmídeo de proteína fluorescente verde luciferase (Luc-GFP).

  1. Cultura de células transduzidas em meio F-12 de Ham, suplementado com 10% de soro fetal bovino (SFB), 1 μg/mL de hidrocortisona, 5 μg/mL de insulina e 1% de antibiótico-antimitótico.
  2. Placa MDA-IBC3-Luc-GFP a 37 °C e 5% CO2 em frasco T-75 até confluente. Troque de meio a cada 3 dias antes que as células sejam confluentes o suficiente para passar.
  3. Colher as células removendo o meio, lavando cada frasco com 10 mL de solução salina tamponada com fosfato (DPBS) de 1x Dulbecco (i.e., isento de cálcio e magnésio) e adicionando 2 mL de ácido tripsina-etilenodiaminotetracético (EDTA) a 0,25%. Incubar durante 3-5 minutos a 37 °C até que as células se desprendam.
  4. Adicionar 5 mL de meio completo ao balão para coletar as células e transferir todo o conteúdo para um tubo de centrífuga de 15 mL (otimizado para 50 mL de tubo de centrífuga, dependendo do número total de células necessárias). Centrifugar a 290 x g por 5 min para células de pellets.
    NOTA: O meio completo é o meio F-12 de Ham, suplementado com 10% de soro fetal bovino (SFB), 1 μg/mL de hidrocortisona, 5 μg/mL de insulina e 1% de antibiótico-antimitótico.
  5. Descarte o sobrenadante. Em seguida, lave as células com 10 mL de 1x DPBS. Centrifugar a 290 x g por 5 min para peletizar as células e descartar o sobrenadante cuidadosamente. Ressuspenda as células com 1 mL de 1x DPBS fresco e misture bem pipetando para cima e para baixo.
  6. Para fazer suspensões de célula única, filtre as células através de filtros de células estéreis de 40 μm.
  7. Calcule a densidade celular usando um contador de células automatizado.
    NOTA: Para reduzir os erros na contagem, crie diferentes diluições de células e conte-as separadamente e calcule o valor médio para determinar a concentração de células (número de células/mL).
    1. Recolher 2 μL de suspensão celular + 8 μL de 1x DPBS para fazer uma amostra de diluição 1:5.
    2. Recolher 1 μL de suspensão celular + 9 μL de 1x DPBS para fazer uma amostra de diluição 1:10.
    3. Adicionar 10 μL de coloração azul de tripano a 0,4%. Misture bem a mistura da amostra, pipetando-a para cima e para baixo algumas vezes.
    4. Pipetar suavemente 10 μL da amostra para a área de carregamento da amostra em forma de meia-lua das lâminas da câmara de contagem. Certifique-se de que não há bolhas dentro; Aguarde 30 s para permitir que as celas se acomodem na câmara antes de contar.
  8. Diluir as células com 1x DPBS para uma densidade de 5 x 105 ou 1 x 106 células por 100 μL. Transfira a suspensão celular para tubos de microcentrífuga de 1,7 mL para injeção na veia caudal. Coloque as células no gelo até a injeção para manter a viabilidade.

2. Injeção da veia caudal

  1. Use camundongos SCID/bege fêmeas de 4 a 6 semanas de idade.
  2. Prepare uma seringa de 30 G para retirar 100 μL de suspensão celular. Remova todas as bolhas de ar.
  3. Coloque o rato num redutor de roedores (diâmetro de cerca de 1 polegada) para facilitar a injeção da veia caudal e evitar lesões durante o processo de injeção.
  4. Use almofadas de algodão com álcool (feitas com etanol 70%) para limpar suavemente a cauda do rato 3-4 vezes e segure por 5-10 s para tornar a veia da cauda mais claramente visível.
  5. Introduza a seringa na cauda do rato num ângulo de 15-30°. Empurre lentamente a suspensão celular para a veia da cauda.
  6. Retire a seringa suavemente e use o algodão para segurar a cauda por alguns segundos para ajudar a parar qualquer sangramento.
  7. Devolva os ratos às suas gaiolas e verifique-os 2-4 h após a injeção para garantir que não ocorram efeitos adversos.

3. Avaliação da carga de metástases cerebrais

  1. Preparar solução diluída de D-luciferina.
    NOTA: A concentração de estoque é de 47,6 mM (15,15 mg/mL), e a concentração para uso é de 1,515 mg/mL.
    1. Adicionar 5 mL de 1x DPBS ao frasco de D-luciferina.
    2. Colocar 2,5 ml da solução em cada um dos dois tubos cónicos de 50 ml.
    3. Adicione mais 5 mL de 1x DPBS ao frasco de D-luciferina novamente para enxaguar. Colocar 2,5 mL em cada tubo cônico de 50 mL.
    4. Coloque mais 5 mL de 1x DPBS no frasco e enxágue novamente. Repita o processo de enxágue duas vezes.
    5. Adicione 1x DPBS a cada tubo de 50 mL para um total de 66 mL (cerca de 33 mL por tubo). Deve haver cerca de 33 mL da solução em cada tubo.
    6. Misture bem os tubos e, em seguida, combine ambos em uma unidade de filtração estéril (filtro de PES de 150 mL 0,45 μm).
    7. Filtrar a solução e, em seguida, aliquotar a solução filtrada em microtubos âmbar estéreis de 1,7 ml.
  2. Detecção de metástases cerebrais por imagem de luciferase.
    1. Descongelar a D-luciferina mantendo o gelo e o vórtice antes da injeção nos ratos.
    2. Limpe a área de injeção com almofadas de algodão de álcool e injete 100 μL de D-luciferina por camundongo por via intraperitoneal usando uma seringa de insulina de 0,5 mL, uma seringa para cada gaiola.
    3. Após 10 min, anestesiar os camundongos com isoflurano (2% O 2-2,5% isoflurano) por 5 min usando o vaporizador veterinário conectado à câmara de indução do pequeno animal.
    4. Ligue o sistema de imagem in vivo. Enquanto os camundongos da primeira gaiola estiverem sob anestesia, injete a D-luciferina nos camundongos da próxima gaiola.
    5. Coloque camundongos na máquina do sistema de imagem in vivo e obtenha imagens ventrais e dorsais. Selecione um tempo de exposição de 2 min e, na visualização de campo, escolha a opção E (corpo inteiro). Pressione Adquirir. Em seguida, salve a imagem (Figura 2).
      NOTA: Se a imagem apresentar saturação de luminescência, reduza o tempo de exposição.
  3. Detecção de metástases cerebrais por imagem de GFP.
    1. Preparação do tecido cerebral.
      1. Cerca de 8-10 semanas após a injeção de células ou quando os camundongos estão moribundos devido à carga de metástase cerebral, eutanasiar os camundongos por inalação de uma overdose de isoflurano seguida de luxação cervical, de acordo com os protocolos aprovados pela IACUC.
      2. Após a eutanásia com isoflurano seguida de deslocamento cervical, pulverizar os camundongos com uma solução de etanol a 70% e remover o pelo da área da cabeça e orelhas com tesoura. Em seguida, faça um corte na região cervical do pescoço (tomando cuidado para não decapitar o rato). Corte o crânio e retire-o. Em seguida, remova cuidadosamente o cérebro.
      3. Coloque os cérebros coletados em de tecido.
      4. Transfira os para um recipiente com 1x DPBS frio.
        NOTA: As amostras de cérebro não devem ser mantidas em 1x DPBS por mais de 1 h. Se forem recolhidas várias amostras cerebrais ao mesmo tempo, eutanasiar apenas alguns ratinhos de cada vez (10 por ronda).
    2. Imagem estereomicroscópica.
      1. Transfira todo o cérebro para uma tampa de prato de tecido de 100 cm.
      2. Ligue o estereomicroscópio e a luz UV, na posição 3 com lente 0,5x, para permitir a visualização de todo o cérebro como mostra a Figura 3A (quadrado vermelho).
      3. Pressione Visualização dinâmica (Figura 3A, quadrado verde).
      4. Concentre a visão enquanto o cérebro está na posição ventral.
      5. Selecione GFP (se as células forem marcadas com GFP ) ou TXRED (se as células forem marcadas com RFP) (Figura 3A, quadrado amarelo) no software, selecione o filtro apropriado no microscópio e tire uma foto.
        NOTA: Mantenha a configuração da fonte de luz SOLA em cerca de 30%; se a GFP for muito brilhante, reduza até que o sinal adequado seja observado.
      6. Sem mover a amostra, acenda a luz brilhante e selecione BF (Figura 3A, quadrado amarelo). Tire uma foto.
      7. Repita os passos anteriores com o cérebro na posição dorsal.
        NOTA: Dependendo do tamanho, a mesma lesão de metástase cerebral positiva para GFP pode aparecer nas posições ventral e dorsal. Nesse caso, evitar a quantificação duplicada da mesma lesão. Salve as imagens com uma extensão TIFF (que mantém todas as informações no arquivo de imagem).
      8. Salve as imagens com uma extensão TIFF (que mantém todas as informações no arquivo de imagem).
      9. Repita as etapas para todas as amostras.
      10. Converta as imagens TIFF em JPEG para que os arquivos possam ser abertos com qualquer computador que não tenha o software associado instalado (Arquivo | Importação/Exportação | converter arquivos).
      11. Para mesclar a imagem fluorescente com a imagem de campo brilhante, abra as duas imagens e vá para Arquivo | Mesclar canais. Selecione os componentes adequados, verde para GFP e brightfield para BF e pressione Ok. Salve a imagem mesclada.
      12. Para quantificar a área do tumor cerebral, use a imagem fluorescente. Selecione Medida | Medição Manual | área. Selecione a seleção automática (Figura 3B, quadrado verde), mova a seta para a área positiva para GFP e clique para criar automaticamente uma seleção. Clique novamente para confirmar a seleção e, em seguida, todas as medidas serão exibidas (Figura 3B, quadrado vermelho). Se mais de uma área positiva para GFP estiver presente, repita o procedimento.
    3. Após a obtenção das imagens cerebrais, proceder-se aos protocolos rotineiros de fixação tecidual com formalina tamponada a 10%.
      1. Uma vez fixados os cérebros, proceder-se ao corte histológico padrão, seguido de coloração de hematoxilina e eosina para confirmar a presença de metástases cerebrais e coloração imuno-histoquímica para detectar marcadores selecionados.
        NOTA: A imunocitoquímica foi realizada no Laboratório do Núcleo de Patologia do UT MD Anderson Cancer Center, que padronizou o protocolo para coloração imuno-histoquímica de marcadores conhecidos.

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Resultados

Com o raciocínio de que as células marcadas facilitam o monitoramento e a visualização de metástases cerebrais em modelos pré-clínicos de camundongos, marcamos células MDA-IBC3 com Luc e com GFP para monitorar metástases cerebrais e quantificar a carga metastática usando imagens de bioluminescência e estereomicroscopia fluorescente. A injeção de células MDA-IBC3 marcadas nas veias caudais de camundongos SCID/Beige imunocomprometidos resultou em altas porcentagens de camundongos desenvolvendo metástases cerebrais (isto é,...

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Discussão

O protocolo inclui várias etapas críticas. As células devem ser mantidas no gelo por não mais de 1 hora para manter a viabilidade. Almofadas de algodão com álcool devem ser usadas para limpar as caudas dos ratos antes da injeção, com cuidado para não limpar com muita força ou com muita frequência para evitar danificar a pele da cauda. Certifique-se de que não há bolhas de ar presentes na suspensão celular, para evitar que os ratos morram de êmbolos dos vasos sanguíneos. Mantenha o ângulo de injeção a 45° ou menos para ev...

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Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Agradecemos a Christine F. Wogan, MS, ELS, da Divisão de Oncologia por Radiação do MD Anderson, pela edição científica do manuscrito, e a Carol M. Johnston, do Núcleo de Histologia da Divisão de Cirurgia do MD Anderson, pelo auxílio na coloração de hematoxilina e eosina. Somos gratos ao Núcleo de Medicina e Cirurgia Veterinária do MD Anderson por seu apoio aos estudos com animais. Este trabalho foi apoiado pelas seguintes bolsas: Susan G. Komen Career Catalyst Research grant (CCR16377813 para BGD), American Cancer Society Research Scholar grant (RSG-19–126–01 para BGD) e State of Texas Rare and Aggressive Breast Cancer Research Program. Também apoiado em parte pelo Cancer Center Support (Core) Grant P30 CA016672 do Instituto Nacional do Câncer, Institutos Nacionais de Saúde, para o Centro de Câncer MD Anderson da Universidade do Texas.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cultura de Células
1000 µ Ponta de pipeta L filtradaGenesee Scientific23430
10 mL Pipetas SorológicasGenesee Scientific12-112
Antibiótico-antimicótico Thermo Fisher Scientific152400621%
Tubos de centrífuga 15 mL a granelGenesee Scientific28103 
Corning  500 mL Hams F-12 Médio [+] L-glutaminaGIBICO Inc. EUAMT10080CV
Contador de Células Automatizado Countess II (Invitrogen)Thermo Fisher ScientificAMQAX1000
1x DPBSThermo Fisher Scientific21-031-CV
Eppendorf centufuge 5810REppendorf 
Soro fetal bovino (FBS)GIBICO Inc. USA1600004410%
Fisherbrand   Filtros de Células Estéreis (40 μ m)Thermo Fisher Scientific22-363-547
HidrocortisonaSigma-AldrichH08881 µ g/mL
de insulina Thermo Fisher Scientific125850145 µ g/mL
Invitrogen  Lâminas de Câmara de Contagem de Células CountessThermo Fisher ScientificC10228 
Linhas celulares MDA-IBC3MD Anderson Cancer CenterGeradas pelo laboratório do Dr. Woodward24
Luciferase– proteína fluorescente verde (Luc– GFP) plasmídeoSystem BiosciencesBLIV713PA-1
microtubos transparentes estéreis 1.7 mLGenesee Scientific24282S
Olympus 10 µ Ponta de Barreira de Alcance L, Baixa Encadernação, Racked, EstérilGenesee Scientific23-401C 
Frascos tratados com TC (T75), 250mL, VentGenesee Scientific25-209
Mancha azul de tripano (0,4%) para uso com o contador de células automatizado CountessThermo Fisher ScientificT10282
Tripsina-EDTA (0,25%), vermelho de fenolThermo Fisher Scientific25200114
Injeção na veia da cauda
C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/BegeEnvigoSCID/camundongos
Seringa de Insulina BD com a Agulha Ultrafina BD 0,5mL 30Gx1/2" (12,7mm)BD328466
Plas Labs   Restrições de Roedores Estilo BroomePlas Labs 551BSRR01-288-32APedido deThermo Fisher Scientific
Volu SolFornecedor Parceiro de Diversidade Etanol 95% SDA (190 Provas)Thermo Fisher Scientific5042087270% usado
Imagem
BD  Lo-Dose  Seringas de Insulina U-100BD329461
Unidades de Filtro PES Descartáveis 0.45 µ mde filtro FB12566501Fisherbrandpara esterilizar a D-luciferina
D-Luciferina BiosynthL8220-1gconcentração estoque = 47,6 mM (15,15 mg/mL); concentração de uso = 1,515 mg/mL
1,7 mL microtubo âmbarGenesee Scientific24-282AM
IsofluranoPatterson VeterinaryNDC-14043-704-06Anestésico líquido para uso em vaporizador anestésico
IVIS 200 Máquina PerkinElmerpara imagens de luciferase, até 5 imagens de camundongos ao mesmo tempo, com máquina de anestesia
Recipientes de plástico com tampas Fisherbrand02-544-127
de TecidoThermo Scientific1000957
Webcol Preparação de Álcool Covidien6818
Imagem Estereoscópica
Estereomicroscópio AZ100 Nikonmodelo AZ-STGEsoftware NIS-ELEMENT
Formalina 10%Fisher ChemicalSF100-4
TC pratos tratados 100x20 mmGenesee Scientific25202
bege Sistema

Referências

  1. Achrol, A. S., et al. Brain metastases. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 5(2019).
  2. Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Report. 14 (1), 48-54 (2012).
  3. Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
  4. Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
  5. Valiente, M., et al. The evolving landscape of brain metastasis. Trends in Cancer. 4 (3), 176-196 (2018).
  6. Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
  7. Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
  8. Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
  9. Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
  10. Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
  11. Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
  12. Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
  13. Gril, B., et al. Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis. Clinical Cancer Research. 17 (1), 142-153 (2011).
  14. Palmieri, D., et al. Profound prevention of experimental brain metastases of breast cancer by temozolomide in an MGMT-dependent manner. Clinical Cancer Research. 20 (10), 2727-2739 (2014).
  15. Priego, N., et al. STAT3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Nature Medicine. 24 (7), 1024-1035 (2018).
  16. Debeb, B. G., et al. miR-141-mediated regulation of brain metastasis from breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 108 (8), (2016).
  17. Chang, S., Parker, S. L., Pham, T., Buzdar, A. U., Hursting, S. D. Inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program of the National Cancer Institute, 1975-1992. Cancer. 82 (12), 2366-2372 (1998).
  18. Hance, K. W., Anderson, W. F., Devesa, S. S., Young, H. A., Levine, P. H. Trends in inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program at the National Cancer Institute. Journal of National Cancer Institute. 97 (13), 966-975 (2005).
  19. Dirix, L. Y., Van Dam, P., Prove, A., Vermeulen, P. B. Inflammatory breast cancer: Current understanding. Current Opinion in Oncology. 18 (6), 563-571 (2006).
  20. Wang, Z., et al. Pattern of distant metastases in inflammatory breast cancer - A large-cohort retrospective study. Journal of Cancer. 11 (2), 292-300 (2020).
  21. Uemura, M. I., et al. Development of CNS metastases and survival in patients with inflammatory breast cancer. Cancer. 124 (11), 2299-2305 (2018).
  22. Smith, D. L., Debeb, B. G., Thames, H. D., Woodward, W. A. Computational modeling of micrometastatic breast cancer radiation dose response. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 96 (1), 179-187 (2016).
  23. Fukumura, K., et al. Multi-omic molecular profiling reveals potentially targetable abnormalities shared across multiple histologies of brain metastasis. Acta Neuropathol. , (2021).
  24. Klopp, A. H., et al. Mesenchymal stem cells promote mammosphere formation and decrease E-cadherin in normal and malignant breast cells. PLoS One. 5 (8), 12180(2010).
  25. Villodre, E. S., et al. Abstract P3-01-10: Ndrg1-egfr axis in inflammatory breast cancer tumorigenesis and brain metastasis. Cancer Research. 80 (4), 10(2020).

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Reimpressões e permissões

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Modelo de Camundongo XenotransplantadoImagem por Bioluminesc nciaMicroscopia FluorescenteMarca o com GFPAmplifica o de HER2Avalia o Histol gicaCarga Metast tica
Modelando Metástase Cerebral Via Injeção Venosa Caudal de Células Inflamatórias de Câncer de Mama
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