Artigo de método

In vivo Quantificação da Artrokinematics de Quadril durante atividades dinâmicas de peso usando fluoroscopia dupla

3.1K vistas

⸱

DOI:

10.3791/62792

⸱

2 de julho de 2021

 ,  , 
1Department of Orthopaedics, University of Utah, 2Scientific Computing and Imaging Institute, University of Utah, 3Department of Mechanical Engineering, University of Vermont, 4Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 5Department of Physical Therapy, University of Utah

Neste artigo

Resumo

A fluoroscopia dupla captura com precisão o movimento dinâmico in vivo das articulações humanas, que podem ser visualizadas em relação à anatomia reconstruída (por exemplo, artrokinematics). Aqui é apresentado um protocolo detalhado para quantificar a artrokinemática do quadril durante atividades de suporte de peso da vida diária, incluindo a integração da fluoroscopia dupla com a captura tradicional de movimento de marcador de pele.

Resumo

Várias patologias do quadril foram atribuídas à morfologia anormal com uma suposição subjacente da biomecânica aberrante. No entanto, as relações estrutura-função no nível articular permanecem desafiadoras para quantificar devido às dificuldades em medir com precisão o movimento articular dinâmico. Os erros de artefato de tecido mole inerentes à captura óptica de movimento do marcador de pele são exacerbados pela profundidade da articulação do quadril dentro do corpo e pela grande massa de tecido mole ao redor da articulação. Assim, a relação complexa entre a forma óssea e a cinemática articular do quadril é mais difícil de estudar com precisão do que em outras articulações. Aqui, um protocolo que incorpora a arteografia computada (TC), reconstrução tridimensional (3D) de imagens volumétricas, fluoroscopia dupla e captura de movimento óptico para medir com precisão o movimento dinâmico da articulação do quadril é apresentado. São resumidos os estudos técnicos e clínicos que aplicaram fluoroscopia dupla para estudar as relações forma-função do quadril utilizando este protocolo, e as etapas específicas e considerações futuras para aquisição, processamento e análise de dados são descritas.

Introdução

O número de procedimentos totais de artroplastia do quadril (THA) realizados em adultos de 45 a 64 anos que sofrem de osteoartrite do quadril (OA) mais que dobrou entre 2000 e 20101. Com base nos aumentos dos procedimentos de THA de 2000 a 2014, um estudo recente previu que o número total de procedimentos anuais pode triplicar nos próximos vinte anos2. Esses grandes aumentos nos procedimentos de THA são alarmantes considerando que os custos atuais de tratamento excedem US$ 18 bilhões anualmente apenas nos Estados Unidos3.

Acredita-se que displasia do quadril (DDH) e síndrome de impingamento femoroacetabular (FAIS), que descrevem um quadril sub ou super-constrangido, respectivamente, sejam a etiologia primária do quadril OA4. A alta prevalência dessas deformidades estruturais do quadril em indivíduos submetidos à TA foi inicialmente descrita há mais de três décadas5. Ainda assim, a relação entre anatomia anormal do quadril e a osteoartrite não é bem compreendida. Um desafio para melhorar a compreensão do papel das deformidades no desenvolvimento do OA do quadril é que a morfologia anormal do quadril é muito comum entre adultos assintomáticos. Notavelmente, estudos observaram morfologia associada à FAIS tipo cam em aproximadamente 35% da população geral6, 83% dos atletas seniores7e mais de 95% dos atletas do sexo masculino colegiado8. Em outro estudo de atletas colegiadas do sexo feminino, 60% dos participantes tinham provas radiográficas da cam FAIS, e 30% tinham provas de DDH9.

Estudos que demonstram uma alta prevalência de deformidades entre indivíduos sem dor no quadril apontam para a possibilidade de que a morfologia comumente associada ao FAIS e ao DDH pode ser uma variante natural que só se torna sintomática sob certas condições. No entanto, a interação entre anatomia do quadril e a biomecânica do quadril não é bem compreendida. Notavelmente, há dificuldades conhecidas com a medição do movimento articular do quadril usando a tecnologia tradicional de captura de movimento óptico. Primeiro, a articulação é relativamente profunda dentro do corpo, de tal forma que a localização do centro articular do quadril é difícil de identificar e rastrear dinamicamente usando captura óptica de movimento de marcador de pele, com erros na mesma ordem de magnitude que o raio da cabeça femoral10,11. Em segundo lugar, a articulação do quadril é cercada por grande massa de tecido mole, incluindo gordura subcutânea e músculo, que se move em relação ao osso subjacente, resultando em artefato de tecido mole12,13,14. Finalmente, usando o rastreamento óptico de marcadores de pele, a cinemática é avaliada em relação à anatomia generalizada e, portanto, não fornece insights sobre como diferenças morfológicas sutis podem afetar a biomecânica da articulação.

Para suprir a falta de cinemática precisa em combinação com a morfologia óssea específica do sujeito, tanto sistemas de fluoroscopia única quanto dupla foram desenvolvidos para análise de outros sistemas articulares naturais15,16,17. No entanto, essa tecnologia só recentemente foi aplicada na articulação do quadril nativo, provavelmente devido à dificuldade em adquirir imagens de alta qualidade através do tecido mole ao redor do quadril. A metodologia para medir com precisão o movimento articular do quadril in vivo e exibir este movimento em relação à anatomia óssea específica do sujeito é descrita aqui. A artrokinemática resultante fornece uma habilidade incomparável de investigar a interação sutil entre morfologia óssea e biomecânica.

Aqui, foram descritos os procedimentos para aquisição e processamento de imagens duplas de fluoroscopia do quadril durante as atividades de vida diária. Devido ao desejo de capturar cinemáticas de corpo inteiro com rastreamento de marcador óptico simultaneamente com imagens duplas de fluoroscopia, o protocolo de coleta de dados requer coordenação entre várias fontes de dados. A calibração do sistema de fluoroscopia dupla utiliza estruturas de plexiglass implantadas com contas metálicas que podem ser diretamente identificadas e rastreadas como marcadores. Em contraste, o movimento ósseo dinâmico é rastreado usando rastreamento sem marcadores, que utiliza apenas a densidade radiográfica baseada em TC dos ossos para definir a orientação. O movimento dinâmico é então rastreado simultaneamente usando dados duplos de fluoroscopia e captura de movimento que são sincronizados espacial e temporalmente.

Os sistemas são sincronizados espacialmente durante a calibração através de imagens simultâneas de um cubo com marcadores reflexivos e contas metálicas implantadas e a geração de um sistema de coordenadas comum. Os sistemas são sincronizados temporalmente para cada atividade ou captura através do uso de um gatilho eletrônico dividido, que envia um sinal para acabar com a gravação das câmeras de fluoroscopia dupla e interrompe uma entrada constante de 5 V para o sistema de captura de movimento. Este protocolo coordenado permite a quantificação da posição dos segmentos corporais que estão fora do campo combinado de visão do sistema de fluoroscopia dupla, expressão de resultados cinemáticos em relação a eventos normalizados pela marcha e caracterização da deformação do tecido mole em torno do fêmur e da pelve.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Os procedimentos descritos neste protocolo foram aprovados pelo Conselho de Revisão Institucional da Universidade de Utah.

1. Imagem de artrograma ct

  1. Artrógrama18
    1. Agende um radiologista musculoesquelético treinado para realizar o artrograma diretamente antes da imagem programada da tomografia computadorizada.
    2. Posicione o participante sobre a mesa com o quadril de interesse no campo de visão de um fluoroscópio clínico. Coloque sacos de areia em ambos os lados do tornozelo para evitar a rotação da perna e do quadril.
    3. Prepare a pele para criar um ambiente estéril. Marque o local onde a agulha será inserida (junção femoral do pescoço da cabeça) e anestesia o tecido mole no local da injeção com 2-5 mL de 1% de lidocaína.
    4. Prepare uma solução de 20 mL de 1% de lidocaína, 10 mL de injeção de iohexol e 0,1 mL de 1 mg/mL (1:1000) de epinefrina em uma seringa de bloqueio de 30 mL.
    5. Dois a cinco minutos após a injeção de lidocaína, insira uma agulha espinhal apenas até entrar em contato com o pescoço femoral; verifique a localização da agulha por fluoroscopia. Injete uma pequena quantidade da solução preparada (<5 mL) e certifique-se de que o fluido injetado esteja contido dentro da cápsula articular com uma imagem de fluoroscopia.
    6. Injete 20-30 mL da mistura de contraste. Quando for observada resistência adicional à injeção, um membro da equipe de estudo aplique tração manualmente no quadril puxando o tornozelo do participante enquanto o participante agarra a cabeceira da mesa para resistir ao movimento superior do corpo. Injete a mistura de contraste restante, conforme apropriado.
    7. Verifique por fluoroscopia que o agente de contraste preenche o espaço articular e cobre a cabeça femoral quando a tração é aplicada.
    8. Transfira o paciente para o tomógrafo em uma cadeira de rodas ou cama para minimizar a perda de contraste dentro da cápsula articular.
  2. Imagem de tração e tomografia
    1. Ajude o participante a uma posição supina no pórtico ct.
    2. Coloque o dispositivo de tala de tração de lebre sob a perna de interesse, garantindo que a barra acolchoada proximal repouse apenas distal ao isquiuso. Fixar o gancho e alças de laço ao redor da coxa e tornozelo do participante e aplicar tração leve.
    3. Adquira uma imagem de batedor e defina o campo de visão para incluir toda a pelve e fêmures proximais para um pouco abaixo do menor trochanter para os quadris. Defina um campo de visão separado para incluir os fêmures distais e as tíbias proximais para os joelhos.
    4. Aplique tração adicional (tenha um membro da equipe de pesquisa puxando o tornozelo enquanto outro aperta a correia da tala de tração da lebre) para garantir a separação do espaço articular. Adquira imagens a 120 kVp, 1,0 mm de espessura de fatia, 200 a 400 mAs para o quadril e 120 kVp, 3,0 mm de espessura de fatia e 150 mAs para os joelhos. Use a DOSE CARE, um controle automatizado de exposição que modula a corrente do tubo de acordo com a qualidade da imagem, para minimizar a carga de radiação para o participante.
    5. Solte e remova o dispositivo de tala de tração da lebre. Ajude o participante a uma posição de pé e certifique-se de que ele se sinta confortável colocando peso e sendo móvel no membro antes de permitir que ele saia.

2. Imagem dupla de fluoroscopia

  1. Configuração do sistema
    1. Aplique antropometria19 para estimar a altura da articulação do quadril com base na altura relatada pelo participante e utilize esta medida para estimar a altura desejada do centro do campo de visão do sistema.
    2. Posicione os intensificadores de imagem aproximadamente 50° um do outro na lateral da esteira instrumentada correspondente ao quadril de interesse(Figura 1).
    3. Posicione os emissores de raios-X a serem apontados para os intensificadores de imagem. Certifique-se de que a distância entre a fonte do emissor e a face dos intensificadores de imagem seja de aproximadamente 100-110 cm.
      NOTA: A distância recomendada entre a fonte do emissor e a face dos intensificadores de imagem variará de acordo com a especificação do sistema e o colisão no emissor de raios-X.
    4. Conecte o centro da face do intensificador de imagem e o emissor de raios-X correspondente de cada par de fluoroscópio usando cordas ou fitas de medição. Verifique se as cordas (ou fitas) cruzam no local desejado (ou seja, na localização esperada da articulação do quadril).
    5. Afixe a placa com três lasers no emissor e no espelho ao intensificador da imagem. Ligue os lasers e refine o alinhamento de cada emissor e intensificador de imagem com base no reflexo dos lasers de volta à fonte laser.
  2. Imagens de calibração
    1. Prepare-se para o uso da radiação vestindo chumbo e colocando sinalização nas entradas da sala. Minimize a exposição por ter a proteção de uso da equipe que inclui um colete de chumbo, saia, luvas e óculos. Ligue os fluoroscópios e permita que os sistemas se aqueçam, conforme necessário.
    2. Para todas as imagens de calibração, defina os fluoroscópios para 64 kVp e 1,4-1,6 mA, ou conforme desejado.
    3. Abra o software de controle da câmera no computador e selecione as câmeras apropriadas como escravas e mestres. Use sincronização externa com a câmera principal da câmera escrava para sincronizar as duas câmeras.
      NOTA: Para todas as atividades gravadas, salve os mesmos quadros de ambas as câmeras de fluoroscopia dupla; os quadros são identificados com um número que representa o número de quadros anteriores ao sinal de gatilho eletrônico.
    4. Verifique o alinhamento do sistema afixando uma arruela metálica circular no centro do intensificador da imagem e anexando a fixação da mira ao emissor.
      NOTA: Uma vez verificado o alinhamento, é importante evitar entrar em contato com o sistema.
    5. Anexar a grade do plexiglass a um dos intensificadores de imagem usando parafusos; minimizar a força aplicada neste processo para evitar alterar o alinhamento. Adquira imagens fluoroscopia e salve 100 quadros de imagem de cada câmera de fluoroscopia dupla da grade. Remova a grade e repita o processo para o outro intensificador de imagem.
    6. Coloque o cubo de calibração 3D dentro do campo de visão combinado dos dois fluoroscópios. Para isso, coloque o cubo em um banquinho ou plataforma que seja radio-translúcido e verifique visualmente que a maioria ou todo o cubo está dentro do campo de visão. Oriente o cubo de tal forma que as contas de calibração não se sobreponham nem para a visão dupla da câmera fluoroscopia. Adquira imagens e salve 100 quadros de imagem do cubo.
    7. Antes de mover o cubo, meça e regisse a localização aproximada da origem do cubo a partir de cada emissor usando o sistema de coordenadas do cubo. Remova o cubo e qualquer plataforma associada.
    8. Meça e regisse a distância entre a fonte do emissor e a face do intensificador de imagem para cada fluoroscópio.
    9. Conecte o plexiglass com uma haste longa ou uma régua com um elástico e mova-o aleatoriamente para fornecer movimentos que alcancem todo o campo de visão do sistema. Certifique-se de que a equipe de pesquisa esteja atenta ao caminho da proteção contra radiação e desgaste para minimizar a exposição (ver passo 2.2.1). Salve 100 quadros de imagem do movimento.
    10. Reinicie o relógio de imagem usado para rastrear o tempo de exposição.
  3. Ensaio estático e ajuste de parâmetros
    1. Meça a altura do trochanter maior para garantir que a altura do sistema seja adequada para o participante.
      1. Palpa a coxa para encontrar a proeminência óssea do maior trochanter e localizar o ponto mais superior, como é possível.
      2. Como o trochanter superior maior é aproximadamente na mesma altura da articulação do quadril, meça a altura do chão até este ponto e compare-a com a estimativa de altura usada para configurar o sistema de fluoroscopia dupla.
      3. Se necessário, ajuste a altura do sistema e recalibrar enquanto o participante estiver sendo preparado para captura de dados.
    2. Familiarize o participante com o sistema de fluoroscopia e informe que deve notificar a equipe de pesquisa caso entre em contato com algum dos equipamentos durante a sessão de imagem, pois o contato com o sistema afeta negativamente a exatidão de seus dados.
    3. Que o participante pise na esteira e fique dentro do campo de visão do sistema de fluoroscopia dupla. Verifique o alinhamento do participante sob a perspectiva de cada emissor e tome nota desta posição a partir da perspectiva de onde cada membro da equipe de pesquisa estará em pé ou sentado durante a imagem.
    4. Estime os parâmetros de imagem (kVp e mA de cada emissor e a exposição das câmeras de fluoroscopia dupla) com base no índice de massa corporal (IMC) do participante e defina cada fluoroscópio em conformidade.
      NOTA: Para a coorte referenciada, as configurações de fluoroscopia variaram de 78 a 104 kVp e 1,9-3,2 mA com exposições de câmera de 4,5-7,0 ms.
    5. Adquira imagens do participante em pé e avalie as imagens para contraste e campo de visão.
      NOTA: O aumento do kVp está associado ao aumento da dispersão de raios-X (aumenta o ruído e reduz o contraste), menor resolução de imagem e menor contraste.
    6. Ajuste os parâmetros e/ou o alinhamento do participante e repita a aquisição de imagens, conforme necessário.
    7. Salve 100 quadros das imagens finais para usar como teste estático.
  4. Ensaios dinâmicos (Figura 2)
    1. Antes do início da dupla fluoroscopia, o participante caminha uma distância conhecida enquanto está cronometrado. Use isso para determinar a velocidade de caminhada auto-selecionada para andar nivelado e inclinado na esteira.
    2. Que o participante faça uma coleira de tireoide de chumbo para proteger a tireoide.
    3. Durante as aquisições dinâmicas, o pesquisador controla o controle duplo da câmera fluoroscopia na estação de trabalho de fluoroscopia dupla passo atrás do escudo de chumbo e observa o participante através da janela de visualização do escudo(Figura 3).
    4. Para o desempenho de todos os ensaios ambulantes:
      1. Informe o participante antes de iniciar a faixa da esteira. Aumente a velocidade da esteira até a velocidade de caminhada apropriada e deixe a marcha do participante normalizar antes de coletar imagens.
      2. Para cada atividade de caminhada, adquira e economize pelo menos dois ciclos completos de marcha.
      3. Para a atividade de caminhada inclinada, o participante saia da esteira. Desbloqueie a esteira, coloque a inclinação em 5°e retrate a esteira antes de fazer com que o participante volte para a esteira para realizar a atividade.
      4. Repita a imagem, de modo que a atividade seja registrada duas vezes.
      5. Repita o mesmo processo (etapa 2.4.4.3) para baixar a esteira após a conclusão da atividade.
    5. Para as atividades pivôs:
      1. Que o participante gire sua posição corporal e pés aproximadamente 45° da frente da esteira em frente à direção do pivô. Se desejar, certifique-se de que cada pé seja colocado inteiramente em uma única correia da esteira de correia dupla para permitir o processamento direto dos dados da placa de força.
      2. Faça com que o participante realize vários pivôs de e para o seu alcance final de movimento enquanto observa o alinhamento da pelve na faixa final de movimento. Certifique-se de que o movimento seja executado sem problemas, pois o pivô não requer aceleração para alcançar a posição final.
      3. Com base na posição da pélvis na faixa final de movimento, que o participante gire e/ou traduza seus pés de tal forma que a pelve esteja voltada para a frente na esteira e o quadril de interesse esteja no meio do campo combinado de visão dos fluoroscópios no final do pivô.
      4. Uma vez otimizada a posição, faça com que o participante realize o pivô durante a dupla fluoroscopia e salve todos os quadros onde o fêmur e a pelve são visíveis tanto em duas vistas de câmera fluoroscopia dupla (aproximadamente 200-400 quadros) centrados sobre a faixa final de movimento, capturando o máximo possível do pivô.
      5. Repita a imagem, de modo que a atividade seja registrada duas vezes.
    6. Para a atividade de adução de abdução:
      1. Que o participante fique no campo de visão dos fluoroscópios e eleve a perna de interesse aproximadamente 45° para o seu lado. Lembre o participante para evitar o movimento do torso e reduzir o alcance do movimento, se necessário.
      2. Adquira e salve todos os quadros onde o fêmur e a pelve são visíveis tanto em visualizações duplas de câmera fluoroscopia (aproximadamente 200-400 quadros).
      3. Repita a imagem, de modo que a atividade seja registrada duas vezes.
    7. Para o centro articular dinâmico do quadril ou atividade arco-estrela20
      1. Que o participante fique no campo de visão do sistema de fluoroscopia dupla e levante e baixe a perna anteriormente e em incrementos de 45° de 180°, terminando com um aumento posterior e inferior da perna. Antes de colocar a perna de volta no chão, peça ao participante circundutor a perna e retorne a uma posição de pé.
    8. Uma vez que o participante esteja confortável com o movimento e possa completá-lo em aproximadamente 6-8 s, adquirir e salvar imagens da atividade.
      NOTA: Apenas uma atividade é capturada com fluoroscopia dupla devido à duração do ensaio.
  5. Imagens de calibração adicionais
    1. Se em algum momento durante a coleta de dados, o participante acredita que pode ter entrado em contato com qualquer parte do equipamento fluoroscópico, imagem das grades e cubo e salvar todos os arquivos para calibração.
    2. Após a conclusão da coleta de dados, imagem as grades e cubo e salvar todos os arquivos para calibração para servir como backup se algum problema surgir com a calibração inicial.

3. Captura de movimento de marcador de pele e esteira instrumentada

  1. Configuração do sistema
    1. Concentre o sistema óptico de captura de movimento na esteira(Figura 3). Devido aos potenciais problemas com a visualização do participante enquanto estiver no campo de visão do sistema de fluoroscopia dupla, esteja preparado para posicionar com precisão as câmeras infravermelhas para garantir uma visualização precisa(Figura 2).
    2. Ligue o sistema e use um conjunto de marcadores para garantir que o sistema de fluoroscopia dupla não impeça a visualização do campo de visão desejado.
    3. Verifique se os marcadores são claros e circulares e ajuste o foco das câmeras infravermelhas, conforme necessário.
    4. Certifique-se de que os fluoroscópios estão cobertos para reduzir quaisquer superfícies reflexivas. Revise cada câmera infravermelha e mascara a visão da câmera se os objetos reflexivos não puderem ser cobertos.
    5. Configure o software de captura de movimento para ler em um sinal externo de 5 V do gatilho eletrônico usado para acabar com a aquisição da câmera do sistema de fluoroscopia dupla. Use este gatilho para sincronizar temporalmente os dados dos dois sistemas.
  2. Calibração
    1. Uma vez que o sistema esteja ligado e pronto, use a varinha de calibração ativa para calibrar simultaneamente as câmeras de captura de movimento óptica e infravermelha. Certifique-se de que toda a região dentro do sistema de fluoroscopia dupla seja completamente capturada durante a calibração, evitando o contato com qualquer equipamento.
      NOTA: Movimentos de varinha que se assemelham a jogar comida em uma frigideira têm funcionado bem.
    2. Devido às obstruções causadas pelo sistema de fluoroscopia dupla, os valores de calibração podem ser piores do que normalmente observados para captura de movimento óptico. Realize a calibração para que todas as câmeras infravermelhas tenham erros de imagem inferiores a 0,2.
      NOTA: O erro de imagem da câmera de vídeo será maior, embora ainda menor que 0,5. A câmera de vídeo não é especificamente usada para qualquer quantificação de movimento, apenas para gravação visual da captura de movimento.
    3. Durante a aquisição do teste cubo para fluoroscopia dupla, também capture o cubo com as câmeras infravermelhas de captura de movimento. Certifique-se de que o cubo tenha marcadores reflexivos afixados a ele para que a posição seja visualizada com câmeras tanto dos sistemas de captura de movimento quanto de fluoroscopia dupla.
  3. Conjunto de marcadores e colocação
    1. Antes da chegada do participante, corte e aplique fita dupla face (fita de peruca) na base de 21 marcadores de pele reflexiva esféricos. Para garantir a longevidade dos marcadores, certifique-se de que a fita ou qualquer pele não entre em contato com os marcadores reflexivos.
    2. Para cada uma das cinco placas de marcador (duas na haste, duas na coxa, uma nas costas; Figura 4), aplique cola spray no lado da pele da alça do tecido e enrole-a firmemente ao redor do participante. Verifique com o participante que as alças se sentem apertadas (mas não são desconfortáveis). Limpe as mãos de qualquer excesso de cola de spray antes de aderir o resto do conjunto de marcadores.
    3. Aplique cinco marcadores, utilizados apenas para calibração, na clavícula, joelhos medial e maleeoli medial, respectivamente.
    4. Aplique os 16 marcadores restantes nas espinhas ilícíais superiores anteriores (ASIS), coluna ilícía posterior superior (PSIS), maior trompeteiro do fêmur sendo imageado, ombros, esterno, joelhos laterais, maleeoli lateral e pés(Figura 4).
    5. Peça ao participante para informar a equipe de estudo se algum marcador ou correia se soltar durante a captura de dados.
  4. Ensaio estático
    1. Em conjunto com o ensaio estático em pé de fluoroscopia dupla, capture um teste permanente para captura de movimento.
    2. Rotule todos os marcadores. Se algum marcador não for visível por pelo menos três câmeras infravermelhas durante a atividade estática adquirida, readquira uma imagem estática para garantir que todos os marcadores sejam visíveis.
    3. Remova os marcadores somente de calibração e faça com que o participante doe uma coleira de tireoide para fornecer proteção contra radiação durante o restante da coleta de dados.
  5. Ensaios dinâmicos
    1. Para cada um dos ensaios dinâmicos capturados com o sistema de fluoroscopia dupla, adquira vídeo de captura de movimento, garantindo que a totalidade de cada vídeo de fluoroscopia dupla esteja dentro dos limites da aquisição de captura de movimento.
    2. Certifique-se de que a quebra no sinal de 5 V do gatilho eletrônico do sistema de fluoroscopia dupla seja capturada dentro de cada ensaio.

4. Pré-processamento de imagem

  1. Modelo baseado em CT
    1. Segmentar o fêmur proximal e distal do lado do interesse e de toda a pelve, pois esses ossos são utilizados para rastreamento e/ou coordenação da geração do sistema.
    2. Certifique-se de que as segmentações são representativas da forma óssea em todos os três planos de imagem e parecem relativamente suaves.
      NOTA: A capacidade de analisar a artrokinematics depende da obtenção de reconstruções de alta qualidade por meio de uma segmentação cuidadosa.
    3. Converta os dados da imagem em char não assinado (8 bits) e ajuste conforme necessário com deslocamento e dimensionamento para produzir uma imagem com um intervalo de 0 a 255.
    4. Isole apenas a região óssea na imagem convertida e corte ao redor dos limites do osso. Regissão das dimensões das imagens cortadas.
    5. Salve como formato 2D TIFF.
    6. Abra a imagem, altere o tipo para 16 bits e salve-acomo um único arquivo TIFF 3D.
  2. Reconstrução de superfície
    1. Gerar superfícies a partir dos rótulos de segmentação, suavizar e dizimar as superfícies iterativamente, garantindo que os rostos nunca sejam reduzidos em mais da metade em qualquer iteração única.
      NOTA: Usando o processo descrito, o número de rostos é de aproximadamente 30.000 para cada superfície proximal e distal do fêmur e 70.000 para cada superfície hemi-pélvis.
    2. Exporte cada superfície como uma malha de superfície em formato *.vtk para uso como um arquivo modelo para identificação de marcos.
  3. Identificação de referência para o sistema de coordenadas
    1. Identificar marcos do fêmur para geração do sistema de coordenadas femorais(Figura 5).
      NOTA: Os parâmetros fornecidos abaixo são específicos para o conjunto de dados referenciado e protocolos de imagem; os valores podem precisar ser alterados para selecionar os marcos adequadamente.
      1. Abra o fêmur proximal como um arquivo modelo. Abra a barra de ferramentas do Post e o painel Data para adicionar um campo padrão de Curvatura 1-Princ,selecione uma suavidade de 10 e, em seguida, visualize o resultado. Selecione demais os rostos da cabeça femoral e use a opção select range do painel Editar para incluir apenas curvatura negativa. Desmarque quaisquer rostos selecionados que não pertençam à cabeça femoral. Exporte esta superfície da cabeça femoral como uma malha superficial em formato *.k para uma esfera adequada para determinar o centro da cabeça femoral.
      2. Usando um processo semelhante, aplique curvatura 1-Princ ao fêmur distal com a suavidade de 5 e novamente selecione o intervalo para incluir apenas os rostos com curvatura negativa. Exporte esta superfície de condíle femoral para um ajuste de cilindro para determinar o eixo medial-lateral.
      3. Aplique curvatura 2-Princ no fêmur distal, utilizando uma suavidade de 3. Destaque os cumes dos epicondyles e selecione o intervalo usando um corte superior de -0,1. Exporte essas faces para gerar um plano e use-o para isolar os rostos dos condyles posteriores para o ajuste do cilindro.
    2. Identificar marcos da pelve para geração do sistema de coordenadas pélvicas(Figura 5).
      NOTA: Os parâmetros fornecidos abaixo são específicos para o conjunto de dados referenciado e protocolos de imagem; os valores podem precisar ser alterados para selecionar os marcos adequadamente.
      1. Para cada hemi-pélvis, aplique curvatura 2-Princ com uma suavidade de 5 e selecione alcance para incluir apenas rostos positivos para isolar a superfície lunate do acetábulo. Exporte a superfície do lunate e use uma esfera adequada para determinar o centro do acetábulo.
      2. Reaplique a Curvatura 2-Princ com uma suavidade de 2 e selecione todas as faces com curvatura inferior a -0,15 para destacar as espinhas da pelve. Escolha pontos na borda dessas espinhas que melhor representam o ASIS e o PSIS como marcos e grave-os.

5. Rastreamento de movimento ósseo

  1. Calibração
    1. Identifique 12 contas dentro de cada uma das imagens do cubo a partir das câmeras de fluoroscopia dupla (coletadas na etapa 2.2.6). Com base nas distâncias calibradas entre cada uma das contas do cubo e nas medidas da localização do cubo dentro do sistema de fluoroscopia dupla, determine a orientação espacial de cada fluoroscópio através da minimização do erro de projeção da soma dos quadrados entre os locais projetados e conhecidos das contas.
    2. Use as imagens da grade para corrigir a distorção da imagem e aplique a correção a todas as imagens associadas a essa imagem de grade.
    3. Use as imagens de movimento para quantificar a precisão dinâmica do sistema e use o rastreamento baseado em marcadores para rastreá-lo.
  2. Rastreamento sem marcador
    1. Adicione a localização dos marcos selecionados ao arquivo de parâmetros específicos do osso e colete a posição dinâmica desses marcos no sistema de fluoroscopia dupla como saída para todos os quadros rastreados.
    2. Determine os quadros que serão rastreados (com base nos dados cinemáticos da captura de movimento, consulte o passo 6.1.2) e abra o software de rastreamento sem marcador com o arquivo de parâmetros específicos do osso associados.
    3. Selecione um quadro dentro da faixa desejada com boa visualização do osso e oriente manualmente a radiografia digitalmente reconstruída (DRR) do osso de interesse (ou o fêmur proximal ou hemi-pélvis) utilizando os seis graus de liberdade disponíveis no software(Figura 6).
      NOTA: Como a maioria dos ensaios começam em uma posição semelhante à posição, esta posição inicial provavelmente pode ser usada como um ponto de partida inicial para todos os ensaios.
    4. Uma vez que o DRR do osso pareça bem alinhado em ambas as visualizações, salve a solução clicando no botão Manual no painel Soluções.
      NOTA: Toda vez que uma solução é salva, os parâmetros de orientação e o coeficiente de correlação cruzada normalizado são traçados para referência. O coeficiente de correlação cruzada normalizado é calculado com base em todos os pixels com valores não-zero para o fluoroscópio e DRRs ósseo.
    5. Aplique a etapa de otimização da Diagonal Hessian Search (DHS) clicando no botão DHS no painel Soluções e revise o resultado. Se o resultado otimizado for preferido, passe para o próximo quadro; caso contrário, faça quaisquer ajustes necessários e resave clicando no botão Manual dentro do painel Soluções. Repita esta etapa até encontrar uma solução satisfatória.
      NOTA: No caso de baixo contraste de imagem, o algoritmo de otimização pode nem sempre produzir um resultado satisfatório.
    6. Para cada quinto quadro, repita este processo, usando a solução para o quadro anterior como ponto de partida. Use a otimização do DHS para automatizar o processo.
    7. Para completar a primeira passagem de rastreamento, use outra ferramenta que interpola via projeção linear (LP) e otimiza soluções entre os quadros rastreados clicando no botão Range de LP + DHS dentro do painel Soluções. Na janela, digite o conjunto de quadros a serem rastreados e os dois quadros a serem usados para referência.
      NOTA: Os dois quadros de referência podem ser quaisquer quadros dentro do conjunto identificado de quadros. No entanto, o uso do primeiro e último quadros fornece limites para a orientação dos ossos dentro da faixa de quadros, o que pode ser benéfico quando o contraste é baixo.
    8. Revise e refine cada quadro do ensaio, utilizando soluções baseadas em Manual e DHS. Use o enredo de parâmetros para garantir que o coeficiente de correlação seja suficientemente alto e que a orientação do osso não tenha saltos repentinos em nenhum parâmetro.
    9. Para garantir um rastreamento preciso, faça com que outro pesquisador revise a solução para cada quadro e faça quaisquer modificações necessárias às soluções.
    10. Repita as etapas 5.2.1-5.2.9 para cada osso.
  3. Visualização do movimento
    1. Abra as superfícies do fêmur e da pelve no software para visualização cinemática. Se necessário, converta as superfícies em malhas usando a função de conversão em malha. Selecione ambas as superfícies e exporte como uma malha de superfície em formato *.k.
    2. Usando a saída do rastreamento, gere um arquivo de texto com as transformações coordenadas para cada osso e quadro.
      NOTA: A ordem das superfícies deve corresponder à ordem das transformações.
    3. Para visualização de cinemática, use a ferramenta cinemato e os dois arquivos acima das etapas 5.3.1 e 5.3.2 para animar a cinemática. Verifique se a cinemática animada parece razoável e que as superfícies têm distância apropriada entre elas usando uma superfície semi-transparente ou a ferramenta de distância da superfície. Se necessário, retorne à etapa 5.2.8.

6. Análise de dados

  1. Cinemática do marcador de pele
    1. Dentro do software de captura de movimento, processe em lote todos os arquivos para aplicar o modelo estático e marcadores de etiqueta. Uma vez que o julgamento esteja concluído, remova qualquer trajetória sem rótulo.
      NOTA: Devido às obstruções do sistema de fluoroscopia dupla, pode ser necessário mais preenchimento manual de lacunas do que o habitual.
    2. Use os dados da placa cinemática e de força para identificar eventos dinâmicos, como dedo do dedo do dedos ou golpes de calcanhar durante a marcha ou faixa máxima de movimento para atividades de pivotação. Determine os quadros de interesse para o rastreamento de dados de fluoroscopia dupla.
    3. Exporte todos os dados de ensaio para processamento cinemático em formato *.c3d, incluindo dados analógicos (ou seja, dados de placas de gatilho e força) e trajetórias de marcadores.
    4. Aplique o arquivo de modelo de modelo desejado (salvo como formato de arquivo *.mdh) ao teste estático e, em seguida, atribua este modelo aos arquivos de movimento.
      NOTA: Para análise, foi utilizado um modelo de membro inferior com um segmento generalizado da Sociedade Internacional de Biomecânica (ISB) e da pelve CODA, modelo de segmento de pélvis definido pelos dois PONTOS ASIS e centro dos marcos do PSIS.
  2. Cinemática de fluoroscopia dupla
    1. Isolador quadros de interesse, garantindo que apenas quadros contíguos que são rastreados tanto para o fêmur quanto para a pelve sejam incluídos.
    2. Filtrar posições de referência utilizando um filtro Butterworth lowpass (0,12 frequência de corte normalizada a partir de análise residual e filtro de4ª ordem).
    3. Use as posições filtradas dos marcos ao longo de cada ensaio de movimento para rastrear a posição dinâmica do sistema de coordenadas femorais(Figura 5).
      1. Defina a origem do fêmur como o centro de ajuste de esfera da cabeça femoral.
      2. Defina o eixo z do fêmur (eixo inferior-superior) entre o centro do joelho e a origem, apontando superiormente.
      3. Defina o eixo fêmur x (eixo medial-lateral) como o eixo longo de um cilindro instalado nos condyles femorais,apontando para a esquerda. Para isolar a região dos condyles a serem representados com um cilindro, encaixe um plano nas superfícies epicondyle e isole a porção posterior dos condyles femorais.
      4. Defina o eixo fêmur y (anterior-posterior) como o produto cruzado dos eixos z e x definidos, apontando posteriormente. Corrija a orientação do eixo x para criar um sistema de coordenadas ortogonais.
    4. Use as posições filtradas dos marcos ao longo de cada ensaio de movimento para acompanhar a posição dinâmica do sistema de coordenadas pélvicas(Figura 5).
      1. Defina a origem da pélvis como o centro dos dois marcos ASIS.
      2. Defina o eixo y-eixo da pélvis (eixo anterior-posterior) entre o centro dos dois marcos psis e a origem, apontando anteriormente.
      3. Defina o eixo pélvis x (eixo medial-lateral) entre a origem e o marco ASIS do lado direito, apontando para a direita.
      4. Defina o eixo z pélvis (eixo inferior-superior) como o produto cruzado dos eixos x e y definidos, apontando superiormente. Corrija a orientação do eixo x para criar um sistema de coordenadas ortogonais.
    5. Gere a matriz de rotação entre os sistemas de coordenadas e calcule a cinemática conjunta por MacWilliams e a Equação 11 (Figura 7)21.
    6. Calcule traduções conjuntas transformando a distância vetorial entre os centros de ajuste da esfera da cabeça femoral e a superfície lunate do acetábulo no sistema de coordenadas da pelve.
      NOTA: Isso fornece um único vetor para representar a tradução conjunta para cada quadro de imagem.
  3. Arthrokinematics
    1. Visualize a cinemática descrita na etapa 5.3 para animar a artrokinemática específica do assunto(Figura 8).
    2. Aplique o campo de dados de distância superficial para medir distâncias entre as superfícies do fêmur e da pelve durante cada atividade dinâmica(Figura 8).
      NOTA: Esses dados também fornecem quantificação da distância relativa entre superfícies articulares, mas requerem interpretação para quantificar a tradução conjunta.
    3. Exporte distâncias superfície-superfície usando a ferramenta de distância superficial para quantificar dados em todos os participantes.
  4. Comparação com captura de movimento de marcador de pele
    1. Usando as imagens do cubo e o gatilho de cada ensaio de movimento, sincronizar espacial e temporalmente os sistemas de fluoroscopia dupla e captura de movimento.
    2. Transforme os locais de referência usados para captura de movimento de marcador de pele (ou seja, ASIS, PSIS, condyles) do sistema de coordenadas de rastreamento sem marcador para o sistema de coordenadas de captura de movimento.
    3. Combine esses dados com os locais marcadores da captura de movimento do marcador de pele e importe para análise e relatórios cinéticos e cinemáticos e cinéticos. Ajuste a análise para utilizar locais de fluoroscopia dupla ou marcador de pele para cada ponto de referência e compare locais de referência e cinemática entre os dois sistemas.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Utilizando fluoroscopia dupla como padrão de referência, a precisão das estimativas baseadas em marcadores de pele do centro articular do quadril e o efeito do artefato de tecido mole em medidas cinéticas e cinéticas foram quantificadas22,23,24. A precisão superior da fluoroscopia dupla foi então utilizada para identificar diferenças sutis na cinemática pélvica e da articulação do quadril entre pacientes com FAIS e participantes...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

A fluoroscopia dupla é uma ferramenta poderosa para a investigação de cinemática in vivo, especialmente para o quadril, que é difícil de medir com precisão usando a captura de movimento óptico tradicional. No entanto, o equipamento de fluoroscopia é especializado, onde uma configuração única do sistema pode ser necessária ao fotografar outras articulações do corpo humano. Por exemplo, foram feitas várias modificações na montagem dos intensificadores de imagem, posicionamento do sistema e ajustes da energia do fe...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse.

Agradecimentos

Esta pesquisa foi apoiada pelos Institutos Nacionais de Saúde (NIH) sob os números de subvenção S10 RR026565, R21 AR063844, F32 AR067075, R01 R077636, R56 AR074416, R01 GM083925. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais do NIH.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Amira SoftwareThermoFisher Versão Científica6.0
CuboPersonalizado36 esferas de aço (3 mm de diâmetro, espaçamento 6,35 cm, incerteza 0,0036 mm)
Varinha de CalibraçãoViconActive Wand
CT ScannerSiemens AGSOMATOM Definição 128 CT
GradePersonalizadaPlaca de acrílico com uma grade de contas de aço espaçadas de 10 mm e 31 esferas de diâmetro (2 mm de diâmetro)
PlacaPlacade acrílico personalizada com 3 esferas de aço espaçadas de 30 mm (2 mm de diâmetro, incerteza de 0,0013 mm)
Emissor (2)Varian Interay; remanufaturado pela Radiological Imaging ServicesHousing B-100/Tube A-142
EpinephrineHospiraInjection, USP 10 mg/mL
FEBioStudio SoftwareFEBio.orgVersão 1.3Processamento de malha e visualização cinemática
Unidade de Processamento GráficoNvidiaTesla
Hare Traction SplintDynaMedTrac-III, Modelo nº 95201
Câmera de alta velocidade (2)Vision Research, Inc.Intensificador de imagem Phantom Micro 3
(2)Dunlee, Inc .; remanufaturado pela Radiological Imaging ServicesT12964P / S
Injeção de iohexolGE HealthcareOmnipaque 240 mgI / mL517,7 mg iohexol, 1,21 mg de trometamina, 0,1 mg edetato de cálcio dissódico por mL
ImageJNational Institutes of Health e Laboratory for Optical and Computational Instrumentation
Injeção de Lidocaína HClHospira, USP 10 mg/mL
Laser e SistemaPersonalizadoTrês lasers aderiram à placa de acrílico que se conecta ao emissor, espelho se conecta à face do intensificador de imagem
Bancada de trabalho de rastreamento sem marcaHenry Ford Hospital, software personalizado
Mathworks, Inc.versão R2017b
(10)Software ViconVantage
NexusVersão2.8Vicon Software de
controle de câmera fantasma (PCC)Vision Research, Inc.Versão 1.3
Cola em spray pré-fitaMueller Sport CareTuffner
pele esféricos retrorrefletivosCinto dividido de 14 mm
Esteira totalmente instrumentadaBertec CorporationCustom
Visual3D SoftwareC-Motion Inc.Versão 6.01Processamento cinemático
de Calibração de Correção de Distorção de calibração dinâmica de Alinhamento de Espelho Software MATLAB personalizado Câmera de captura de movimento de captura de movimento Marcadores de

Referências

  1. National Center for Health Statistics (US). Health, United States, 2016: with chartbook on long-term trends in health. National Center for Health Statistics. , Hyattsville (MD). Report No.: 2017-1232 (2016).
  2. Singh, J. A., Yu, S., Chen, L., Cleveland, J. D. Rates of total joint replacement in the United States: Future projections to 2020-2040 using the national inpatient sample. Journal of Rheumatology. 46 (9), 1134-1140 (2019).
  3. HCUPnet: A tool for identifying, tracking, and analyzing national hospital statistics. , Available from: https://hcupnet.ahrq.gov/ (2021).
  4. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip: An integrated mechanical concept. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  5. Harris, W. H. Etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 213, 20-33 (1986).
  6. Frank, J. M., et al. Prevalence of femoroacetabular impingement imaging findings in asymptomatic volunteers: A systematic review. Arthroscopy - Journal of Arthroscopic and Related Surgery. 31 (6), 1199-1204 (2015).
  7. Anderson, L. A., et al. The 2015 Frank Stinchfield Award: Radiographic Abnormalities Common in Senior Athletes With Well-functioning Hips but Not Associated With Osteoarthritis. Clinical Orthopaedics and Related Research. 474 (2), 342-352 (2016).
  8. Kapron, A. L., et al. Radiographic prevalence of femoroacetabular impingement in collegiate football players: AAOS exhibit selection. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 93 (19), 1-10 (2011).
  9. Kapron, A. L., et al. The Prevalence of radiographic findings of structural hip deformities in female collegiate athletes. American Journal of Sports Medicine. 43 (6), 1324-1330 (2015).
  10. Garling, E. H., et al. Soft-tissue artefact assessment during step-up using fluoroscopy and skin-mounted markers. Journal of Biomechanics. 40, Suppl 1 18-24 (2007).
  11. Fuller, J., Liu, L. J., Murphy, M. C., Mann, R. W. A comparison of lower-extremity skeletal kinematics measured using skin-and pin-mounted markers. Human Movement Science. 16 (2-3), 219-242 (1997).
  12. Leardini, A., Chiari, A., Della Croce, U., Cappozzo, A. Human movement analysis using stereophotogrammetry Part 3. Soft tissue artifact assessment and compensation. Gait and Posture. 21 (2), 212-225 (2005).
  13. Peters, A., Galna, B., Sangeux, M., Morris, M., Baker, R. Quantification of soft tissue artifact in lower limb human motion analysis: A systematic review. Gait and Posture. 31 (1), 1-8 (2010).
  14. Camomilla, V., Dumas, R., Cappozzo, A. Human movement analysis: The soft tissue artefact issue. Journal of Biomechanics. 62, 1-4 (2017).
  15. Miranda, D. L., Rainbow, M. J., Crisco, J. J., Fleming, B. C. Kinematic differences between optical motion capture and biplanar videoradiography during a jump-cut maneuver. Journal of Biomechanics. 46 (3), 567-573 (2013).
  16. Lin, C. C., Lu, T. W., Lu, H. L., Kuo, M. Y., Hsu, H. C. Effects of soft tissue artifacts on differentiating kinematic differences between natural and replaced knee joints during functional activity. Gait and Posture. 46, 154-160 (2016).
  17. Kessler, S. E., et al. A direct comparison of biplanar videoradiography and optical motion capture for foot and ankle kinematics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 199(2019).
  18. Henak, C. R., et al. Computed tomography arthrography with traction in the human hip for three-dimensional reconstruction of cartilage and the acetabular labrum. Clinical Radiology. 69 (10), 381-391 (2014).
  19. Winter, D. A. Biomechanics and motor control of human movement. , John Wiley and Sons Inc. (2009).
  20. Camomilla, V., Cereatti, A., Vannozzi, G., Cappozzo, A. An optimized protocol for hip joint centre determination using the functional method. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1096-1106 (2006).
  21. MacWilliams, B. A., Davis, R. B. Addressing some misperceptions of the joint coordinate system. Journal of Biomechanical Engineering. 135 (5), 54506(2013).
  22. Fiorentino, N. M., et al. Accuracy of functional and predictive methods to calculate the hip joint center in young non-pathologic asymptomatic adults with dual fluoroscopy as a reference standard. Annals of Biomedical Engineering. 44 (7), 2168-2180 (2016).
  23. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Foreman, K. B., Anderson, A. E. In-vivo quantification of dynamic hip joint center errors and soft tissue artifact. Gait and Posture. 50, 246-251 (2016).
  24. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Bo Foreman, K., Anderson, A. E. Soft tissue artifact causes underestimation of hip joint kinematics and kinetics in a rigid-body musculoskeletal model. Journal of Biomechanics. 108, 109890(2020).
  25. Atkins, P. R., et al. In vivo pelvic and hip joint kinematics in patients with cam femoroacetabular impingement syndrome: a dual fluoroscopy study. Journal of Orthopaedic Research. 38 (4), 823-833 (2020).
  26. Uemura, K., Atkins, P. R., Maas, S. A., Peters, C. L., Anderson, A. E. Three-dimensional femoral head coverage in the standing position represents that measured in vivo during gait. Clinical Anatomy. 31 (8), 1177-1183 (2018).
  27. Uemura, K., Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Hip rotation during standing and dynamic activities and the compensatory effect of femoral anteversion: An in-vivo analysis of asymptomatic young adults using three-dimensional computed tomography models and dual fluoroscopy. Gait and Posture. 61, 276-281 (2018).
  28. Atkins, P. R., et al. In vivo measurements of the ischiofemoral space in recreationally active participants during dynamic activities: a high-speed dual fluoroscopy study. American Journal of Sports Medicine. 45 (12), 2901-2910 (2017).
  29. Uemura, K., Atkins, P. R., Anderson, A. E. The effect of using different coordinate systems on in-vivo hip angles can be estimated from computed tomography images. Journal of Biomechanics. 95, 109318(2019).
  30. Kapron, A. L., et al. Accuracy and feasibility of dual fluoroscopy and model-based tracking to quantify in vivo hip kinematics during clinical exams. Journal of Applied Biomechanics. 30 (3), 461-470 (2014).
  31. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. In-vivo hip arthrokinematics during supine clinical exams: Application to the study of femoroacetabular impingement. Journal of Biomechanics. 48 (11), 2879-2886 (2015).
  32. Roach, K. E., et al. In vivo kinematics of the tibiotalar and subtalar joints in asymptomatic subjects: a high-speed dual fluoroscopy study. Journal of Biomechanical Engineering. 138 (9), 0910061-0910069 (2016).
  33. Roach, K. E., Foreman, K. B., Barg, A., Saltzman, C. L., Anderson, A. E. Application of high-speed dual fluoroscopy to study in vivo tibiotalar and subtalar kinematics in patients with chronic ankle instability and asymptomatic control subjects during dynamic activities. Foot and Ankle International. 38 (11), 1236-1248 (2017).
  34. Lenz, A. L., et al. Compensatory motion of the subtalar joint following tibiotalar arthrodesis: an in vivo dual-fluoroscopy imaging study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 102 (7), 600-608 (2020).
  35. Wang, B. Accuracy and feasibility of high-speed dual fluoroscopy and model-based tracking to measure in vivo ankle arthrokinematics. Gait and Posture. 41 (4), 888-893 (2015).
  36. Challis, J. H., Pain, M. T. G. Soft tissue motion influences skeletal loads during impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 36 (2), 71-75 (2008).
  37. Dumas, R., Jacquelin, E. Stiffness of a wobbling mass models analysed by a smooth orthogonal decomposition of the skin movement relative to the underlying bone. Journal of Biomechanics. 62, 47-52 (2017).
  38. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. Subject-specific patterns of femur-labrum contact are complex and vary in asymptomatic hips and hips with femoroacetabular impingement. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (12), 3912-3922 (2014).
  39. Fiorentino, N. M., et al. Soft tissue artifact causes significant errors in the calculation of joint angles and range of motion at the hip. Gait and Posture. 55, 184-190 (2017).
  40. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Subject-specific axes of rotation based on talar morphology do not improve predictions of tibiotalar and subtalar joint kinematics. Annals of Biomedical Engineering. 45 (9), 2109-2121 (2017).
  41. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Predicting tibiotalar and subtalar joint angles from skin-marker data with dual-fluoroscopy as a reference standard. Gait and Posture. 49, 136-143 (2016).
  42. Kolz, C. W., et al. Reliable interpretation of scapular kinematics depends on coordinate system definition. Gait and Posture. 81, 183-190 (2020).
  43. Kolz, C. W., et al. Age-related differences in humerothoracic, scapulothoracic, and glenohumeral kinematics during elevation and rotation motions. Journal of Biomechanics. 117, 110266(2021).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Cinem tica da Articula o do QuadrilCaptura ptica de MovimentoTomografia ComputadorizadaReconstru o TridimensionalColoca o de MarcadoresExporta o de Malha de Superf cieVisualiza o Cinem tica

Artigos relacionados