Um sistema de cultura de órgãos intestinais para analisar interações hospedeira-microbiota

Resumo

Este artigo apresenta um método único para analisar as interações hospedeiro-microbioma usando um novo sistema de cultura de órgãos intestinais para experimentos ex vivo.

Resumo

A estrutura do tecido intestinal facilita interações próximas e mutualísticas entre o hospedeiro e a microbiota intestinal. Essas conversas cruzadas são cruciais para a manutenção da homeostase local e sistêmica; alterações na composição da microbiota intestinal (disbiose) associam-se a uma ampla gama de doenças humanas. Os métodos de dissecar as interações hospedeira-microbiota englobam uma troca inerente entre a preservação da estrutura tecidual fisiológica (ao usar modelos animais in vivo) e o nível de controle sobre os fatores experimentais (como em sistemas simples de cultura celular in vitro). Para lidar com essa troca, Yissachar et al. desenvolveram recentemente um sistema de cultura de órgãos intestinais. O sistema preserva uma construção ingênua de tecido de cólon e mecanismos celulares e também permite um controle experimental rigoroso, facilitando experimentações que não podem ser prontamente realizadas in vivo. É ideal para dissecar respostas de curto prazo de vários componentes intestinais (como elementos epiteliais, imunológicos e neuronais) a perturbações luminais (incluindo micróbios anaeróbicos ou aeróbicos, amostras inteiras de microbiota de camundongos ou humanos, drogas e metabólitos). Aqui, apresentamos uma descrição detalhada de um protocolo otimizado para a cultura de órgãos de múltiplos fragmentos de intestino usando um dispositivo de cultura intestinal feito sob medida. As respostas do hospedeiro às perturbações luminais podem ser visualizadas pela coloração da imunofluorescência de seções de tecido ou fragmentos de tecido de montagem total, hibridização de fluorescência in-situ (FISH) ou imagens de lapso de tempo. Este sistema suporta uma ampla gama de leituras, incluindo sequenciamento de próxima geração, citometria de fluxo e vários ensaios celulares e bioquímicos. No geral, este sistema tridimensional de cultura de órgãos apoia a cultura de grandes tecidos intestinais intactos e possui amplas aplicações para análise de alta resolução e visualização de interações hospedeira-microbiota no ambiente intestinal local.

Introdução

O intestino é um órgão altamente complexo que contém uma ampla gama de tipos celulares (células epiteliais, células do sistema imunológico, neurônios e muito mais) organizado em uma estrutura particular que permite que as células interajam e se comuniquem entre si e com o conteúdo luminoso (microbiota, alimentos, etc.) ¹. Atualmente, a caixa de ferramentas de pesquisa disponível para análise de interações host-microbiota inclui culturas in vitro células e modelos in vivo animais². Os modelos in vivo animal fornecem uma construção fisiológica de tecido^3, mas com baixo controle experimental e capacidade limitada de manipular as condições do experimento. Sistemas de cultura in vitro, por outro lado, usam células primárias ou linhas celulares que podem ser complementadas com micróbios^4,oferecendo controle rigoroso sobre os parâmetros do experimento, mas não têm a complexidade celular e a arquitetura tecidual. Ensaios in vitro modernos permitem o uso avançado de amostras de tecido humano saudável e patológico, como organoides epiteliais derivados de fontes humanas ou camundongos^5,6, e amostras que imitam o microambiente mucosal⁷. Outro exemplo é o ensaio "intestino em um chip", que inclui a linha celular epitelial cólon humana (Caco2), matriz extracelular e canais microfluidos para imitar a condição fisiológica do intestino invariante⁸. No entanto, por mais avançados e inovadores que as amostras in vitro possam ser, elas não mantêm uma arquitetura de tecido normal ou uma composição celular ingênua.

Para lidar com isso, Yissachar et al. desenvolveram recentemente um sistema de cultura de órgãos ex vivo ⁹ (Figura 1) que mantém fragmentos intestinais intactos ex vivo,beneficiando-se das vantagens tanto dos modelos in vivo quanto in vitro. Este sistema de cultura de órgãos ex vivo gut é baseado em um dispositivo de cultura personalizado que suporta uma cultura multiplexada de seis tecidos de cólon, permitindo examinar entradas experimentais em condições comparáveis enquanto controla as entradas e saídas do sistema. Trabalhos recentes demonstraram que esse sistema é valioso para analisar respostas intestinais a bactérias intestinais individuais⁹, amostras inteiras de microbiota humana¹⁰ e metabólitos microbianos¹¹. Este sistema permite, pela primeira vez, o estudo dessas interações entre hospedeiros e microbiotas precoces com alto nível de controle sobre os componentes hospedeiros, microbianos e ambientais. Além disso, permite monitorar e manipular o sistema durante todo o experimento, em tempo real.

Figura 1: Esquemas do dispositivo de cultura intestinal. Todo um fragmento de tecido intestinal é anexado às portas de saída e entrada da câmara (superior), com bombas regulando o fluxo médio dentro do lúmen e na câmara média externa. Todo o dispositivo (inferior) contém 6 dessas câmaras. Este número foi modificado a partir de Yissachar et al. 2017. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Protocolo

Este protocolo segue as diretrizes de cuidado animal aprovadas pelo comitê de ética para o bem-estar animal.

1. Preparação do experimento

1. Fabricação do dispositivo de cultura de órgãos intestinais (3 dias)
   1. Usando uma impressora 3D, imprima os moldes de plástico reutilizáveis para o dispositivo de cultura de órgãos (o dispositivo tem 6 poços, com 24 pequenos e grandes furos, e para a tampa da tampa do dispositivo) (arquivos 3D conectados).
      NOTA: Estes moldes plásticos podem ser usados para fabricação de inúmeros dispositivos.
   2. Insira as agulhas de extremidade bruta (22 G & 18 G) na posição apropriada dentro do molde do dispositivo e lance aproximadamente 20 g de mistura de polidimimetilsiloxano (PDMS) (razão de peso de 1:10, base para catalisador) para um conjunto do dispositivo e da tampa.
   3. Coloque os moldes em uma câmara de vácuo por 30 minutos, para remover bolhas de ar da mistura PDMS.
   4. Incubar os moldes a 55 °C durante a noite, para completar a polimerização PDMS.
   5. Quando o PDMS estiver pronto, retire as agulhas do molde e solte cuidadosamente o dispositivo de cultura e a tampa dos moldes de plástico.
   6. Remova os resíduos PDMS do contorno do poço usando uma lâmina cirúrgica. Conecte o dispositivo PDMS e a tampa do dispositivo em um vidro de cobertura (micro lâminas de 75 mm x 50 mm) usando adesivo de silício não tóxico e deixe as peças para definir durante a noite (aplique a cola no lado liso do dispositivo).
   7. Insira doze agulhas de 22 G para o lúmen e doze agulhas de 18 G para o poço. Conserte todas as agulhas no lugar usando silicone e deixe-a definida durante a noite. Insira duas agulhas de 18 G na tampa para obter um fluxo de ar adequado dentro e fora do dispositivo de cultura do órgão intestinal.
   8. Verifique todas as agulhas quanto a vazamentos usando uma seringa cheia de água. Verifique se não há vazamento dos poços enchendo os poços com água.
   9. Coloque dois nós cirúrgicos em cada agulha de 22 G que serão conectados ao cólon. Coloque o dispositivo e a tampa em um saco de papel autoclave e esterilize em uma autoclave.
2. Meio de cultura (0,5 h)
   1. Em um capuz biológico, misturar o seguinte (em tubo de 50 mL): 37 mL do Meio Modificado de Dulbecco (IMDM) de Iscove, 10 mL de substituição de soro KSR, 1 mL de suplemento B27, 0,5 mL de suplemento N2, 0,5 mL de tampão HEPES de 1 M e 0,5 mL de aminoácidos não essenciais.
   2. Filtre e armazene o meio completo a 4 °C.
3. Tubulação e preparação de ferramentas cirúrgicas
   1. Corte o comprimento apropriado dos tubos para o lúmen de entrada, bem de entrada, lúmen de saída e saída bem (12 tubos curtos e 12 tubos longos). Conecte um adaptador apropriado a cada lado do tubo.
   2. Prepare as ferramentas cirúrgicas: tesoura reta, fórceps finos 4x e fórceps afiados de 2x.
   3. Coloque os tubos e as ferramentas cirúrgicas em um saco de papel autoclave e esterilize-os usando uma autoclave.
4. Prepare a entrada luminal (estimulação desejada - bactérias, fezes, drogas, etc.).
   1. Antes do experimento, determine a carga bacteriana da cultura bacteriana, por diluições seriais¹², e cultura sob condições aeróbicas e/ou anaeróbicas.
   2. Após calcular a carga bacteriana, diluir as culturas bacterianas em meio de cultura tecidual estéril para obter a concentração bacteriana necessária. Para amostras fecais, filtrar usando um coador de 100 μm.
      NOTA: Para estimulação não bacteriana (drogas, metabólitos, etc.), diluir a substância à concentração necessária utilizando o meio de cultura intestinal.

2. Preparação de configuração de experimento

1. Dentro da incubadora de cultura de órgãos, ligue a unidade de aquecimento e coloque-a a 37 °C.
2. Configure as bombas, bem como as seringas de entrada e saída.
3. Entrada média de cultura de tecido
   1. Em uma capa de fluxo biológica ou laminar, encha as seringas de poço de entrada com meio de cultura completa. O volume final depende da duração do experimento e da taxa de fluxo; geralmente 1 mL/h mais meio adicional para expurgo.
   2. Conecte os tubos às seringas usando o adaptador Luer-lock. Coloque as seringas enchidas nas bombas de seringa.
   3. Limpe as seringas de entrada. Certifique-se de que o meio do poço flua de todos os tubos para um copo de lixo.
4. Entrada luminal
   1. Encha as seringas de entrada luminal com tratamento de estimulação (bactérias, drogas, etc.). O volume depende da duração do experimento e da taxa de fluxo (geralmente 30 μL/h mais meio adicional para expurgo).
   2. Conecte os tubos às seringas usando o adaptador Luer-lock. Coloque as seringas enchidas nas bombas de seringa.
   3. Purgue as seringas de entrada. Certifique-se de que a estimulação flua de todos os tubos em um copo de lixo. Tenha cuidado para não contaminar as diferentes estimulações.
5. Saídas
   1. Coloque as seringas vazias nas bombas de seringa de saída (ajuste o modo de bomba para 'retirada').
6. Configuração do dispositivo
   1. Defina a taxa de fluxo do regulador que controla a mistura de gás (95% O₂ + 5% CO₂) para um fluxo suave e mínimo.
   2. Examine o dispositivo em um capô laminar.
   3. Lave as agulhas do dispositivo com IMDM estéril para lavar as agulhas.
   4. Adicione 500 μL de meio de cultura estéril em cada poço do dispositivo.
7. Preparação para dissecção tecidual
   1. Coloque as ferramentas cirúrgicas estéreis dentro do capô laminar.
   2. Encha uma seringa de 10 mL com IMDM estéril e conecte uma agulha estéril (autoclaved) de 22 G para descarga do cólon.

3. Culturas de órgãos

1. Sacrifício de camundongos e dissecção de tecido
   1. Em um bairro laminar, sacrifício ratos de 12 a 14 dias de idade por decapitação. Borrife os ratos com 70% de etanol e coloque os ratos em uma placa de plástico.
   2. Usando tesouras afiadas e fórceps, disseca o rato e retire o trato digestivo do estômago para o ânus cortando toda a gordura e tecidos conjuntivos. Corte o cólon e coloque-o em um prato novo.
      NOTA: Minimize o contato com o tecido do cólon. Não toque na parte do meio do tecido do cólon. Segure o tecido suavemente e apenas nas bordas do tecido.
2. Lavagem e lavagem de cólon
   1. Sob um microscópio de dissecção, lave suavemente o teor de cólon com IMDM estéril (no lado proximal) com a seringa preparada de 10 mL (passo 2.7.2). Depois de remover as fezes do tecido intestinal, coloque o cólon em uma nova placa de 6 poços preenchida com 0,5 mL de IMDM estéril.
3. Conectando o cólon ao dispositivo
   1. Pegue o tecido e conecte-o cuidadosamente à agulha de 22 G e faça uma gravata apertada com os dois fios. Neste ponto, é imprescindível manter a orientação correta do cólon para o fluxo de lúmen (proximal = entrada, distal = saída). Repita as etapas 3.2-3.3 para todos os 6 tecidos.
   2. Verifique se as travas luer da agulha de entrada estão vazias do meio. Se não, esvazie-os. Adicione estímulos à agulha de entrada Trava luer (para evitar a entrada de bolhas de ar no lúmen). Repita esta etapa para cada cólon com a estimulação apropriada.
   3. Verifique se todos os tecidos estão conectados e coloque a tampa na parte superior do dispositivo.
4. Conectando o dispositivo de cultura de órgãos às bombas
   1. Coloque o dispositivo na câmara pré-aquecida controlada pela temperatura (37 °C).
5. Conecte o fluxo de gás
   1. Conecte o adaptador de gás à tampa da tampa usando a agulha de entrada apropriada.
   2. Conecte os tubos de entrada e saída ao dispositivo.
      NOTA: Conecte o lado do cólon proximal às banheiras de entrada.
6. Purgue o lúmen com as entradas de estimulação.
   1. Flua suavemente a estimulação luminal através do intestino e verifique o fluxo médio nos tubos de saída.
   2. Lave o meio externo.
   3. Lave o meio externo 3 vezes (coloque as bombas a uma taxa de 600 μL/min tanto para entrada quanto para saída). Cada lavagem leva 1 min (começando esvaziando o poço).
7. Comece a experiência.
   1. Inicie as bombas nas seguintes taxas:
      Taxa de fluxo: lúmen: entrada- 30 μL/h, saída- 35 μL/h
      Meio externo: entrada- 1000 μL/h, saída- 950 μL/h
      NOTA: O tempo de experiência pode variar entre 30 min e 24 h.
8. Fim do experimento (até 24 h para culturas de órgãos de cólon)
   1. Desconecte todos os tubos do dispositivo.
   2. Desconecte os tecidos das agulhas e continue para as leituras desejadas.

Resultados

O sistema de cultura de órgãos intestinais mantém a viabilidade tecidual ex vivo. A avaliação da viabilidade tecidual foi feita durante todo o período cultural. Fragmentos de tecido de cólon foram incubados no sistema de cultura de órgãos intestinais e fixados após a cultura de 2/12/24 h. A integridade da camada da célula epitelial intestinal (IEC) foi validada pela coloração da imunofluorescência usando anticorpos E-cadherin e citokeratin-18. Da mesma forma, foram detectadas células de cálice cheias de muco no ...

Discussão

Este artigo descreve um protocolo otimizado para culturas de órgãos ex vivo gut que Yissachar et al. desenvolveram recentemente (dados publicados⁹ e inéditos). O sistema de cultura de órgãos intestinais suporta a cultura multiplexada de fragmentos intestinais intactos, mantendo o fluxo luminal. Fornece controle total sobre o ambiente intra e extra-luminal (incluindo dose de estimulação, tempo de exposição e taxa de fluxo) e preserva a estrutura ingênua do tecido intestinal e sua complexid...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Device
18 Gauge Blunt Needle	Mcmaster	75165a754
22 Gauge Blunt Needle	Mcmaster	75165a758
Adesivo Multiuso Selant 100% Silicone	DAP	688
Dessecador a Vácuo Cúbico VDC-21+ 2 Prateleiras		AAAD4021
Slide de Vidro 1 mm de espessura	Corning	2947-75X50
Mini Incubadora im-10		AAH24315K
MPC 301E Bomba		VI-412711
Plugues de Acoplamento de Tubo de Giro Rápido de Plástico	Mcmaster	51525k121
soquetes de acoplamento de tubo de giro rápido de plástico	Mcmaster	52525k211
Sylgard 184 Elastômero de Silicone	Dow		Polidimetilsiloxano, Tubulação PDMS
	Mcmaster	6516t11
Zortrax M200	Zortrax		Zortrax Z-SUITE, Autodesk Fusion 360
Zortrax M200 Materiais: z-ultrat	Zortrax
Medium
B27 Suplemento (50x), Sem Soro	Thermo Fisher Scientific
Buffer HEPES (1M)	Thermo Fisher Scientific	15630056
Meio Dulbecco's Modificado de Iscove com Vermelho de Fenol (1x)	Thermo Fisher Scientific	12440061
Knock-Out Serum	Thermo Fisher Scientific	10828028
N2 Suplemento (100x)	Thermo Fisher Scientific	A1370701
Não Aminoácido Essencial (100x)	Thermo Fisher Scientific	11140035
Ferramentas Cirúrgicas
Large Tesoura	Aseltech	11-00-10
Pinça Afiada	F.S.T	11297-10
Fio Cirúrgico Trançado de Seda	SMI	8010G
Tesoura Reta	F.S.T	14091-09
Fórceps Fina	F.S.T	11051-10
Sistema de Órgãos
0.1 µ m Gene	de Vida do
0.22 µ m Filter	Life Gene
5 mL Luer Lock Seringa	B-D	309649
Greenough Microscópio Estéreo	ZEISS	Stemi 305
Aquecedor de Ar de Precisão Recirculante "CUBE" CUBE-2-LIS
Bomba de Seringa	New Era Pump Systems Inc	NEP-NE-1600-EM

de Vácuo 17504044Filtro