Artigo de método

Protocolos digitais de PCR digital de gotícula de transcrição reversa em duas etapas para detecção e quantificação de SARS-CoV-2

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DOI:

10.3791/62295

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31 de março de 2021

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1Key Laboratory of Special Pathogens and Biosafety, Center for Biosafety Mega-Science, Wuhan Institute of Virology, Chinese Academy of Sciences, 2International College, University of Chinese Academy of Sciences, 3Sino-Africa Joint Research Center, 4CAS Key Laboratory of Molecular Virology & Immunology, Institut Pasteur of Shanghai, Chinese Academy of Sciences, 5Center for Infectious and Parasitic Diseases Control Research, Kenya Medical Research Institute

Neste artigo

Resumo

Este trabalho resume as etapas no desenvolvimento de ensaios diferentes para a detecção de SARS-CoV-2 usando um sistema ddPCR de duas cores. As etapas são elaboradas e notas foram incluídas sobre como melhorar os ensaios e o desempenho do experimento. Estes ensaios podem ser usados para aplicações SARS-CoV-2 RT-ddPCR.

Resumo

O diagnóstico da pandemia SARS-CoV-2 em curso é uma prioridade para todos os países em todo o mundo. Atualmente, o PCR quantitativo de transcrição reversa (RT-qPCR) é o padrão ouro para o diagnóstico de SARS-CoV-2, pois nenhuma solução permanente está disponível. Por mais eficaz que essa técnica possa ser, pesquisas têm surgido mostrando suas limitações na detecção e diagnóstico, principalmente quando se trata de alvos pouco abundantes. Em contraste, o PCR digital de gotículas (ddPCR), uma tecnologia emergente recente com vantagens superiores sobre o qPCR, mostrou superar os desafios do RT-qPCR no diagnóstico de SARS-CoV-2 a partir de amostras alvo pouco abundantes. Prospectivamente, neste artigo, os recursos do RT-ddPCR são expandidos ainda mais, mostrando etapas sobre como desenvolver ensaios simplex, duplex, triplex probe mix e quadruplex usando um sistema de detecção de duas cores. Usando primers e sondas que visam locais específicos do genoma do SARS-CoV-2 (N, ORF1ab, RPP30 e RBD2), o desenvolvimento destes ensaios mostra-se possível. Além disso, protocolos detalhados passo a passo, notas e sugestões sobre como melhorar o fluxo de trabalho de ensaios e analisar dados são fornecidos. A adaptação desse fluxo de trabalho em trabalhos futuros garantirá que o número máximo de destinos possa ser detectado de forma sensível em uma pequena amostra, melhorando significativamente o custo e a taxa de transferência da amostra.

Introdução

A reação em cadeia da polimerase (PCR), uma técnica bem reconhecida, passou por diversas transformações desde seu advento para se tornar uma poderosa técnica capaz de fornecer respostas à pesquisa de ácidos nucleicos. Essas transformações têm sido um constante aprimoramento da antiga técnica. Essas transformações podem ser resumidas em três gerações1. A primeira geração é a PCR convencional que se baseia na eletroforese em gel para quantificar e detectar alvos amplificados. A segunda geração é a PCR quantitativa em tempo real (qPCR) que pode detectar amostras em tempo real e contar com uma curva padrão para quantificar diretamente os alvos em uma amostra. A terceira geração, PCR digital (dPCR), pode realizar tanto a detecção quanto a quantificação absoluta de alvos de ácidos nucleicos sem a necessidade de uma curva padrão. A dPCR também foi melhorada a partir de câmaras de reação sendo separadas pelos poços de uma parede em emulsões de óleo, água e produtos químicos estabilizantes dentro do mesmo poço, como visto na PCR digital baseada em gotículas2. Na PCR digital de gotículas (ddPCR), uma amostra é particionada em milhares de gotículas de tamanho nanolitro contendo alvos individuais que serão posteriormente quantificados usando a estatística de Poisson 2,3,4. Esta técnica confere à ddPCR uma vantagem na quantificação de alvos pouco abundantes quando comparada com as outras gerações de PCR.

Recentemente, múltiplas aplicações têm destacado a superioridade da ddPCR sobre a qPCR comumente usada na detecção e quantificação de alvos pouco abundantes 1,5,6. O SARS-CoV-2 não é exceção a essas aplicações 7,8,9,10,11,12. Desde o surto do SARS-CoV-2, os cientistas têm trabalhado em todas as frentes para encontrar soluções sobre como diagnosticar o vírus e detectá-lo de forma eficiente. O padrão-ouro atual ainda continua sendo o qPCR13. No entanto, o RT-ddPCR mostrou-se mais preciso na detecção de alvos SARS-CoV-2 pouco abundantes de amostras ambientais e clínicas quando comparado ao RT-qPCR 7,8,9,10,11,12. A maioria dos trabalhos publicados sobre o ddPCR SARS-CoV-2 depende de ensaios simplex com os multiplex, dependendo dos ensaios comerciais. Portanto, mais deve ser feito para explicar como desenvolver ensaios multiplex RT-dPCR para detecção de SARS-CoV-2.

Em um projeto de ensaio adequado, a multiplexação pode ser usada para economizar custos, aumentar a taxa de transferência da amostra e maximizar o número de alvos que podem ser detectados sensivelmente em uma pequena amostra. Ao multiplexar com ddPCR, deve-se levar em conta quantos fluoróforos podem ser detectados em um determinado sistema. Algumas plataformas ddPCR podem suportar até três canais, enquanto outras suportam apenas dois canais. Assim, na multiplexação com dois canais, deve-se utilizar diferentes abordagens, incluindo a multiplexação de ordem superior para detectar mais de dois alvos14,15,16. Neste trabalho, um sistema de detecção ddPCR de duas cores é usado para mostrar etapas sobre como desenvolver diferentes ensaios de RT-ddPCR de SARS-CoV-2 que podem ser adaptados para diferentes aplicações de pesquisa.

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Protocolo

Declaração ética
O Instituto de Virologia de Wuhan (WHIOV) está entre os laboratórios e institutos aprovados pelo CDC da China da cidade de Wuhan para conduzir pesquisas sobre o SARS-CoV-2 e detectar COVID-19 a partir de amostras clínicas. A pesquisa sobre o desenvolvimento de novas técnicas de diagnóstico para COVID-19 usando amostras clínicas também foi aprovada pelo comitê de ética do Instituto de Virologia de Wuhan (2020FCA001).

1. Fluxo de trabalho de processamento de amostras (Figura 1A)

NOTA: Ao longo do protocolo, é importante usar salas separadas com pipetas dedicadas para manuseio de amostras (extração e armazenamento), preparação e armazenamento de reagentes/mastermix, preparação de mistura de reação (amostra mais mastermix) e detecção, para evitar contaminação cruzada. Os ensaios a serem desenvolvidos podem ser utilizados na detecção de amostras clínicas ou amostras de pesquisa. Todas as amostras devem ser tratadas como se pudessem transmitir agentes infecciosos, mesmo quando se utilizam procedimentos laboratoriais seguros. As etapas de processamento das amostras devem ser feitas em um laboratório de nível de biossegurança 2 (BSL-2), seguindo regras rígidas de BSL-2, incluindo o uso de equipamentos de proteção individual (EPIs) apropriados.

  1. Inativação de amostra
    1. Leve 1 mL de amostra de SARS-CoV-2 para um laboratório BSL-2. Amostras inactivadas pelo calor a 65 °C durante 30 min.
      NOTA: As amostras podem vir de várias fontes, portanto, deve-se certificar-se de que o volume a ser inativado é suficiente para garantir a extração subsequente de RNA. A maioria dos kits de extração requer um pequeno volume de amostra de até 200 μL, portanto, um volume de amostra de cerca de 1 mL seria suficiente para a inativação. Surfactantes, kits e tampões de lise também podem ser usados para inativação direta e extração de RNA de acordo com o próprio SOP do laboratório.
    2. Leve as amostras para um gabinete de biossegurança (BSC) e deixe-as repousar à temperatura ambiente por 10 minutos para permitir que os aerossóis potenciais se instalem. Conservar as amostras a 4 °C durante 24 h se não forem imediatamente transformadas.
      Observação : nenhum contêiner específico é necessário para o armazenamento de amostras. As amostras podem ser armazenadas nos tubos ou recipientes utilizados durante a inativação. Para este trabalho, a maioria das amostras foi armazenada em tubos de meio de transporte viral (VTM) ou tubos de 1,5 mL.
  2. Extração de RNA
    NOTA: Muitos instrumentos de extração de RNA e kits com protocolos específicos estão disponíveis para uso pronto. Aqui, um procedimento automatizado seguindo as instruções do fabricante é apresentado.
    1. Retire a placa de orifício de poço de 96 profundidades pré-preenchida; inverta suavemente de cabeça para baixo para misturar as contas magnéticas. Após a mistura, agite suavemente a placa em uma superfície plana para concentrar o reagente e as esferas magnéticas que podem estar na parede até o fundo da placa.
    2. Rasgue cuidadosamente a película de vedação da folha de alumínio para evitar a vibração da placa e o derramamento de líquido. Adicionar 20 μL de proteinase K e 200 μL da amostra por poço nas fileiras 2 e 8 da placa de 96 poços. Em seguida, coloque a placa de 96 poços na base do instrumento de extração automática de ácido nucleico de 32 canais.
      Observação : execute o programa no computador dentro de 1 h depois de adicionar o exemplo.
    3. Insira a manga da barra magnética no slot do cartão do instrumento de extração automática de ácido nucleico de 32 canais. Selecione o programa GF-FM502T5-TR"1"GF-FM502T5YH (versão rápida) e execute-o.
    4. Após a conclusão da extração, retirar as amostras de ácido nucleico nas linhas 6 e 12 (cerca de 100 μL/amostra) e distribuir em uma placa limpa de 96 poços livre de nucleases. Conservar as amostras a 4 °C durante 24 h até à utilização ou a -20 °C durante mais tempo.
      NOTA: Recomenda-se usar uma pipeta multicanal de 100 μL para transferir amostras para uma nova placa de 100-200 μL, pois ela pode corresponder diretamente às colunas da placa de amostra.
  3. Geração de cDNA
    NOTA: Para amostras armazenadas por um longo tempo, evite vários ciclos de congelamento/descongelamento. Realize a geração de cDNA usando um kit de cDNA seguindo as instruções do fabricante.
    1. Em um tubo de PCR de 100 ou 200 μL colocado sobre gelo/bloco de resfriamento, adicione 2 μL de mistura mestre de 5x RT (por exemplo, Perfect Real Time), 5 μL de RNA da amostra e 3 μL de ddH2O livre de RNase por reação (volume total de 10 μL).
    2. Coloque o tubo de PCR em um termociclador regulado para funcionar a 37 °C por 15 min (transcrição reversa), 85 °C por 5 s (inativação térmica da transcriptase reversa) e 4 °C por um tempo infinito.
      NOTA: Processar as amostras imediatamente, ou armazenar a 4 °C por até 24 h até o uso ou a -20 °C por até 6 meses.

2. Otimização do ensaio ddPCR e fluxo de trabalho

OBS: Otimizar os ensaios antes/depois da leitura das gotículas. Dependendo dos resultados, eles podem ser otimizados em qualquer ponto do trabalho para alcançar melhores resultados. Abaixo estão alguns fatores comuns a serem considerados ao otimizar experimentos de ddPCR.

  1. Validar os primers e sondas ddPCR (Tabela 1).
    NOTA: Os primers ORF1ab e N foram adaptados do China CDC17, o gene de controle endógeno humano (RPP30) de Lu et al.18 e o RBD2 de Nyaruaba et al.13. Todos os primers e sondas, exceto RBD2, já haviam sido testados e otimizadospor ddPCR 7,8,18.
  2. Execute os controles de amostra de teste ddPCR compreendendo um controle positivo (uma amostra com todos os quatro alvos), No Template Control (NTC; Água livre de nucleases ou amostra sem alvos) e extração/controle negativo (ácido nucleico total extraído de uma célula humana cultivada não infecciosa ou amostras agrupadas de voluntários de saúde).
    NOTA: Amostras de controle padrão com cópias conhecidas de genes-alvo são preferidas. No entanto, na ausência de padrões, use as amostras disponíveis para definir seus controles ou matriz amostral. Execute os controles junto com amostras de teste.
  3. Optimizar a temperatura de recozimento (Figura 2D) inserindo um gradiente de temperatura de 55 °C a 65 °C na etapa de recozimento da PCR (passo 3.2).
    NOTA: A otimização da temperatura de recozimento ajuda a encontrar a melhor temperatura onde a separação de gotículas é máxima (fácil identificação do alvo) com chuva mínima. Após a obtenção dos resultados, reduza a faixa de temperatura para melhor otimização, por exemplo, 55 °C a 60 °C.
  4. Otimize as concentrações do primer e da sonda. Se a separação ótima entre gotículas positivas e negativas não for alcançada nos ensaios, variar as concentrações do primer (300-900 nM) e/ou da sonda (100-400 nM).
    NOTA: A redução das concentrações de primer/sonda resulta em uma menor amplitude da gotícula alvo e o aumento também aumenta a amplitude do alvo. Isso pode ser útil na multiplexação baseada em amplitude.
  5. Testar a sensibilidade analítica considerando diferentes parâmetros, incluindo limite de branco (LoB), limite de detecção (LoD), especificidade e sensibilidade usando amostras padrão e teste, conforme preferido.

3. fluxo de trabalho ddPCR (Figura 1B) e desenvolvimento do ensaio (Tabela 2)

NOTA: Como outros sistemas de detecção de ddPCR, esse fluxo de trabalho também consiste em quatro etapas (Figura 1B), incluindo preparação da mistura de reação, geração de gotículas, amplificação de PCR e leitura de gotículas.

  1. Preparação da mistura de reação
    NOTA: Prepare todos os ensaios em uma sala limpa separada e dentro de um BSC. Observe as precauções padrão, incluindo o uso de luvas limpas, pipetas limpas, água livre de nucleases e desinfetantes. Alíquotas reagentes em tubos separados e armazenar a -20 oC para evitar ciclos repetidos de congelamento. Preparar ensaios conforme mostrado na Tabela 2. As soluções-mãe de primer e sonda devem ser armazenadas em altas concentrações de 100 μM. As soluções de trabalho podem ser armazenadas em alíquotas de 20-40 μM (diluídas em água livre de nucleases).
    1. Etapas comuns em todos os ensaios
      NOTA: Antes de preparar os ensaios, calcule o volume total de mastermix necessário com base no número de amostras. Aqui, cada volume de componente do mastermix foi multiplicado por 1,05 para contabilizar eventuais erros de pipetagem.
      1. Descongelar e equilibrar materiais de reação à temperatura ambiente. Vórtice os componentes das reações brevemente (30 s) para garantir a homogeneidade, e centrifugar brevemente para coletar o conteúdo no fundo do tubo.
      2. Preparar uma mistura de primer-sonda (PP) por ensaio, misturando volumes de reação específicos, conforme detalhado na Tabela 2 , das soluções de trabalho.
      3. Preparar o mastermix misturando 11 μL (1x) de 2x supermix ddPCR para sondas (sem dUTP), mistura de PP (dependendo do ensaio como mostrado na Tabela 2 da solução de trabalho) e água livre de nuclease para um volume final de 19,8 μL por poço. Distribua o mastermix nos poços de uma placa ddPCR de 96 poços livre de nuclease com base no número de amostras.
        NOTA: Para a placa de amostra, certifique-se de que todos os 8 poços em uma coluna tenham a solução. Se apenas alguns poços forem usados, por exemplo, 5 amostras, preencha os outros 3 poços com 22 μL de água livre de nuclease ou tampão de controle cada.
      4. Para obter o volume final da mistura de reação (22 μL), adicione 2,2 μL de amostra de cDNA por poço contendo mastermix. Sele a placa com um selador de placa PCR descartável.
        NOTA: Execute as adições de amostra na sala designada. Inclua os controles, ou seja, positivo, NTC e extração. Além disso, se as amostras de RNA forem de baixa concentração, reduza o volume de água no mastermix e aumente o volume da amostra de acordo com até 5,5 uL.
      5. Uma vez que a mistura de reação é distribuída por poço, vórtice brevemente (15-30 s), e centrífuga (10-15 s) para coletar o conteúdo no fundo da placa. Prossiga para a geração de gotículas.
  2. Geração automatizada de gotículas (Figura 1 Suplementar)
    NOTA: Diferentes geradores de gotículas podem ser usados; no entanto, este estudo foi realizado com um gerador automático de gotículas (AutoDG). Para evitar a contaminação do amplicon, certifique-se de que o gerador de gotículas e os leitores tenham espaço dedicado em áreas separadas. Ao carregar consumíveis, recomenda-se iniciar o carregamento a partir da parte de trás do instrumento trabalhando em direção à frente para evitar mover as mãos sobre os consumíveis para evitar contaminação cruzada.
    1. Obtenha todos os consumíveis necessários para configurar o AutoDG, incluindo óleo AutoDG para sondas, cartuchos DG32, ponteiras de pipeta, bloco de resfriamento, placa de amostra, placa de gotícula (nova placa ddPCR limpa) e uma lixeira.
    2. Na tela sensível ao toque AutoDG, toque em Configurar placa de amostra e selecione as colunas onde as amostras estão localizadas na placa de amostra e pressione OK.
      NOTA: A tela ficará amarela indicando LOAD onde os consumíveis devem ser carregados.
    3. Abra a porta AutoDG e carregue os consumíveis em seus respectivos lugares.
      NOTA: Os respectivos locais onde os consumíveis devem ser carregados terão um indicador amarelo que mais tarde ficará verde se os consumíveis forem carregados. Isso é semelhante à tela sensível ao toque.
    4. Carregue a placa de amostra e a placa geradora de gotículas.
      NOTA: A placa geradora de gotículas deve ser colocada no bloco de resfriamento. Certifique-se de que o bloco de resfriamento é roxo (pronto para usar) e não rosa (deve ser mantido em um freezer até que a cor volte a ficar roxa).
    5. Feche a porta AutoDG, verifique se a tela está verde (consumíveis carregados) e selecione/verifique se o tipo de óleo é Óleo para Sondas antes de pressionar Iniciar geração de gotículas.
    6. Aguarde as gotículas serem geradas. Abra a porta assim que a tela mostrar Droplets Ready e remova a placa que contém as gotículas.
    7. Sele a placa com um selo de folha perfurável usando um selador de placa ajustado para funcionar a 185 oC por 5 s. Prossiga para a amplificação por PCR.
      NOTA: A amplificação por PCR deve ser iniciada dentro de 30 minutos após a geração de gotículas.
  3. Amplificação por PCR
    1. Insira a placa de gotícula selada em um termociclador de poço de 96 profundidades, ajuste o volume da amostra para 40 μL e a temperatura da tampa para 105 °C.
    2. A PCR amplifica as gotículas usando o programa: 95 °C por 10 min (ativação enzimática), 40 ciclos de desnaturação a 94 °C por 30 s e 1 min de aneio/extensão a 57 °C, desativação enzimática a 98 °C por 10 min e etapa de manutenção a 4 °C indefinidamente. Após a PCR, leia as gotículas ou armazene a 4 °C por até 24 h.
      NOTA: Use uma taxa de rampa de 2 °C /s em todas as etapas, pois as taxas de rampa podem diferir para cicladores térmicos diferentes. Segure a placa durante pelo menos 30 minutos a 4 °C para permitir a estabilização das gotículas antes de ler as gotículas.
  4. Leitura de gotículas
    1. Transfira a placa de 96 poços ciclada termicamente para um leitor de gotículas e, em um computador conectado ao leitor de gotículas, abra/inicie o software que a acompanha.
    2. No modo de configuração, selecione Novo e clique duas vezes em qualquer poço para abrir a caixa de diálogo Editor de Poços . Selecione os poços a serem lidos e escolha Experimento: ABS, Supermix: ddPCR Supermix para Sondas (sem dUTP), Alvo 1 Tipo: Ch1 Desconhecido, Alvo 2 Tipo: Ch2 Desconhecido.
      Observação : negativo, em branco, NTC ou positivo pode ser selecionado no menu suspenso do tipo 1/2 de destino para as amostras de controle.
    3. Atribua os nomes de destino ou de amostra com base no layout da chapa e selecione Aplicar. Quando terminar, selecione OK e salve o modelo criado. Clique em Executar e, quando solicitado, escolha a cor certa (FAM/HEX).
      Observação : preparar o sistema antes de executar é recomendado antes da primeira execução do dia. Além disso, verifique se todas as luzes do leitor estão verdes e, se não, siga o aplicativo recomendado no status da dica de ferramenta.
    4. Após a conclusão da aquisição de dados, remova a placa do leitor. Analise os dados conforme necessário.
      NOTA: Como os resultados preliminares podem ser vistos na tela, a execução das amostras positivas nos primeiros poços pode ser usada para verificação de qualidade em tempo real.

4. Análise dos dados (Figuras Complementares 2 e 3)

  1. Verifique os dados de todos os poços para o número total de gotículas. Se a contagem de gotículas for de <10.000, descarte os resultados e repita o ensaio. Estabeleça um ponto de corte para aceitar resultados positivos e negativos. Por exemplo, uma contagem de gotículas de até 3 ou mais gotículas positivas pode ser considerada como o ponto de corte para resultados positivos.
    NOTA: Os dados para todos os ensaios, incluindo ensaios simplex, duplex, triplex probe mix e quadruplex são gerados usando o software que o acompanha. No entanto, este software só é adequado para ensaios simplex e duplex. Para ensaios multiplex de alta ordem (>3 alvos), um software externo é necessário.
  2. Ensaios Simplex e duplex
    NOTA: O software externo também pode analisar dados simplex e duplex. No entanto, usar o software que acompanha é mais fácil para esses ensaios, portanto, usado neste artigo.
    1. Clique duas vezes no arquivo .qlp a ser analisado para abri-lo e selecione Analisar.
    2. Use as ferramentas de limiar na Amplitude 1D e na Amplitude 2D para distinguir entre gotículas positivas e negativas para cada poço no canal correto. As amostras NTC e controle positivo podem ser usadas como orientação para a definição do limiar.
      NOTA: Os resultados do FAM são vistos no canal 1 enquanto o HEX/VIC no canal 2.
    3. Após a definição do limite, os resultados podem ser exportados como um arquivo .csv e posteriormente analisados no Excel ou gravados lendo diretamente na janela de resultados.
  3. Mistura de sonda triplex (Figura 2 Suplementar) e ensaios quadruplex (Figura 2 Suplementar)
    NOTA: Antes de analisar a mistura de sonda triplex e o ensaio quadruplex faça o download do software externo. Consulte os requisitos mínimos do sistema antes de instalar.
    1. Abra o arquivo .qlp clicando com o botão direito sobre ele e escolhendo Abrir com o software externo, ou abrindo o software externo e clicando na opção Procurar para localizar o arquivo .qlp em sua pasta, ou simplesmente arrastando o arquivo .qlp e soltando-o no software externo já aberto.
    2. Na guia editor de placas, selecione os poços a serem analisados no lado direito da guia.
      1. Para a mistura de sonda triplex, selecione Quantificação direta (DQ) como tipo de experimento, selecione Triplex de mistura de sonda como informações de ensaio e insira os nomes de destino de acordo e, em seguida, clique em Aplicar.
      2. Para quadruplex, selecione Quantificação Direta (DQ) como tipo de experimento, selecione Multiplex de Amplitude como informações de ensaio e insira os nomes de destino de acordo e, em seguida, clique em Aplicar.
    3. No lado esquerdo da guia Amplitude 2D, use as Ferramentas de Gráfico para atribuir cores específicas a diferentes clusters de destino seguindo as sugestões pop-up da janela Selecionar para Atribuir Cluster .
      Observação : modo de cluster preferencial pode ser aplicado com base na preferência dos usuários.
    4. Depois que as cores de destino forem atribuídas, os dados de quantificação poderão ser lidos na janela Dados do poço no canto inferior direito. Exporte dados para Excel/csv para análise adicional usando o ícone de barra tripla no canto superior direito da tabela de dados do poço.

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Resultados

Em um estudo de prova de conceito, o desempenho analítico dos ensaios multiplex foi testado em amostras clínicas e de pesquisa19. O desempenho dos ensaios multiplex foi superior ao de um RT-PCR19. Como um baixo número de gotículas pode indicar um problema durante a geração de gotículas, neste artigo um ponto de corte de 10.000 gotículas por poço foi definido com base em dados empíricos.

Uma boa separação entre gotículas positivas e negativas com ...

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Discussão

Poucos recursos estão disponíveis sobre como desenvolver ensaios RT-ddPCR para detecção de SARS-CoV-2. Embora não sejam usadas neste artigo, amostras padrão com cópias conhecidas podem ser usadas para desenvolver e otimizar ensaios. Neste trabalho, no entanto, as amostras de SARS-CoV-2 cultivadas em pilhas Vero-E6 foram cravadas em um fundo do RNA genomic humano e usadas como amostras padrão para desenvolver os ensaios. Sequências adequadas de primers e sondas são essenciais no desenvolvimento de ensaios. Uma vez que a m...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos a revelar.

Agradecimentos

Esta pesquisa foi financiada pelo Megaprojeto de Controle de Doenças Infecciosas do Ministério da Saúde da China, número de concessão 2017ZX10302301-005 e Centro de Pesquisa Conjunta Sino-África, número de concessão SAJC201605.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Extrator de ácido nucleico totalmente automático de 32 canais Purificador 32Genfine BiotechFHT101-32Extrator automatizado para RNA
AutoDG Óleo para sondasBioRad12003017QX200 AutoDG consumível
ddPCR Placas de 96 poçosBioRad12003185
ddPCR Supermix para sondas (sem dUTP)BioRad1863024Fazendo mastermix de ensaio ddPCR
Cartuchos DG32 AutoDGBioRad1864108QX200 AutoDG consumível
Pote de banho-maria termostático eletrônicoBeijing Changfeng Instrument and Meter CompanyXMTD-8000Inativação térmica de amostras
Kit de extração de DNA / RNA do vírus FineMag Rapid Bead GenfineBiotechFMY502T5Extração de esferas magnéticas de amostras de RNA inativadas
Selos térmicosde folha perfurávelBioRad1814040
Pontas de pipeta para o AutoDGBioRad1864120QX200 AutoDG consumíveis
Lixeiras de ponta de pipeta para o AutoDGBioRad1864125QX200 AutoDG consumível
PrimeScript RT Master Mix (Perfect Real Time)TaKaRaRR036Ageração de cDNA
PX1 PCR Plate SealerBioRad1814000Sele a placa de gotículas de AutoDG
QuantaSoft 1.7 SoftwareBioRad10026368Aquisição e análise de dados
QuantaSoft Analysis Pro 1.0BioRadN/AAnálise de dados
QX200 Automated Droplet Gererator (AutoDG)BioRad1864101QX200 Consumível
AutoDG QX200 Leitor de gotículas BioRad1864003Leitura de gotículas e aquisição de dados
T100 TermocicladorBioRad1861096Amplificação de alvos de gotículas (PCR) e geração de cDNA

Referências

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