Artigo de método

Gravações de loop de volume de pressão biventricular fechadas com cateteres de admissão em um modelo suíno

DOI:

10.3791/62661

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18 de maio de 2021

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1Department of Cardiology Research, Aarhus University Hospital, 2Department of Clinical Medicine, Aarhus University

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aqui apresentamos uma abordagem tórax fechada para gravações de loop bi-ventricular de volume de pressão em suínos com disfunção ventricular direita aguda.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A gravação do loop de volume de pressão (PV) permite a investigação de última geração de variáveis independentes de carga de desempenho ventricular. A avaliação uni-ventricular é frequentemente realizada em pesquisas pré-clínicas. No entanto, os ventrículos direito e esquerdo exercem interdependência funcional devido às suas conexões paralelas e seriais, incentivando a avaliação simultânea de ambos os ventrículos. Além disso, várias intervenções farmacológicas podem afetar os ventrículos e suas pré-cargas e cargas posteriores de forma diferente.

Descrevemos nossa abordagem de peito fechado para gravações de loop PV bi-ventricular baseadas em admissão em um modelo suíno de sobrecarga ventricular direita aguda (RV). Utilizamos técnicas minimamente invasivas com todos os acessos vasculares guiados pelo ultrassom. Os cateteres fotovoltaicos são posicionados, sob orientação fluoroscópica, para evitar a toracotomia em animais, pois a abordagem torácica fechada mantém a fisiologia cardiopulmonar relevante. A tecnologia de admissão fornece gravações em loop PV em tempo real sem a necessidade de processamento pós-hoc. Além disso, explicamos algumas etapas essenciais de solução de problemas durante os pontos de tempo críticos do procedimento apresentado.

O protocolo apresentado é uma abordagem reprodutível e fisiologicamente relevante para obter uma gravação de loop fotovoltaico bi-ventricular em um grande modelo animal. Isso pode ser aplicado a uma grande variedade de pesquisas animais cardiovasculares.

Introdução

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Os loops de volume de pressão (PV) contêm um grande número de informações hemodinâmicas, incluindo pressões e volumes de end-sistólicas e diastólicas finais, fração de ejeção, volume de traçado e trabalho de traçado1. Além disso, a redução transitória da pré-carga cria uma família de loops dos quais variáveis independentes de carga podem ser derivadas2,3. Esta avaliação independente de carga da função ventricular faz com que gravações de loop PV de última geração na avaliação hemodinâmica. A gravação de loop pv pode ser realizada em humanos, mas é usada principalmente e recomendada em pesquisas pré-clínicas4,5,6.

Os laços de volume de pressão podem ser obtidos tanto do ventrículo direito (RV) quanto do ventrículo esquerdo (LV). A maioria das hipóteses de pesquisa está focada em um único ventrículo, resultando em apenas loops PV univentriculares sendo registrados7,8,9,10. No entanto, os ventrículos direito e esquerdo exercem interdependência sistólica e diastólica devido às suas conexões seriais e paralelas dentro do pericárdio apertado11. Alterações na saída ou no tamanho de um ventrículo afetarão o tamanho, as condições de carregamento ou a perfusão do outro ventrículo. Assim, as gravações bi-ventriculares de loop PV fornecem uma avaliação mais abrangente do desempenho cardíaco total. As intervenções farmacológicas também podem afetar os dois ventrículos e suas condições de carga de forma diferente, enfatizando ainda mais a importância da avaliação bi-ventricular.

Cateteres fotovoltaicos podem ser avançados em ventrículo por várias abordagens, incluindo abordagem de peito aberto com acesso do ápice do coração ou através do trato de saída do RV7,10,12,13,14. No entanto, a abertura do tórax afetará as condições fisiológicas e poderá introduzir viés.

Com base em nossa experiência de estudos anteriores15,16,17,18, pretendemos apresentar nossa abordagem torácica fechada para gravações bi-ventriculares de loop PV em um grande modelo animal de falha aguda de RV com influência mínima na fisiologia cardiopulmonar (Figura 1).

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Protocolo

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Este protocolo foi desenvolvido e utilizado para estudos realizados em conformidade com as diretrizes dinamarquesas e institucionais sobre bem-estar animal e ética. A Inspetoria Dinamarquesa de Pesquisa Animal aprovou o estudo (licença nº 2016-15-0201-00840). Um porco dinamarquês e fêmea (cruzamento de Landrace, Yorkshire e Duroc) de aproximadamente 60 kg foi usado.

1. Anestesia e ventilação

  1. Pré-anestesiar o porco acordado com zoletil misturar 1 mL/kg (ver Tabela de Materiais) como uma injeção intramuscular para reduzir o estresse, a dor e a ansiedade do animal durante o transporte.
  2. Transporte o animal de instalações agrícolas para instalações de pesquisa.
  3. Estabeleça acesso intravenoso em uma veia de ouvido.
    1. Para isso, levemente torniquete a orelha para causar estase sanguínea venosa. Desinfete a pele sobre uma veia visível e reta com etanol.
    2. Perfure a veia com um cateter venoso de 20 G e solte o torniquete. Certifique-se de fixar o acesso com fita adesiva para evitar deslocamentos.
    3. Lave com soro fisiológico isotônico para garantir o posicionamento adequado do cateter venoso. Observe para uma leve descoloração da veia à medida que o soro fisiológico passa.
      NOTA: Se uma protuberância subcutânea aparecer, o cateter venoso estará em uma posição subcutânea e deve ser removido. Considere estabelecer o segundo acesso intravenoso como backup.
  4. Mova o animal para uma mesa de operação. Coloque-o em uma posição supina.
  5. Entubar o porco por laringoscopia direta com um tubo tamanho 7. Fixar o tubo no focinho/cabeça do animal para evitar qualquer extubação acidental. Certifique-se de um posicionamento correto do tubo procurando movimentos torácicos iguais na ventilação, estetopia e/ou dióxido de carbono expiratório suficiente.
  6. Conecte o tubo a um ventilador mecânico pré-testado e inicie a ventilação. Use a ventilação controlada por pressão e com volume fechado com um volume de maré de 8 mL/kg e ventilação de baixo fluxo. A fração de oxigênio inspirado (FiO2) pode ser de 0,21 para normoxia ou superior. Ajuste a taxa respiratória para atingir o dióxido de carbono de 5 kPa.
  7. Inicie a anestesia intravenosa total por propofol 3 mg/kg/h e fentanil 6,25 g/kg/h. Assegurar anestesia suficiente pela falta de reflexos da córnea e resposta a um estímulo doloroso. Aumente a infusão, se necessário.
    NOTA: Não deixe o animal sozinho em nenhum momento até que tenha recuperado consciência suficiente para manter a recumbência severa (protocolo de sobrevivência) ou tenha sido eutanizado.
  8. Monitore o animal com um eletrocardiograma de 3 chumbo e oximetria de pulso.
  9. Meça a temperatura do corpo. Se necessário, aqueça o animal visando uma temperatura suína normal de 38-39 °C.
    NOTA: Hipotermia pode aumentar o risco de arritmogênese desencadeada por instrumentação19.
  10. Insira o cateter da bexiga (tamanho 14) pelo acesso transvaginal e conecte-se a um saco de amostragem de urina.
  11. Dependendo do protocolo de pesquisa e da hipótese científica a ser investigada, considere administrar heparina por via intravenosa (5000 IE repetida a cada 4-6 h, se necessário) e/ou amiodaron (infusão de 300 mgs acima de 20 min).
    NOTA: A heparinização pode ser realizada após a realização de acessos intravasculares. Essas drogas podem facilitar a instrumentação, mas podem influenciar os resultados. Alternativamente, a infusão salina lenta em bainhas intravenosas pode prevenir trombose intra-luminal.
  12. Use pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento.

2. Acessos intravasculares

NOTA: Os acessos intravasculares devem ser estabelecidos na veia jugular externa direita, na veia jugular externa esquerda, na artéria carótida esquerda, na artéria femoral esquerda e na veia femoral direita. No suíno, a veia jugular externa é muito maior do que a veia jugular interna e, portanto, mais fácil de acessar. Todos os materiais necessários para esta seção são mostrados na Figura 2A.

  1. Raspe o animal nos locais de punção para acessos intravasculares.
  2. Desinfete a pele com clorexidina (ou iodo povidone) e limpe usando álcool isopropílico. Repita para mais 2 ciclos.
  3. Coloque uma cortina estéril na área desinfetada com um orifício localizado centralmente na tampa.
  4. Use um dispositivo de ultrassom com uma sonda linear. Cubra a sonda com uma tampa estéril e use gel estéril para exame vascular.
  5. Use um cateter venoso estéril de 17 G para perfurar a pele e guiar a agulha para o posicionamento intravascular por ultrassom (Figura 2B,C).
  6. Substitua a agulha por um fio-guia usando a técnica Seldinger. Remova o cateter venoso deixando apenas o fio-guia no lúmen intravascular. Em seguida, faça uma pequena incisão cutânea (~5 mm) aderente ao fio-guia para facilitar a inserção da bainha.
  7. Coloque uma baia de 8 franceses (F) sobre o fio-guia e no recipiente de escolha (a técnica Seldinger). Escolha uma bainha 8F na veia jugular externa direita (para o cateter cardíaco direito) e na artéria carótida esquerda (para cateter de laço LV PV). Lúmen suficiente é necessário para evitar danificar os cateteres.
  8. Coloque uma bainha de 7F na veia jugular externa esquerda. Posteriormente, ele será trocado por uma baá em baanha maior (ver passos 4.4-4.6).
  9. Coloque uma baia 7F na artéria femoral esquerda. O acesso é para medição invasiva da pressão arterial e amostragem de gás arterial.
  10. Coloque uma bainha de balão de 12F (ou 14F se disponível) na veia femoral direita para a inserção inferior do balão vena cava (IVC). Considere usar um dilatador em uma abordagem de duas etapas para as baias maiores.
  11. Confirme e controle o posicionamento de todas as bainhas, retirando sangue (venoso ou arterial, respectivamente) e fácil descarga com soro fisiológico isotônico. As baias estão corretamente posicionadas dentro de um vaso sanguíneo se pode-se extrair sangue sem resistência.
  12. Fixar todas as baias com uma sutura de pele (tamanho 3.0) para evitar qualquer remoção acidental de uma baia. As suturas de pele serão removidas após a conclusão do protocolo, juntamente com a remoção de baias.
  13. Conecte o acesso arterial femoral ao transdutor de pressão e calibrar à pressão atmosférica. Certifique-se de que essa configuração gere a forma correta da curva de pressão arterial.
  14. Retire uma amostra arterial de sangue de uma baia arterial e analise-a em um dispositivo amostrador de sangue arterial para avaliar pH, pressão parcial arterial de dióxido de carbono (PaCO2) e oxigênio (PaO2, dependendo do fiO2 escolhido), bem como hemoglobina, eletrólitos, glicemia e níveis de lactato.
    1. Corrija eletrólitos e glicemia, se necessário, aos valores padrão por infusão do produto necessário. Especialmente, considere a correção dos níveis de potássio, pois distúrbios de potássio podem aumentar o risco de arritmogênese desencadeado pela instrumentação.
  15. Se o porco estava em jejum antes do experimento, considere a infusão de bolus de soro fisiológico isotônico (10 mL/kg infundidos acima de 30-60 min) ou cristaloide semelhante para combater a hipovolemia.
  16. Considere uma infusão contínua de soro fisiológico isotônico de 4 mL/kg/h para neutralizar a transpiração durante todo o protocolo.
    NOTA: O experimento pode ser pausado nesta etapa.

3. Catherização cardíaca direita

  1. Lave um cateter Swan Ganz com soro fisiológico e certifique-se de que o balão está inflando corretamente.
  2. Ligue as portas do cateter Swan Ganz aos transdutores de pressão. Reinicie a pressão atmosférica segurando as duas portas de pressão (para pressão arterial pulmonar e venosa central, respectivamente) no nível médio axilar do porco.
  3. Insira o cateter Swan Ganz através da bainha 8F na veia jugular direita (passo 2.7).
    ATENÇÃO: Aventais de chumbo ou proteção similar devem ser usados sempre que usar fluoroscopia.
  4. Observe sobre fluoroscopia quando a parte distal do cateter Swan Ganz estiver fora da baia. Infle o balão com a seringa associada.
    NOTA: A inflação do balão Swan Ganz dentro da baia danificará o balão. A visão anterior-posterior da fluoroscopia é suficiente para todos os procedimentos descritos.
  5. Avance o cateter Swan Ganz lentamente seguindo seus movimentos na fluoroscopia. Avanços mais lentos permitirão que o fluxo sanguíneo guie o cateter.
  6. Observe alterações no sinal de pressão da porta distal ao entrar no trailer e logo após a artéria pulmonar (Figura 3). Certifique-se de que o cateter avance sem qualquer resistência.
    1. Certifique-se de que a pressão mude de 5-8 mmHg na circulação venosa central para 20-30 mmHg em sístole e 0-5 mmHg em diastole no RV. Após passar as válvulas pneumônicas, a pressão diastólica será de 10-15 mmHg (ver Figura 3 para mudanças nas formas do sinal de pressão).
      NOTA: Pressões sistólicas no trailer e na artéria pulmonar acima de 40 (ou uma pressão arterial pulmonar média acima de 25) podem ser um sinal de hipertensão pulmonar devido à infecção pneumônica no animal. Lembre-se que a ventilação mecânica de pressão positiva também pode aumentar a pressão arterial pulmonar.
  7. Esvazie o balão e certifique-se de que a porta de pressão distal ainda esteja na artéria pulmonar principal. Use fluoroscopia e sinal de pressão para esta verificação.

4. Inserção do cateter de volume de pressão ventricular direita (Figura 4)

  1. Leia e siga as instruções do fabricante. Deixe o cateter FOTOvoltaico de molho em soro fisiológico por pelo menos 30 minutos.
  2. Abra o software de aquisição de dados (ver Tabela de Materiais) com uma configuração de 8 canais (pressão, volume, fase e magnitude de ambos os ventrículos). Clique em Iniciar para garantir que o sinal de pressão seja gravado. Procure o ruído excessivo no sinal de pressão. Os valores serão próximos de 0 mmHg, pois o gravador de pressão ainda está fora do animal.
  3. Calibrar a pressão para o nível zero segurando a porta de pressão logo abaixo da superfície do soro fisiológico para evitar efeitos de pressão indesejados da coluna de água acima.
  4. Insira um longo fio-guia através da bainha 7F na veia jugular esquerda (passo 2.8). Guiado pela fluoroscopia, avance o fio-guia pelas veias centrais superiores, pelo átrio direito (RA) e pela veia cava inferior. Certifique-se de que o avanço é sem qualquer resistência. Eventos sistólicos prematuros são comuns à medida que o fio-guia passa pelo RA.
  5. Extrair a baia 7F deixando o fio-guia na circulação venosa. Comprimir o ponto de entrada para evitar sangramento. Usando a técnica Seldinger, troque a baia 7F pela baia 16F. Estenda a incisão da pele para a baanha maior, se necessário.
  6. Guiado pela fluoroscopia, avance a baia 16F sobre o fio-guia até que a ponta da baia (não o dilatador) tenha atingido o nível da veia cava superior (Figura 4B).
  7. Puxando cuidadosamente, extraia o dilatador e o fio-guia, mas tenha cuidado para não remover a baia. Lave a bainha com soro fisiológico isotônico para evitar coagulação de sangue intra-luminal.
  8. Insira o cateter FOTOvoltaico na baia 16F.
  9. Use fluoroscopia para seguir o cateter PV enquanto passa pela baia até que a porta de pressão tenha deixado a baanha.
  10. Avance cuidadosamente a baia e o cateter PV coletivamente até que a baia esteja fora da fronteira pericárvia.
  11. Avance o cateter PV para o RA (Figura 4C).
  12. Use o comprimento da baia para ajudar a avançar o cateter PV do RA para o RV mais posicionado anteriormente; apontar a extremidade externa da baia 16F para baixo (posterior para o animal supino) e medialmente, que apontará a extremidade interna da baia anteriormente.
  13. Avance o cateter PV para dentro do trailer. Isso pode ser verificado pela mudança no sinal de pressão do cateter FOTOVOLCedor para uma forma ventricular clássica e pela resistência tátil à medida que o cateter PV encontra o ápice ventricular direito.
  14. Uma vez que o cateter PV esteja no trailer, retraia a baanha de 16F fora da cavidade torácica para evitar qualquer influência hemodinâmica ou elétrica do dispositivo localizado próximo ao coração (Figura 4D).
  15. Otimize o posicionamento do cateter FOTOVOLTAICO, baseado na fluoroscopia, o mais próximo possível do ápice do RV, mas não deixe tocar no endocárdio.
    NOTA: Utilize fluoroscopia para observar o excesso de contato mecânico entre cateter fotovoltaico e endocárdio, se houver. Isso é visto como um cateter PV dobrado (incluindo seu rabo de cavalo) e eventos sistólicos prematuros persistentes através do monitoramento eletrocardiográfico.
    1. Fixar o cateter FOTOvoltaico na extremidade externa da baia com fita adesão para garantir a estabilidade do posicionamento do cateter.
      NOTA: Ocasionalmente, um cateter flutuante pode causar batimentos extras. Se assim for, tente fixá-lo sem comprimir muito o endocárdio.
  16. Siga o protocolo do fabricante para escolher o número relevante dos segmentos de gravação e otimizar o posicionamento do cateter FOTOVOLTAICO no RV, com base nos sinais de fase e magnitude registrados.
    NOTA: Para suínos que pesam 60 kg, foram utilizados dois ou três segmentos para o RV e, na maioria das vezes, três segmentos para o LV. Menos segmentos serão necessários em animais menores e vice-versa. O posicionamento do cateter baseou-se na magnitude dos sinais inicialmente; a forma do laço de magnitude de pressão deve parecer com o loop de volume de pressão desejado. A amplitude de magnitude deve ser o mais alta possível (5-10 mS). O ângulo de fase deve estar dentro de 1-3 o com a maior amplitude possível (aproximadamente 1,5 o).

5. Inserção do cateter de volume de pressão ventricular esquerda (Figura 5)

  1. Leia e siga as instruções do fabricante. Deixe o cateter FOTOvoltaico de molho em soro fisiológico por pelo menos 30 minutos.
  2. Calibrar a pressão para zero -level (passo 4.3).
  3. Insira o cateter FOTOvoltaico na baia 8F na artéria carótida esquerda.
  4. Siga o cateter PV por fluoroscopia enquanto passa pela baia em direção às válvulas aórticas (Figura 5B). Uma resistência é sentida quando o cateter FOTOvoltaico é parado pelas válvulas aórticas. Na fluoroscopia, observa-se a dobra do cateter.
    NOTA: Ocasionalmente, o cateter PV se transforma na aorta descendente. Isso é reconhecido pela fluoroscopia, e um entalhe aórtico menos proeminente na curva de pressão do cateter PV.
  5. Retraia os cateteres fotovoltaicos aproximadamente 1 cm acima das válvulas aórticas.
  6. Sincronizar o próximo avanço rápido do cateter FOTO para uma fase sistólica do ciclo cardíaco. Isso acontecerá através das válvulas aórticas abertas. O sucesso pode ser verificado pela mudança no sinal de pressão do cateter PV para uma forma ventricular clássica.
  7. Se tentar avançar através das válvulas falhar, gire o cateter PV para melhor posicionamento no centro da aorta ascendente. Tente novamente, se necessário.
  8. Uma vez dentro da LV, otimize o posicionamento do cateter fotovoltaico esquerdo com base na fluoroscopia, o mais próximo possível do ápice de LV, mas não deixe tocar no endocárdio (Figura 5C). Veja o passo 4.15.
    NOTA: Ocasionalmente, um cateter flutuante pode causar contrações cardíacas prematuras. Se assim for, tente fixá-lo sem comprimir muito o endocárdio.
  9. Siga o protocolo do fabricante para escolher o número relevante dos segmentos de gravação e otimizar o posicionamento do cateter FOTOVOLT.

6. Inserção inferior do balão vena cava

  1. Encha a seringa para a inflação com soro fisiológico ou agente de contraste como preferido e certifique-se de que o balão pode ser inflado corretamente.
  2. Insira o fio-guia na bainha 12F na veia femoral direita.
  3. Avance o fio-guia para o IVC ao nível do diafragma.
  4. Insira o balão sobre o fio-guia e avance-o para o nível do diafragma na expiração final (Figura 5D).
  5. Retire o fio-guia e lave o lúmen com soro fisiológico para evitar a coagulação sanguínea.

7. Calibração do cateter de volume de pressão

  1. Leia e siga as instruções do fabricante.
  2. Certifique-se de ritmo sinusal estável no monitor eletrocardiográfico e variáveis cardiopulmonares estáveis por 5-10 min.
  3. Use o cateter Swan Ganz para medir a saída cardíaca (CO) por termodilução. Use uma média de três injeções de 10 mL de glicose isotônica de 5 °C com menor variação de 10%. Observe a frequência cardíaca do animal (HR) durante a medição do CO. Calcule o volume de traçado (SV) como SV = CO/HR (mL unitário). Co normal é de 4-6 L/min para um porco de 60 kg com um volume de curso de 80-110 mL.
  4. Digite o SV nas caixas PV tanto para o LV quanto para o RV.
  5. Verifique se os sinais de fase e magnitude ideais são recebidos de ambos os ventrículos. Notavelmente, as duas caixas PV devem gravar em frequências diferentes para evitar conversas eletrônicas.
  6. Em apneia transitória, calibrar ("digitalizar") os sinais FOTO.
  7. Se a calibração for satisfatória, certifique-se da forma adequada de ambos os laços FOTOVOLTAICOS ventriculares, bem como pressões e volumes realistas. Se não, refira a calibração.

8. Avaliação da linha de base

NOTA: O experimento pode ser pausado neste nível para a estabilização da hemodinâmica antes do início do protocolo de pesquisa.

  1. Quando os loops PV forem registrados, siga as instruções do fabricante. Pressione Start no software de aquisição de dados. Certifique-se de que os loops PV ainda estão em forma aceitável.
  2. Gravar loops PV acima de 30-60 s de ventilação contínua. Realizar a análise encontrando a média de, por exemplo, três ciclos respiratórios. Alternativamente, realize um respiro transitório para a expiração final no ventilador e analise esses laços a partir de apneia. Considere ter pressão final baixa/sem nível positivo (PEEP) e válvula mínima de limitação de pressão ajustável (APL).
    NOTA: A função ventricular, especialmente o RV, é afetada por alterações cíclicas de pressões intratorácicas durante a ventilação (ou respiração espontânea). É importante ressaltar no documento se foram registradas as alças fotovoltaicas durante a ventilação ou em apneia.
  3. Para variáveis PV independentes de carga, faça um respiro e espere algumas batidas cardíacas antes de inflar lentamente o balão IVC com o líquido escolhido (passo 6.1). O balão diminui progressivamente a pré-carga cardíaca.
  4. Observe como os loops RV PV se tornam progressivamente menores e para a esquerda deslocados.
    NOTA: A diminuição gradual da pré-carga rv reduzirá progressivamente o volume diastólico final do RV. Volumes mais baixos causarão pressões e saídas mais baixas (mecanismo starling). Para mais detalhes, consulte referências1,2,3.
  5. É importante ressaltar, mantenha o balão inflado mantendo a pressão sobre a seringa associada por tempo suficiente para a redução da pré-carga lv (conectada serialmente com o RV). Observe a diminuição progressiva da pressão e do volume de LV também. Consulte a seção Resultados representativos, por exemplo.
  6. Rapidamente, esvazie o balão e ligue a ventilação.
  7. Re-do 8.3-8.7 se a resposta não foi satisfatória, ou seja, sem complexos cardíacos prematuros, bradicardia sinusa ou função cardíaca igualmente afetada.
  8. Deixe o porco estabilizar por 2-5 min antes da próxima oclusão do IVC.
    NOTA: A hemodinâmica é afetada transitoriamente pela redução da respiração e da pré-carga, especialmente em modelos de comprometimento cardiovascular.
  9. Considere realizar três oclusões satisfatórias (ver 8,7) para aumentar a robustez das análises estatísticas.

9. Protocolo pós-postal

  1. Em estudos de sobrevivência, remova e limpe todos os equipamentos intravasculares (cateteres fotovoltaicos, balão IVC e cateter Swan Ganz).
    1. Corte as suturas de pele que mantiveram as baias no lugar. Remova cada baia por puxão manual. Comprimir em cada site de acesso venoso por alguns minutos para alcançar hemostasia.
    2. Para as artérias, remova a baia e comprim por mais tempo (5-10 min) para alcançar hemostasia. Alternativamente, considere usar um dispositivo de fechamento vascular.
    3. Feche as incisões da pele das baias com uma sutura adaptativa da pele (3.0, sutura absorvível) para evitar sangramento e infecção. Aplique 5 mL de bupivacaína (5 mg/mL) subcutâneamente em torno de cada incisão da pele para alívio da dor.
  2. Uma vez que todos os dispositivos tenham sido removidos e a hemostasia seja alcançada, pare a infusão de anestesia. Observe cuidadosamente o animal nesta fase.
  3. Mantenha o animal entubado (inicialmente com a braçadeira inflada) até que os reflexos da garganta estejam presentes e o animal esteja suficientemente acordado para extubação. Continue medindo os níveis de oxigênio através da oximetria de pulso antes e depois da extubação para garantir a ventilação adequada. Aplique oxigênio se necessário.
  4. Não devolva o animal à companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado.
  5. Para a cirurgia de sobrevivência, mantenha as condições estéreis adequadas. Veja as etapas 2.2-2.5. Observe as incisões e suturas da pele diariamente para sinais de infecção, incluindo a medição da temperatura do animal.
  6. Uma vez que o experimento termine, realize a eutanásia com uma dose letal de pentobarbital (15 mL, 400 mg/mL).

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

As instruções atuais descrevem uma abordagem para obter gravações pv baseadas em admissão tanto do trailer quanto da LV em um animal grande.

Para comparar nossas gravações fotovoltaicas simultâneas no RV e LV, realizamos uma regressão linear das medições de CO bi-ventricular do nosso maior estudo18 com o maior número de medições simultâneas de CO RV e CO LV (n=379 gravações de 12 animais). Verificou-se que a inclinação foi de 1,03 (IC95% 0,90-1,15) com uma interceptação...

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Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artigo descreve uma abordagem peito fechada minimamente invasiva para gravações bi-ventriculares de volume de pressão.

O avanço do cateter PV do RA para o RV é o passo mais crítico neste protocolo. A composição complexa do RV e a rigidez do cateter complicam a inserção no RV facilmente distendido e geometricamente desafiador. Essa dificuldade pode explicar por que a instrumentação do peito aberto é muitas vezes preferida. Durante os estudos piloto, inúmeros acessos e técnicas foram tentad...

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Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nenhum dos autores tem conflitos de interesse para declarar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho foi apoiado pela Fundação Laerdal para Medicina Aguda (3374), Holger e Ruth Hesse's Memorial Foundation, Søster e Verner Lippert's Foundation, Fundação Novo Nordisk (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) e Fundação Alfred Benzon.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Sonda de ultrassom
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Sonda de ultrassom
Campo de Abertura Adesiva (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (orifício: 6 x 8 cm)
Campo de Abertura Adesiva (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (orifício: 6 x 8 cm)
Corrimãos Alaris GP plusCareFusion9002TIG01-GBomba de infusão
Alaris GP Guardrails maisCareFusion9002TIG01-GBomba de infusão
Alaris Conjunto de infusãoBD Plastipak60593
Alaris Conjunto de infusãoBD Plastipak60593
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% clorexidina, desinfecção
da peleAlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% etanol, 0,5% clorexidina, desinfecção da pele
Guia de fio de suporte Amplatz Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiâmetro: 0,025 polegadas, comprimento: 260 cm
Guia de fio de suporte Amplatz Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiâmetro: 0,025 polegadas, comprimento: 260 cm
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD EmeraldBD307736seringa de 10 mL
BD EmeraldBD307736seringa de 10 mL
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, seringa de 50 mL
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, seringa de 50 mL
BD Seringa PlatipakBD30061320 mL
BD PlatipakBD300613seringa de 20 mL
BD Venflon ProTerapia de Infusão Becton Dickinson39320420G
BD Venflon ProTerapia de Infusão Becton Dickinson39320420G
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Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
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Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RB16 F bainha, 30 cm de comprimento
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Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
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D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandMonitor de medição de pressão
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DuraporeFita adesiva3M
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E-PRESTIN-00GE Healthcare Finland6152932Tubos de respirador
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Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
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Introdutor de Hemostasia de Cateterismo Rápido 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
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Favorita IITipo de Aesculap: GT104
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FentanilB. Braun7103650 mikrogram/mL
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Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
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LabChartADInstrumentsSoftware de aquisição de dados
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Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaringoscópio
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LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
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Gel lubrificante para os olhosDechra, Grã-Bretanha
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MBH quforaMBH-International A/S13853401Bolsa de urina
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NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Solução salina isotônica
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PICO50 Radiômetro de amostrador de sangue aterial956-5522 mL
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Portex Tubo traquealSmiths Medical100/150/075"Olho Murphy Oral/Nasal Limpo com Punho"
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PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Número de série: 3516-1841
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Conjunto de extensão de pressãoCODAN7,14,020Tubo para anestésicos, 150 cm de comprimento, diâmetro interno 0,9 mm
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PropolipídeoFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/mL
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PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Balão de veia cava inferior
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Radiofocus Introducer IIRadiofocus/TerumoRS+B80N10MQBainhas 6+7+8F
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bainhas Rompun VetBeyer86450917Xylazin, 20 mg/mL
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R& uuml; sch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Cateter de bexiga, tamanho 14
Rü sch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Cateter de bexiga, tamanho 14
S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Ventiladormecânico
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Safersonic Conti Plus & SafergelSECMA inovação médicaSAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Tampa do Transdutor Estéril Safersonic com Área Adesiva e Safergel)
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CateterScisense Transônico ScisenseFDH-5018B-E245BNúmero de série: 50-533. Cateter de pressão-volume
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Scisense Pressure-Volume Measurement SystemTransonic ScisenseADV500Modelo: FY097B. Caixa de pressão-volume
Scisense Sistema de Medição de Pressão-VolumeTransônico ScisenseADV500Modelo: FY097B. Caixa de pressão-volume
Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
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TruWave Conjunto de Monitoramento de PressãoEdwards LifesciencesT434303A210 cm
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Vivid iqGE Sistemas Médicos ChinaVivid iq
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Zoletil 50 Vet (tiletamina 125 mg e zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix para suínos: 1 frasco para injetáveis de Zoletil 50 Vet (matéria seca); adicionar 6,25 mL de xilozina (20 mg/mL), 1,25 mL de cetamina (100 mg/mL) e 2,5 mL de butorfanol (10 mg/mL). Dose para pré-anestesia: 10 mL/10 kg como injeção intramuscular
Zoletil 50 Vet (tiletamina 125 mg e zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix para suínos: 1 frasco para injetáveis de Zoletil 50 Vet (matéria seca); adicionar 6,25 mL de xilozina (20 mg/mL), 1,25 mL de cetamina (100 mg/mL) e 2,5 mL de butorfanol (10 mg/mL). Dose para pré-anestesia: 10 mL/10 kg como injeção intramuscular
Tipo

Referências

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