É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Avaliando o risco agroquímico para rainhas de abelhas de mel acasaladas

2.8K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/62316

⸱

3 de março de 2021

 ,  ,  , 
1Invasive Species and Pollinator Health Research Unit, USDA-ARS, 2Carl R. Woese Institute for Genomic Biology, University of Illinois at Urbana-Champaign, 3Neuroscience Program, University of Illinois at Urbana-Champaign, 4Department of Entomology, University of Illinois at Urbana-Champaign

Neste artigo

Resumo

Este protocolo foi desenvolvido para aprimorar a compreensão de como os agrotóxicos afetam a reprodução das abelhas de mel (Apis mellifera),estabelecendo métodos para expor rainhas das abelhas e seus cuidadores de trabalhadores a agrotóxicos em um ambiente controlado e laboratorial e monitorando cuidadosamente suas respostas relevantes.

Resumo

As estratégias atuais de avaliação de risco para abelhas dependem fortemente de testes laboratoriais realizados em abelhas trabalhadoras adultas ou imaturas, mas esses métodos podem não capturar com precisão os efeitos da exposição agroquímica nas rainhas das abelhas. Como única produtora de ovos fertilizados dentro de uma colônia de abelhas, a rainha é sem dúvida o membro único mais importante de uma unidade colônia em funcionamento. Portanto, compreender como os agrotóxicos afetam a saúde e a produtividade das rainhas deve ser considerado um aspecto crítico da avaliação do risco de pesticidas. Aqui, um método adaptado é apresentado para expor rainhas de abelhas e assistentes de rainha operária a estressores agroquímicos administrados por meio de uma dieta de trabalhadores, seguido pelo acompanhamento da produção de ovos em laboratório e avaliação da primeira eclosão instar utilizando uma gaiola especializada, chamada de Queen Monitoring Cage. Para ilustrar o uso pretendido pelo método, são descritos resultados de um experimento no qual os atendentes da rainha do trabalhador foram alimentados com dieta subletal de imidacloprido e os efeitos nas rainhas foram monitorados.

Introdução

Devido ao aumento da demanda global por produtos agrícolas, as práticas agrícolas modernas muitas vezes exigem o uso de agroquímicos para controlar inúmeras pragas conhecidas por reduzir ou prejudicar a produção agrícola1. Simultaneamente, os produtores de muitas culturas de frutas, legumes e castanhas dependem dos serviços de polinização fornecidos pelas colônias comerciais de abelhas para garantir a abundante produção de culturas2. Essas práticas podem resultar em polinizadores, incluindo abelhas de mel(Apis mellifera),expostos a níveis nocivos de resíduos de pesticidas3. Ao mesmo tempo, a presença generalizada de infestações de ácaros parasiticos de Varroa em colônias de abelhas frequentemente exigem que os apicultores tratem suas colmeias com miticides, que também podem exercer efeitos negativos sobre a saúde e longevidade da colônia4,5,6. Para reduzir e mitigar os efeitos nocivos dos produtos agroquímicos, é necessário avaliar plenamente sua segurança às abelhas antes de sua implementação para que possam ser feitas recomendações para seu uso para proteger insetos benéficos.

Atualmente, a Agência de Proteção Ambiental (EPA) conta com uma estratégia hierárquica de avaliação de risco para exposição a pesticidas de abelhas, que envolve testes laboratoriais em abelhas adultas e, às vezes, larvasde abelhas 7. Se testes laboratoriais de nível inferior não aliviarem as preocupações de toxicidade, podem ser recomendados testes de campo de nível mais alto e semi-campo. Embora esses testes laboratoriais forneçam uma visão valiosa sobre os potenciais efeitos dos agrotóxicos na longevidade do trabalhador, eles não são necessariamente preditivos de seus efeitos sobre as rainhas, que diferem significativamente dos trabalhadores biologicamente8 e comportamentalmente9. Além disso, existem inúmeros efeitos potenciais de agrotóxicos em insetos além da mortalidade, que podem ter consequências consideráveis para insetos sociais que dependem de comportamentos coordenados para funcionar como uma unidade colônia10,11.

Embora a mortalidade seja o efeito mais comumente considerado dos pesticidas agroquímicos12, esses produtos podem ter uma ampla gama de efeitos tanto em artrópodes alvo quanto não-alvo, incluindo comportamento alterado13,14,15,16, repellency ou attractancy17,18,19, mudanças nos padrões de alimentação20,21,22 , e aumentou ou diminuiu a fecundidade20,21,22,23,24,25. Para insetos sociais, esses efeitos podem interrompa sistematicamente as interações e funções das colônias11. Dessas funções, a reprodução, que é fortemente dependente de uma única rainha que pomente ovos apoiada pelo resto da unidadecolônia 9,pode ser particularmente vulnerável à perturbação devido à exposição a pesticidas.

Estudos realizados em rainhas imaturas demonstraram que a exposição ao desenvolvimento de miticides pode afetar o comportamento da rainha adulta, a fisiologia, a sobrevivência26,27. Da mesma forma, estudos utilizando colônias de tamanho integral ou reduzido demonstraram que os agrotóxicos podem afetar rainhas de abelhas adultas, diminuindo o sucesso do acasalamento28, diminuindo a oviposição29e diminuindo a viabilidade dos ovos produzidos25,30,31. Esses fenômenos têm sido anteriormente difíceis de observar sem o uso de colônias inteiras, devido em grande parte à falta de métodos laboratoriais disponíveis. No entanto, um método para estudar a oviposição da rainha sob condições laboratoriais fortemente controladas usando queen monitoring cages (QMC)32 foi recentemente adaptado para examinar os efeitos dos agrotóxicos na fecundidade rainha33. Aqui, essas técnicas são descritas detalhadamente, juntamente com métodos adicionais para medir e acompanhar o consumo de dieta dos trabalhadores em QMCs.

Esses métodos são mais vantajosos do que experimentos que exigem colônias de tamanho completo porque permitem a administração de doses precisas de agroquímicos para um número muito reduzido de trabalhadores em relação às dezenas de milhares tipicamente presentes dentro de uma colônia34, que então fornece a rainha. Essa técnica de exposição espelha a exposição em segunda mão que as rainhas experimentariam em cenários reais porque, dentro de uma colônia, as rainhas não se alimentam e dependem dos trabalhadores para forregá-los com dieta9. Da mesma forma, as rainhas geralmente não saem da colmeia, exceto durante a reprodução da colônia (enxame) para voos de acasalamento35. Rainhas de abelhas acasaladas podem ser compradas de criadores de rainhas comerciais e enviadas durante a noite. Normalmente, os criadores de rainhas vendem rainhas diretamente depois de confirmar que começaram a colocar ovos, o que é tomado como uma indicação de acasalamento bem sucedido. Se forem necessárias informações mais precisas sobre a idade ou a relação da rainha, os pesquisadores podem consultar o criador da rainha antes de fazer um pedido.

Os QMCs permitem a observação precisa e quantificação da oviposição rainha das abelhas e das taxas de eclosão de ovos32,33, produzindo dados valiosos relacionados aos efeitos da exposição agroquímica na fecundidade da rainha. Os resultados representativos aqui apresentados descrevem um experimento quantificando a oviposição, o consumo de dieta e viabilidade de embriões em QMCs sob exposição crônica a concentrações relevantes de campo do pesticida neonicotinóide neurotoxicista sistêmico imidacloprido36. Uma vez aplicados, o imidacloprido transloca para tecidos vegetais37, e foram detectados resíduos o pólen e o néctar de numerosas plantas polinizados de abelhas38,39,40. A exposição ao imidacloprido pode ter uma ampla gama de efeitos prejudiciais sobre as abelhas, incluindo o desempenho de forrageamento prejudicado16,a função imunológica prejudicada41, e as taxas reduzidas de expansão e sobrevivência da colônia42,43. Aqui, imidacloprido foi selecionado para uso como uma substância de teste porque experimentos de campo mostraram que pode afetar a oviposição rainha das abelhas29

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

1. Montagem QMC

  1. Monte QMCs de partes(Figura 1A) com uma única placa de colocação de ovo (ELP) inserida conforme mostrado na Figura 1B. Não adicione tubos de alimentação até que os trabalhadores tenham sido adicionados à gaiola. Cubra temporariamente os 4 orifícios do alimentador com fita de grau de laboratório.
  2. Insira o excludente de plantas e a porta da câmara de alimentação sobre a câmara de alimentação para evitar que a rainha entre na câmara de alimentação e entre em contato com a dieta tratada. Consulte Fine et al.32 para obter mais detalhes da montagem.
  3. Colete as molduras do pente de cera contendo a ninhada de trabalhador tampado das colônias de abelhas 24 h antes da eclosão adulta e coloque-as em uma incubadora (34,5 °C) dentro de uma caixa de ninhada. 24 h depois, escove as abelhas escancaradas das molduras e em um recipiente aberto que foi forrado com uma tinta de barreira de insetos (por exemplo, Fluon) para evitar que as abelhas rastejem para fora.
  4. Adicione pelo menos 50 abelhas em peso (5 g ≈ 50 abelhas44,45) à câmara de colocação de ovos de cada QMC. Para garantir que um conjunto genético diversificado de trabalhadores seja representado no experimento, obtenha um número aproximadamente igual de abelhas operárias de pelo menos três colônias e misture-as antes de adicioná-las aos QMCs.
    NOTA: Abelhas operárias recém-fechadas com menos de 1 dia de idade não podem voar ou picar devido aos seus músculos de voo subdesenvolvidos e cutícula não encolhida. Se eles forem adicionados nesta idade, não há necessidade de anestesia-los antes do manuseio. Eles podem ser pesados colhendo suavemente abelhas do recipiente usando um pequeno copo de medição de volume de 1/4 e colocando-as em um segundo recipiente (forrado com tinta de barreira de insetos, por exemplo, Fluon) que foi asfaltado em uma escala. A área dos quadros cobertos por ninhadas tampadas deve ser aproximadamente igual para garantir que as colônias de origem sejam igualmente representadas nas populações de trabalhadores da QMC. A homogeneização das abelhas operárias pode ser alcançada escovando abelhas recém-fechadas de quadros retirados de todas as colônias para o mesmo recipiente e permitindo que elas se misturem por 5 minutos antes de adicioná-las aos QMCs.
  5. Adicione os alimentadores contendo solução de sacarose, água e suplemento de pólen (Ver seção 2).
  6. Exponha as rainhas acasaladas individuais ao gás CO2 para estimular a colocação deovos 46 e facilitar a transferência para a QMC.
    1. Use rainhas compradas de um criador comercial dentro de 48 horas após o recebimento. Enquanto a rainha ainda está dentro da gaiola de transporte, coloque-a em um saco plástico transparente. Coloque uma extremidade de um tubo plástico conectado a um botijão de gás CO2 dentro do saco e abra suavemente a válvula do cannister para permitir que o gás CO2 flua.
    2. Quando o saco estiver inflado com gás, feche simultaneamente a válvula do cannister e mantenha o saco fechado para prender o gás dentro. Mantenha o saco fechado por 30 s ou até que a rainha pare de se mover. Remova a rainha e abra a gaiola de embarque assim que ela for observada inconsciente.
  7. Abra parcialmente a porta da câmara de colocação do ovo, coloque suavemente a rainha inconsciente dentro e feche a tampa, tomando cuidado para não esmagar a rainha ou os trabalhadores dentro. Adicione a segunda placa de colocação de ovo a cada QMC, conforme mostrado na Figura 1C. Coloque um pedaço de fita de laboratório na parte superior dos dois ELPs para evitar que eles se separem do quadro QMC e impeçam que os trabalhadores saiam da gaiola.
  8. Coloque as gaiolas em uma incubadora escura com condições ambientais estáveis de 34 ± 0,5 °C e 60% ± umidade relativa, como as condições dentro de uma colônia normal.

figure-protocol-1
Figura 1. A: QMC desmontado. B: QMC parcialmente montado com 1 ELP inserido. C: QMC totalmente montado com 2 ELPs. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

2. Preparar e administrar dietas atadas com agrotóxicos

  1. Para preparar 1000 g de solução de sacarose de 50% (g/g), coloque uma barra de mexida no fundo de uma garrafa de reagente de vidro 1 L limpa. Adicione 500 g de sacarose e 500 mL de água deionizada. Desaparafusar a tampa da garrafa e use uma placa de mexida aquecida para aquecer a solução até que toda a sacarose tenha dissolvido. Deixe a solução esfriar à temperatura ambiente antes de adicionar as soluções de estoque de agroquímicos.
  2. Prepare as soluções de estoque de agroquímicos em um solvente apropriado, como a acetona, em uma concentração que pode ser adicionada à dieta para alcançar a concentração final desejada do agroquímico de interesse.
    NOTA: Ao usar acetona como solvente de veículos, as diretrizes da Organização para a Cooperação e Desenvolvimento Econômico (OCDE) estipulam que a concentração final de acetona na dieta deve ser ≤ 5% para testes crônicos de toxicidade oral em abelhas adultas47. No entanto, alguns solventes como n-metil-2-pyrrolidone5, 31 e sulfóxido de dimetila25 podem exercer efeitos tóxicos abaixo dessa concentração, por isso é recomendado manter as concentrações de solventes o mais baixas possível na dieta do tratamento. Dependendo do volume e tipo de solvente utilizado, pode ser necessário incluir um grupo de controle de solventes e um grupo de controle negativo para garantir que os efeitos potenciais devido à toxicidade do solvente sejam detectados. Ao utilizar produtos formulados, a quantidade do produto utilizado deve ser ajustada com base na concentração presente na formulação. Dependendo da estabilidade do agroquímico de interesse no solvente, as soluções de estoque podem ser mantidas por até 2 semanas a -20 °C.
  3. Selecione doses subletárias com base nos resultados do Teste da OCDE nº 245: Abelha de Mel(Apis mellifera L.), Teste de Toxicidade Oral Crônica (Alimentação 10 Dias)47, e identifique a literatura relevante consultando a base de conhecimento Ecotox48.
  4. Administrar os tratamentos agroquímicos em uma solução de sacarose, um suplemento comercial de pólen (se disponível em pó), ou ambos. Prepare a dieta experimental para uso no mesmo dia adicionando uma quantidade adequada de solução de estoque à solução de sacarose de 50% de sacarose (w/w). Misture bem pelo vórtice ou com uma barra de mexida definida em velocidade média. Para suplementos de pólen, adicione a solução de sacarose atada agroquímica ao suplemento em pó em vez do xarope de acordo com os protocolos do fabricante, certificando-se de ajustar o volume da solução de estoque usada de acordo com o peso final da dieta do pólen. Consulte a Tabela 1, por exemplo, os cálculos.
  5. Prepare os tubos alimentador a partir de tubos de microcentrifuuge de 2 mL.
    1. Para alimentadores de dieta líquida, aqueça a ponta de uma agulha de calibre 20 em uma placa quente/fogão e perfure o fundo do tubo duas vezes. Feche a tampa do tubo e a pipeta aproximadamente 1,5 mL de solução de sacarose ou água através de um dos furos de punção. Coloque o tubo para baixo com o lado perfurado até que seja adicionado ao QMC.
    2. Para alimentadores de suplementos de pólen, use uma lâmina de barbear para cortar o fundo do tubo. Feche a tampa e empurre uma bola de 1-2 g de suplemento de pólen no tubo até que toque a tampa.
  6. Registo os pesos do alimentador antes de colocá-los nos QMCs. Não mantenha a dieta não atenuada a 4 °C por mais de 48 horas.
Concentração DesejadaConcentração de veículos solventes desejadosVolume final desejado/massa de solução de sacaroseVoume de solução de estoqueImidacloprid em solução de estoqueReceita de solução de estoque sugerida
Solução de sacarose10 ppb (w/w)0,05% (v/v)81,45 mL/100 g*40,7 μL0,001 mg/40,7 μL0,02 mg/814 μL
Suplemento de pólen10 ppb (w/w)10 g**4,07 μL0,0001 mg/4,07 μL0,02 mg/814 μL
Solução de sacarose50 ppb (w/w)0,05% (v/v)78,5 mL/100 g*40,7 μL0,005 mg/40,7 μL0,1 mg/814 μL
Suplemento de pólen50 ppb (w/w)10 g**4,07 μL0,0005 mg/4,07 μL0,1 mg/814 μL

Tabela 1: Exemplo de receitas para solução de sacarose tratada, suplemento de pólen e solução de estoque. *Volume baseado na densidade de 50% (w/w) solução de sacarose (1.228 g/mL). **A densidade do suplemento de pólen vai variar dependendo do produto utilizado, mas se esse volume de solvente for utilizado, a concentração final de solvente no suplemento de pólen estará dentro da faixa desejada de ≤ 5% em volume.

3. Monitoramento - Taxa de Produção de Ovos

  1. Quantifique o ovo deitado de 1 a 2 vezes por dia pela manhã e/ou à noite. Comece removendo QMCs da incubadora para verificar se há ovos.
    NOTA: Em um experimento bem-sucedido, a produção de ovos começará na maioria dos QMCs de controle dentro de 3 dias após a montagem inicial da gaiola. Basta tirar o máximo de QMCs da incubadora ao mesmo tempo que pode ser verificado e alimentado dentro de 10 minutos. Períodos mais longos fora da incubadora podem interromper a produção de ovos.
  2. Examine as costas dos ELPs claros para ovos. Se os ovos estiverem presentes, remova o painel da porta em frente à placa de interesse. Remova a fita através dos ELPs e deslize cuidadosamente o painel da porta entre o ELP e as abelhas dentro do QMC, tomando cuidado para não esmagar nenhuma abelha que possa estar limpando as células nos ELPs.
  3. Com o painel da porta no lugar, remova o ELP e conte e regise o número de ovos dentro das células ELP. Remova os ovos tocando a borda do ELP, abra o lado celular para baixo, em uma superfície dura (como o lábio de um recipiente de resíduos). Uma vez que os ovos caiam, substitua o ELP vazio no QMC. Remova suavemente e substitua o painel da porta atrás do ELP na parte externa do QMC. Repita conforme necessário com o segundo ELP e substitua a fita pelo QMC quando terminar.
    NOTA: A produção de ovos geralmente diminui e a mortalidade aumenta em QMCs após 2 semanas32,33, portanto, recomenda-se concluir experimentos após 14 dias.

4. Monitoramento - Consumo de Alimentos

  1. Substitua todos os alimentos restantes em alimentadores QMC por dieta recém-preparada a cada dois dias. Prepare novos tubos alimentadores (incluindo água) e pese-os antes de remover QMCs da incubadora para monitoramento. Troque todos os tubos antigos por novos e pese tubos velhos antes de descartar dieta não consumida. Compare o peso final do tubo alimentador e dieta não consumida com o peso do mesmo tubo alimentador antes de colocá-lo no QMC para estimar o consumo de dieta.
  2. Entre os dias em que os alimentadores estão programados para serem substituídos, verifique o consumo de dieta uma vez por dia (ao mesmo tempo em que os QMCs são monitorados para a produção de ovos) para garantir que os alimentadores nunca estejam vazios. Se um tubo alimentador estiver vazio ou quase vazio, remova-o, recarregue-o, grave o peso do tubo antes e depois e adicione a diferença ao total de consumo de dieta de 2 dias para o QMC.

5. Monitoramento - Viabilidade do Embrião

  1. Em um ponto selecionado durante um experimento QMC, remova os ELPs contendo ovos recém-colocados do QMC de acordo com a etapa 3,mas não desaloja os ovos do ELP.
  2. Cubra o ELP com uma tampa de microplaca universal e coloque-o dentro de um dessecator com uma solução Saturada K2SO4 (150 g K2SO4 em 1 L de água, mantida em um prato raso).
    NOTA: Um pouco de sal deve ser visível na parte inferior do prato depois que a mistura chegar à temperatura na incubadora.
  3. Mantenha a desiccadora em uma incubadora fixada em 34,5 °C, resultando em uma umidade relativa de 95% dentro do dessecanteador, semelhante às condições utilizadas por Collins49.
    NOTA: Quase todos os ovos eclodirão dentro de 72 ± 6 horas após a49ª,portanto, as taxas de eclosão podem ser avaliadas em até 78 horas após a retirada dos ELPs do QMC. Uma larva de forma "C" na parte inferior da célula é indicativo de um evento de incubação bem sucedido. Alguma variação nesse tempo é possível se, por exemplo, os ovos forem drones e não trabalhadores50.

6. Amostragem do trabalhador

  1. Se os QMCs foram preenchidos com excesso de trabalhadores, prove as abelhas operárias em um ponto de tempo selecionado durante o experimento para avaliação de alterações induzidas pelo tratamento em sua fisiologia. Realizar as coletas em conjunto com atividades diárias de alimentação e contagem de ovos para minimizar o tempo para o qual os QMCs estão fora da incubadora.
  2. Antes da amostragem, coloque um painel de porta entre um ELP e o interior do QMC e remova o ELP. Levante cuidadosamente o painel da porta aproximadamente 0,5 cm da base da gaiola e remova uma abelha operária de dentro do QMC usando pinças de peso-pena. Para evitar que as abelhas escapem, cubra partes da abertura de 0,5 cm com um dedo enluvado ou um pedaço de algodão conforme necessário.
  3. Preserve a abelha coletada para análise de seguimento e repita esse processo até que o número desejado de amostras tenha sido coletado. Para análise de expressão genética, o encaixe de abelhas congelantes em nitrogênio líquido e armazenamento imediato a -80 °C é fortemente recomendado51.

7. Mortalidade do trabalhador

  1. Avalie a mortalidade do trabalhador durante o experimento contando o número de abelhas mortas no fundo da câmara de alimentação e na câmara de colocação de ovos. Realize esta avaliação em conjunto com a quantificação diária de fixação de ovos.
  2. Usando fórceps, remova cuidadosamente as abelhas mortas através dos orifícios do alimentador, cobrindo o orifício com um dedo enluvado ou um pedaço de algodão enquanto as fórceps não são inseridas.
  3. Remova as abelhas mortas da câmara de colocação do ovo levantando cuidadosamente o painel da porta aproximadamente 0,5 cm da base da gaiola e inserindo fórceps. Para evitar que as abelhas escapem, cubra partes da abertura de 0,5 cm com um dedo enluvado ou um pedaço de algodão conforme necessário.
  4. Avalie a mortalidade do trabalhador na conclusão do experimento removendo e contando todas as abelhas mortas dos QMCs utilizando os métodos descritos anteriormente antes de eutanásia das abelhas restantes.
    NOTA: Na ausência de abelhas operárias, as rainhas não produzirão ovos e morrerão de fome dentro de 24 horas. Portanto, se todos os trabalhadores em um QMC forem observados mortos, o QMC deve ser removido do experimento. Da mesma forma, se uma rainha morre durante o experimento, o QMC deve ser removido, e os dados devem ser devidamente censurados.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

A produção de ovos foi monitorada em QMCs montadas e mantidas como descrito acima com observações diárias da produção de ovos e 15 gaiolas por grupo de tratamento. Rainhas recém-acasaladas de ações principalmente carniolan foram compradas e enviadas durante a noite de um criador de rainhas, e os trabalhadores das abelhas foram obtidos de 3 colônias mantidas de acordo com métodos comerciais padrão no The Bee Research Facility da Universidade de Illinois Urbana-Champaign. Aqui, Foram utilizados 4 grupos de tratamento dieté...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

A fecundidade de insetos solitários fêmeas, bem como rainhas em colônias de insetos eusociais, pode ser influenciada por estressores abióticos como os agroquímicos25,28,29,30,33. Nas abelhas, os efeitos dos agrotóxicos nas rainhas podem ser indiretos, pois podem ocorrer através de mudanças em seus cuidados e alimentação por abelhas operárias. Nossos resultados...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse para declarar.

Agradecimentos

Obrigado ao Dr. Amy Cash-Ahmed, Nathanael J. Beach e Alison L. Sankey por sua ajuda na realização deste trabalho. A menção de nomes comerciais ou produtos comerciais nesta publicação é exclusivamente com o propósito de fornecer informações específicas e não implica recomendação ou endosso do Departamento de Agricultura dos EUA. O USDA é um provedor de igualdade de oportunidades e empregador. Esta pesquisa foi apoiada por uma bolsa da Agência de Projetos de Pesquisa Avançada de Defesa # HR0011-16-2-0019 para Gene E. Robinson e Huimin Zhao, projeto do USDA 2030-21000-001-00-D, e a Experiência de Pesquisa de Plasticidade Fenotípica para Estudantes Universitários Comunitários da Universidade de Illinois em Urbana Champaign.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
FluonBioQuip, Rancho Dominguez, CA2871A
Rainhas das abelhasOlivarez Honey Bees, Orland, CA
ImidaclopridSigma-Aldritch, St. Louis, MO37894
MegaBee PowderMegaBee, San Dieago, CA
Tubos de microcentrífuga 2 mLThermoFisher Scientific, Waltham, MA02-682-004
Agulhas calibre 20W. W. Grainger, Lake Forest, IL5FVK4
Sulfatode Potássio Sigma-Aldritch, St. Louis, MOP0772
Gaiolasde Monitoramento Queen University of Illinois Urbana-ChampaignNúmero do pedido de patente: 20190350175
SucroseSigma-Aldritch, St. Louis, MOS8501
Tampas de Microplacas UniversaisThermoFisher Scientific, Waltham, MA5500

Referências

  1. Hedlund, J., Longo, S. B., York, R. Agriculture, pesticide use, and economic development: A global examination (1990-2014). Rural Sociology. 85 (2), 519-544 (2020).
  2. Calderone, N. W. Insect pollinated crops, insect pollinators and US agriculture: Trend analysis of aggregate data for the period 1992-2009. PLOS ONE. 7 (5), 37235(2012).
  3. Johnson, R. M., Ellis, M. D., Mullin, C. A., Frazier, M. Pesticides and honey bee toxicity - USA. Apidologie. 41 (3), 312-331 (2010).
  4. Walsh, E. M., Sweet, S., Knap, A., Ing, N., Rangel, J. Queen honey bee (Apis mellifera) pheromone and reproductive behavior are affected by pesticide exposure during development. Behavioral Ecology and Sociobiology. 74 (3), 33(2020).
  5. Zhu, W., Schmehl, D. R., Mullin, C. A., Frazier, J. L. Four Common Pesticides, Their Mixtures and a Formulation Solvent in the Hive Environment Have High Oral Toxicity to Honey Bee Larvae. PLoS ONE. 9 (1), 77547(2014).
  6. Fisher, A., Rangel, J. Exposure to pesticides during development negatively affects honey bee (Apis mellifera) drone sperm viability. PLoS ONE. 13 (12), 0208630(2018).
  7. EPA. How we assess risks to pollinators. US EPA. , Available from: https://www.epa.gov/pollinator-protection/how-we-assess-risk-polliators (2013).
  8. Snodgrass, R. E. Anatomy of the honey bee. , Cornell University Press. (1956).
  9. Allen, M. D. The honeybee queen and her attendants. Animal Behaviour. 8 (3), 201-208 (1960).
  10. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The superorganism: The beauty, elegance, and strangeness of insect societies. , W. W. Norton & Company. (2009).
  11. Berenbaum, M. R., Liao, L. -H. Honey bees and environmental stress: Toxicologic pathology of a superorganism. Toxicologic Pathology. 47 (8), 1076-1081 (2019).
  12. Yu, S. J. The toxicology and biochemistry of insecticides. , CRC Press. (2014).
  13. Ciarlo, T. J., Mullin, C. A., Frazier, J. L., Schmehl, D. R. Learning impairment in honey bees caused by agricultural spray adjuvants. PloS One. 7 (7), 40848(2012).
  14. Fourrier, J., et al. Larval exposure to the juvenile hormone analog pyriproxyfen disrupts acceptance of and social behavior performance in adult honeybees. PLoS ONE. 10 (7), (2015).
  15. Morfin, N., Goodwin, P. H., Correa-Benitez, A., Guzman-Novoa, E. Sublethal exposure to clothianidin during the larval stage causes long-term impairment of hygienic and foraging behaviours of honey bees. Apidologie. 50 (5), 595-605 (2019).
  16. Colin, T., Meikle, W. G., Wu, X., Barron, A. B. Traces of a neonicotinoid induce precocious foraging and reduce foraging performance in honey bees. Environmental Science & Technology. 53 (14), 8252-8261 (2019).
  17. Liao, L. H., Wu, W. Y., Berenbaum, M. R. Behavioral responses of honey bees (Apis mellifera) to natural and synthetic xenobiotics in food. Scientific Reports. 7 (1), 1-8 (2017).
  18. Kessler, S. C., et al. Bees prefer foods containing neonicotinoid pesticides. Nature. 521 (7550), 74-76 (2015).
  19. Metcalf, R. L., Luckmann, W. H. Introduction to Insect Pest Management. , John Wiley & Sons. (1994).
  20. Duncan, J. Post-treatment effects of sublethal doses of dieldrin on the mosquito Aedes aegypti L. Annals of Applied Biology. 52 (1), 1-6 (1963).
  21. Haynes, K. F. Sublethal effects of neurotoxic insecticides on insect behavior. Annual Review of Entomology. 33 (1), 149-168 (1988).
  22. James, D. G., Price, T. S. Fecundity in twospotted spider mite (Acari: Tetranychidae) is increased by direct and systemic exposure to imidacloprid. Journal of Economic Entomology. 95 (4), 729-732 (2002).
  23. Hodjat, S. H. Effects of sublethal doses of insecticides and of diet and crowding on Dysdercus fasciatus Sign. (Hem., Pyrrhocoridae). Bulletin of Entomological Research. 60 (3), 367-378 (1971).
  24. Feng, W. B., Bong, L. J., Dai, S. M., Neoh, K. B. Effect of imidacloprid exposure on life history traits in the agricultural generalist predator Paederus beetle: Lack of fitness cost but strong hormetic effect and skewed sex ratio. Ecotoxicology and Environmental Safety. 174, 390-400 (2019).
  25. Milchreit, K., Ruhnke, H., Wegener, J., Bienefeld, K. Effects of an insect growth regulator and a solvent on honeybee (Apis mellifera L.) brood development and queen viability. Ecotoxicology. 25 (3), 530-537 (2016).
  26. Haarmann, T., Spivak, M., Weaver, D., Weaver, B., Glenn, T. Effects of fluvalinate and coumaphos on queen honey bees (Hymenoptera: Apidae) in two commercial queen rearing operations. Journal of Economic Entomology. 95 (1), 28-35 (2002).
  27. Pettis, J. S., Collins, A. M., Wilbanks, R., Feldlaufer, M. F. Effects of coumaphos on queen rearing in the honey bee, Apis mellifera. Apidologie. 35 (6), 605-610 (2004).
  28. Thompson, H. M., Wilkins, S., Battersby, A. H., Waite, R. J., Wilkinson, D. The effects of four insect growth-regulating (IGR) insecticides on honeybee (Apis mellifera L.) colony development, queen rearing and drone sperm production. Ecotoxicology. 14 (7), 757-769 (2005).
  29. Wu-Smart, J., Spivak, M. Sub-lethal effects of dietary neonicotinoid insecticide exposure on honey bee queen fecundity and colony development. Scientific Reports. 6 (1), 1-11 (2016).
  30. Chen, Y. W., Wu, P. S., Yang, E. C., Nai, Y. S., Huang, Z. Y. The impact of pyriproxyfen on the development of honey bee (Apis mellifera L.) colony in field. Journal of Asia-Pacific Entomology. 19 (3), 589-594 (2016).
  31. Fine, J. D., Mullin, C. A., Frazier, M. T., Reynolds, R. D. Field residues and effects of the insect growth regulator novaluron and its major co-formulant n-methyl-2-pyrrolidone on honey bee reproduction and development. Journal of Economic Entomology. 110 (5), 1993-2001 (2017).
  32. Fine, J. D., et al. Quantifying the effects of pollen nutrition on honey bee queen egg laying with a new laboratory system. PLoS ONE. 13 (9), 0203444(2018).
  33. Fine, J. D. Evaluation and comparison of the effects of three insect growth regulators on honey bee queen oviposition and egg eclosion. Ecotoxicology and Environmental Safety. 205, 111142(2020).
  34. The Colony and Its Organization. MAAREC - Mid Atlantic Apiculture Research & Extension Consortium. , Available from: https://agdev.anr.udel.edu/maarec/honey-bee-biology/the-colony-and-its-organization/ (2020).
  35. Winston, M. L. The biology of the honey bee. , Harvard University Press. (1991).
  36. Mullins, J. W. Pest control with enhanced environmental safety. Imidacloprid. 524, 183-198 (1993).
  37. Sur, R., Stork, A. Uptake, translocation and metabolism of imidacloprid in plants. Bulletin of Insectology. 56 (1), 35-40 (2003).
  38. Dively, G. P., Kamel, A. Insecticide residues in pollen and nectar of a cucurbit crop and their potential exposure to pollinators. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 60 (18), 4449-4456 (2012).
  39. Goulson, D. Review: An overview of the environmental risks posed by neonicotinoid insecticides. Journal of Applied Ecology. , 977-987 (2014).
  40. Krischik, V., Rogers, M., Gupta, G., Varshney, A. Soil-applied imidacloprid translocates to ornamental flowers and reduces survival of adult Coleomegilla maculata, Harmonia axyridis, and Hippodamia convergens lady beetles, and larval Danaus plexippus and Vanessa cardui butterflies. PLoS ONE. 10 (3), (2015).
  41. Prisco, G. D., et al. Neonicotinoid clothianidin adversely affects insect immunity and promotes replication of a viral pathogen in honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (46), 18466-18471 (2013).
  42. Dively, G. P., Embrey, M. S., Kamel, A., Hawthorne, D. J., Pettis, J. S. Assessment of chronic sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony health. PLoS ONE. 10 (3), 01118748(2015).
  43. Sandrock, C., Tanadini, M., Tanadini, L. G., Fauser-Misslin, A., Potts, S. G., Neumann, P. Impact of chronic neonicotinoid exposure on honeybee colony performance and queen supersedure. PLoS ONE. 9 (8), 103592(2014).
  44. Brodschneider, R., Riessberger-Gallé, U., Crailsheim, K. Flight performance of artificially reared honeybees (Apis mellifera). Apidologie. 40 (4), 441-449 (2009).
  45. Harrison, J. M. Caste-specific changes in honeybee flight capacity. Physiological Zoology. 59 (2), 175-187 (1986).
  46. Mackensen, O. Effect of carbon dioxide on initial oviposition of artificially inseminated and virgin queen bees. Journal of Economic Entomology. 40 (3), 344-349 (1947).
  47. OECD. OECD Test No. 245: Honey bee (Apis Mellifera L.), chronic oral toxicity test (10-Day Feeding), OECD guidelines for the testing of chemicals, section 2. , OECD Publishing. Paris. (2017).
  48. ECOTOX Home. , Available from: https://cfpub.epa.gov/ecotox/ (2020).
  49. Collins, A. M. Variation in time of egg hatch by the honey bee, Apis mellifera (Hymenoptera: Apidae). Annals of the Entomological Society of America. 97 (1), 140-146 (2004).
  50. Santomauro, G., Engels, W. Sexing of newly hatched live larvae of the honey bee, Apis mellifera, allows the recognition of diploid drones. Apidologie. 33 (3), 283-288 (2002).
  51. Tang, W., Hu, Z., Muallem, H., Gulley, M. L. Quality assurance of RNA expression profiling in clinical laboratories. The Journal of Molecular Diagnostics JMD. 14 (1), 1-11 (2012).
  52. Henry, M., et al. Reconciling laboratory and field assessments of neonicotinoid toxicity to honeybees. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 282 (1819), (2015).
  53. Singaravelan, N., Nee'man, G., Inbar, M., Izhaki, I. Feeding responses of free-flying honeybees to secondary compounds mimicking floral nectars. Journal of Chemical Ecology. 31 (12), 2791-2804 (2005).
  54. Brown, L. A., Ihara, M., Buckingham, S. D., Matsuda, K., Sattelle, D. B. Neonicotinoid insecticides display partial and super agonist actions on native insect nicotinic acetylcholine receptors. Journal of Neurochemistry. 99 (2), 608-615 (2006).
  55. Dupuis, J. P., Gauthier, M., Raymond-Delpech, V. Expression patterns of nicotinic subunits α2, α7, α8, and β1 affect the kinetics and pharmacology of ACh-induced currents in adult bee olfactory neuropiles. Journal of Neurophysiology. 106 (4), 1604-1613 (2011).
  56. Crailsheim, K., et al. Pollen consumption and utilization in worker honeybees (Apis mellifera carnica): Dependence on individual age and function. Journal of Insect Physiology. 38 (6), 409-419 (1992).
  57. The Merck Index Online - chemicals, drugs and biologicals. , Available from: https://www.rsc.org/merck-index (2020).
  58. Trostanetsky, A., Kostyukovsky, M. Note: Transovarial activity of the chitin synthesis inhibitor novaluron on egg hatch and subsequent development of larvae of Tribolium castaneum. Phytoparasitica. 36 (1), 38-41 (2008).
  59. Medina, P., Smagghe, G., Budia, F., del Estal, P., Tirry, L., Viñuela, E. Significance of penetration, excretion, and transovarial uptake to toxicity of three insect growth regulators in predatory lacewing adults. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 51 (2), 91-101 (2002).
  60. Kim, S. H. S., Wise, J. C., Gökçe, A., Whalon, M. E. Novaluron causes reduced egg hatch after treating adult codling moths, Cydia pomenella: Support for transovarial transfer. Journal of Insect Science. 11, (2011).
  61. Joseph, S. V. Transovarial effects of insect growth regulators on Stephanitis pyrioides (Hemiptera: Tingidae). Pest Management Science. 75 (8), 2182-2187 (2019).
  62. Tasei, J. N. Effects of insect growth regulators on honey bees and non-Apis bees. A review. Apidologie. 32 (6), 527-545 (2001).
  63. Haydak, M. H. Honey Bee Nutrition. Annual Review of Entomology. 15 (1), 143-156 (1970).
  64. Böhme, F., Bischoff, G., Zebitz, C. P. W., Rosenkranz, P., Wallner, K. From field to food-will pesticide-contaminated pollen diet lead to a contamination of royal jelly. Apidologie. 49 (1), 112-119 (2018).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Exposição a AgroquímicosGaiola de Monitoramento da RainhaRastreamento da Produção de OvosTratamento com ImidaclopridoOperárias Atendentes da RainhaSuplemento de PólenSolução de SacaroseAnálise de Expressão GênicaAvaliação de Risco
Avaliando o risco agroquímico para rainhas de abelhas de mel acasaladas
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.