Minimizando o sangramento da veia do portal pós-infusão durante o transplante de ilhotas intrahápticas em camundongos

Resumo

Aqui apresentamos procedimentos cirúrgicos refinados na realização com sucesso do transplante de ilhotas intraportais, um procedimento cirúrgico clinicamente relevante, mas tecnicamente desafiador, em camundongos.

Resumo

Embora o fígado seja atualmente aceito como o principal local de transplante de ilhotas humanas em ambientes clínicos, as ilhotas são transplantadas sob a cápsula renal na maioria dos estudos de transplante de ilhotas pré-clínicas de roedores. Este modelo é comumente usado porque o transplante de ilhotas intrahpáticas de murina é tecnicamente desafiador, e uma alta porcentagem de camundongos pode morrer de complicações cirúrgicas, especialmente sangrando do local de injeção pós-transplante. Neste estudo, são demonstrados dois procedimentos que podem minimizar a incidência de sangramento venoso do portal pós-infusão. O primeiro método aplica uma esponja de gelatina hemostática absorvível no local da injeção, e o segundo método envolve penetrar a agulha de injeção de ilhotas através do tecido adiposo primeiro e depois na veia portal usando o tecido adiposo como uma barreira física para parar o sangramento. Ambos os métodos poderiam efetivamente prevenir a morte do rato induzido pelo sangramento. Toda a seção hepática que mostra distribuição de ilhotas e evidências de trombose de ilhotas pós-transplante, característica típica do transplante de ilhotas intrahpáticas, foram apresentadas. Esses protocolos aprimorados refinam os procedimentos de transplante de ilhotas intrahpáticas e podem ajudar os laboratórios a configurar o procedimento para estudar a sobrevida de ilhotas e funcionar em ambientes pré-clínicos.

Introdução

O transplante de ilhotas intraportais (IIT) através da veia portal é o método mais utilizado para transplante de ilhotas humanas em ambientes clínicos. O modelo de IIT do camundongo oferece uma grande oportunidade de estudar transplante de ilhotas e testar abordagens intervencionistas promissoras que podem aumentar a eficácia do transplante de ilhotas1. O IIT foi descrito pela primeira vez na década de 1970 e usado por vários grupos1,2,3,4,5. Recuperou popularidade após o avanço no t....

Protocolo

Todos os procedimentos foram conduzidos com a aprovação dos Comitês Institucionais de Cuidados e Uso de Animais na Universidade Médica da Carolina do Sul e do Ralph H Johnson Medical Center em Charleston.

1. Indução de diabetes usando estreptozotocina (STZ)

1. Preparação de ratos receptores:
   1. Pesar todos os ratos individualmente.
   2. Verifique os níveis de glicose no sangue de uma amostra de sangue da veia da cauda usando um glucometer.
2. Determinação da dose STZ para três cenários diferentes:
   1. Para camundongos com doença hepática gordurosa, injete uma dose de STZ [40 mg/kg/dia, injeção intra....

Resultados

Realizamos transplantes de ilhotas sinténicas e xenogênicas através da veia portal. A função do enxerto de ilhota foi observada de forma dependente de dose em ambos os modelos de transplante de ilhotas. No modelo de transplante de ilhotas sinténicas usando camundongos C57BL/6, o transplante de 250 ilhotas levou à normolicemia transitória antes que os camundongos retornassem à hiperglicemia. Camundongos que receberam 500 ilhotas alcançaram e mantiveram a normolicemia além de 30 dias após o transplante (

Discussão

Neste estudo, dois procedimentos aprimorados que podem prevenir sangramento e reduzir a mortalidade do rato durante o IIT do camundongo foram demonstrados. Este estudo permite que os pesquisadores visualizem o modelo de transplante de ilhotas que é único no estudo da resposta inflamatória mediada pelo sangue instantâneo após o transplante. O modelo IIT é um modelo distinto para estudar a sobrevivência das células ilhotas e lesões isquêmicas hepáticas em resposta ao transplante de ^ilhotas19. Aqui, .......

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
10% Formalina tamponada neutra v/v	Fisher Scientific	23426796
Seringa de 1 mL com agulha	AHS	AH01T
Seringa de 20 mL	BD	301031
25G x 5/8" agulhas hipodérmicas	BD	305122
Almofadas de preparação de álcool, estéreis	Fisher Scientific	22-363-750
Anestesia Animal sistema	VetEquip, Inc.
Cloridrato de buprenorfina, injeção	Par Sterile Products, LLC	NDC 42023-179-05
Tubos de centrífuga, 15 mL	Fisher Scientific	0553859A
CMRL-1066	Corning	15110CV
DMEM	Corning	10013CV
Etanol, absoluto (200 provas), grau de biologia molecular	Fisher Scientific
Tesoura de dissecação micro extra fina 4" reta e afiada	Roboz Surgical Instrument Co.	RS-5882
Soro fetal bovino (FBS)	Corning	35011CV
FreeStyle  Medidor de glicose	Abbott	Lite
FreeStyle tiras de teste de glicose no sangue	Abbott	Lite
Gelfoam (esponja de gelatina absorvível, USP)	Pharmacia & Pinça Graefe da Upjohn Company	34201
4" ponta extra delicada	Roboz Surgical Instrument Co.	RS-5136
Almofada aquecida	Amazon	B07HMKMBKM
Suporte de agulha Hegar-Baumgartner 5,25"	Roboz Instrumento Cirúrgico Co.	Seringa de insulina RS-7850
com agulha de calibre 27	BD	879588
Almofadas de preparação de iodo	Fisher Scientific	19-027048
Isoflurano	Piramal Critical Care	NDC 66794-017-25
Penicilina/estreptomicina (P/S)	HyClone	SV30010
Sutura de Polipropileno 4-0	Med-Vet International	MV-8683
Sutura de polipropileno 5-0	Med-Vet International	MV-8661
Cloreto de sódio, solução intravenosa a 0,9%	VWR	2B1322Q
Estreptozocina (STZ)	Sigma	S0130
Campo cirúrgico, estéril	Med-Vet International	DR1826
de tecido	Fisher Scientific	22-272416

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