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Imagem 3D da Matriz Extracelular Hepática em Modelo de Esteatohepatite Não Alcoólica em Camundongos

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DOI:

10.3791/63106

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25 de fevereiro de 2022

 ,  ,  , 
1Gastroenterology and Hepatology, Stanford University

Neste artigo

Resumo

O presente protocolo otimiza os métodos de perfusão/decelularização hepática in situ e microscopia de dois fótons para estabelecer uma plataforma confiável para visualizar a dinâmica do remodelamento da matriz extracelular (MEC) durante a esteato-hepatite não alcoólica (EHNA).

Resumo

A esteatohepatite não alcoólica (EHNA) é a doença hepática crônica mais comum nos Estados Unidos, afetando mais de 70 milhões de americanos. A EHNA pode evoluir para fibrose e, eventualmente, para cirrose, um importante fator de risco para carcinoma hepatocelular. A matriz extracelular (MEC) fornece suporte estrutural e mantém a homeostase hepática via sinais matricelulares. A fibrose hepática resulta de um desequilíbrio no processo de remodelamento dinâmico da MEC e é caracterizada pelo acúmulo excessivo de elementos estruturais e alterações associadas nos glicosaminoglicanos. O padrão típico de fibrose da EHNA é chamado de "fio de galinha", que geralmente consiste em fibrose perissinusoidal/pericelular da zona 3, com base nas características observadas pela coloração tricrômico de Masson e pelo vermelho de Picrosirius. No entanto, essas técnicas tradicionais de imagem em lâminas de tecido fino bidimensional (2D) não podem demonstrar as alterações estruturais detalhadas da MEC tridimensional (3D), limitando a compreensão do remodelamento dinâmico da MEC na fibrose hepática.

O trabalho atual otimizou um protocolo rápido e eficiente para obter imagens da estrutura nativa da MEC no fígado via decelularização para enfrentar os desafios acima. Os camundongos foram alimentados com ração ou dieta fast-food por 14 semanas. A descelularização foi realizada após perfusão in situ da veia porta, e as técnicas de microscopia de dois fótons foram aplicadas para imagear e analisar as alterações na MEC nativa. As imagens 3D dos fígados normal e NASH foram reconstituídas e analisadas. A realização da decelularização in situ da perfusão e a análise do arcabouço por microscopia de dois fótons forneceram uma plataforma prática e confiável para visualizar o remodelamento dinâmico da MEC no fígado.

Introdução

A doença hepática gordurosa não alcoólica (DHGNA) é a doença hepática mais comum, afetando 20%-25% da população adulta. 25% dos pacientes com DHGNA evoluem para esteato-hepatite não alcoólica (EHNA), onde o risco de cirrose, insuficiência hepática e carcinoma hepatocelular aumenta1. Nos próximos 20 anos, estima-se que a EHNA será responsável por 2 milhões de mortes relacionadas ao fígado nos EUA2. Como não existem tratamentos aprovados, há uma necessidade urgente de decifrar os mecanismos que causam fibrose hepática em pacientes com EHNA e desenvolver tratamento direcionado3.

A matriz extracelular (MEC) é um microambiente dinâmico e complexo que exerce comunicação bidirecional com as células para regular a homeostasetecidual4. A MEC hepática é composta por elementos estruturais como proteoglicanos, colágenos, fibronectina, elastina e outras proteínas não estruturais (por exemplo, olfactomedina e trombospondina) para fornecer suporte físico e estrutural4.

A fibrose hepática é uma resposta crônica da cicatrização de feridas ao dano hepático de várias etiologias, incluindo a EHNA3. Resulta de um desequilíbrio no processo dinâmico de remodelamento da matriz da MEC e é caracterizada pelo excesso de proteínas estruturais no fígado lesado4. A fibrogênese depende da comunicação dinâmica célula-célula entre diferentes tipos de células hepáticas. As células estreladas hepáticas (CTHs), quando ativadas, diferenciam-se em células do músculo liso alfa 2 que expressam, migram e proliferam miofibroblastos como células e sintetizam proteínas da MEC como uma ação de fechamento da ferida. As CTHs ativadas são as células centrais produtoras de colágeno no fígado1.

O mecanismo molecular do remodelamento da MEC, os padrões de fibrose e sua relação com eventos celulares não estão claros. Um melhor entendimento da estrutura tridimensional (3D) da MEC ainda é necessário, embora técnicas de espectrometria de massa tenham ajudado a analisar a composição proteica da MEC4. Tradicionalmente, a coloração tricrômico de Masson, as colorações Picro Sirius Red e a imagem de segunda geração harmônica (SHG) têm sido realizadas em cortes bidimensionais (2D) finos do fígado. O padrão típico de fibrose da EHNA é denominado "fio de galinha", que se estende até a zona 3 e é fibrose perissinusoidal/pericelular5,6. No entanto, há uma carência de estudos enfocando a estrutura 3D do fígado nativo, particularmente aqueles que não envolvem secção tecidual. Abordagens de imagem robustas para identificar padrões e características da fibrose ao longo do remodelamento dinâmico da MEC na fibrose hepática fortaleceriam significativamente a compreensão dos mecanismos da EHNA e identificariam novos alvos terapêuticos.

Para enfrentar esses desafios, um protocolo rápido e eficiente foi otimizado para obtenção de imagens da MEC hepática nativa via decelularização7. A descelularização do fígado total é uma abordagem para remover o conteúdo celular hepático enquanto mantém a rede nativa de MEC 3D através da perfusão em detergente. Os camundongos foram alimentados com ração ou dieta fast-food (FFD) por 14 semanas. A decelularização foi realizada após perfusão in situ da veia porta com detergente neutro e baixo fluxo, para preservar estruturas de colágeno fibrilar triplo-helicoidal e nativo. A microscopia de dois fótons foi aplicada para analisar as alterações nas estruturas do colágeno na MEC. As imagens 3D da estrutura da MEC nativa em fígados normais e NASH foram reconstituídas e analisadas. A realização da decelularização da perfusão in situ e a análise do arcabouço por microscopia de dois fótons fornecem uma plataforma prática e acessível para visualizar o remodelamento dinâmico da MEC no fígado.

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Protocolo

Os experimentos com animais são realizados de acordo com os procedimentos experimentais aprovados pelos comitês institucionais de cuidados e uso de animais (IACUCs) da Universidade de Stanford e do Hospital de Assuntos de Veteranos em Palo Alto. Camundongos C57BL/6J machos de 6-8 semanas de idade foram alimentados com ração ou dieta fast-food suplementada com 4,2% de xarope de milho com alto teor de frutose (ver Tabela de Materiais) em água potável por 14 semanas5. Os camundongos foram mantidos em gaiolas padrão em um ciclo escuro/claro de 12 horas.

1. Preparo cirúrgico e procedimentos de perfusão hepática

  1. Pese o rato antes do procedimento.
  2. Anestesiar o rato administrando cetamina (90 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg) (ver Tabela de Materiais) através de uma injeção intraperitoneal. Certifique-se de que o mouse esteja totalmente anestesiado pelo pinçamento dos dedos dos pés antes de prosseguir para a próxima etapa.
    NOTA: O isoflurano não é necessário aqui, uma vez que esta é uma cirurgia de não-sobrevivência.
  3. Raspar a área ventral usando um cortador de cabelo e desinfetar a pele com etanol 70%. Coloque o mouse nas costas e imobilize as pernas na prancha cirúrgica com fita adesiva.
  4. Depois de reconfirmar a profundidade da anestesia por uma pinça nos dedos, use uma tesoura Mayo e pinça de Adson (ver Tabela de Materiais) para fazer uma incisão de 3 cm lateralmente no abdome inferior e, em seguida, uma incisão de 5 cm verticalmente do abdome baixo até o processo xifoide. Tenha cuidado para não abrir a cavidade torácica.
  5. Depois de abrir o peritônio, coloque suavemente os intestinos à esquerda do animal e eleve o lobo direito do fígado com um aplicador com ponta de Rayon (ver Tabela de Materiais) para expor a veia porta.
  6. Cateterizar a veia porta com cateter IV de 24 G. Introduzir o cateter na extremidade distal da veia porta. Coloque a ponta do cateter antes que a veia porta se ramifica para os lobos hepáticos.
  7. Retire a agulha imediatamente quando o cateter entrar na veia. Verifique se o cateter está corretamente posicionado dentro da veia perfundindo o fígado com PBS usando uma seringa de 1mL através do cateter.
    NOTA: Após a perfusão PBS, todos os lóbulos devem imediatamente embranquecer. Se o cateter for colocado corretamente, o sangue venoso fluirá rapidamente através do cateter.
  8. Utilizar micropinça Dumont, suporte para microagulha Castroviejo e sutura 4-0 (ver Tabela de Materiais) para colocar um ponto abaixo da ramificação da veia porta e um segundo ponto 1 cm abaixo para fixar o cateter.

2. Descelularização tecidual

  1. Conecte o cateter a um tubo de silicone (~1 m de comprimento, 3 mm de diâmetro interno e 4,1 mm de diâmetro externo) com um conector Luer. Conecte a tubulação de silicone a uma bomba peristáltica e a um reservatório contendo água deionizada (consulte a Tabela de Materiais).
  2. Remova cuidadosamente as bolhas de ar dentro do tubo e evite gerar novas bolhas durante a perfusão. Ajuste a bomba peristáltica em uma saída de fluxo de 0,2 mL/min (ou seja, 288 mL/24 h).
  3. Perfundir primeiro com água deionizada (~50 mL/rato) durante 2 h. A cor do fígado mudará de vermelho para amarelo durante a perfusão.
    OBS: O animal expirará após 10 minutos de perfusão.
  4. Troque a solução de perfusão para desoxicolato de sódio a 0,5% (m/vol) (DOC, ver Tabela de Materiais) e continue durante a noite (18 h, ~250mL/mouse). O fígado ficará esbranquiçado ao final da perfusão (Figura 1).
  5. Troque a solução de perfusão por água deionizada (~50 mL/mouse) e perfunda por 2 h.
  6. Use micropinças Dumont e tesouras de micromola (ver Tabela de Materiais) para coletar o fígado decelularizado e lavá-lo cuidadosamente em uma placa de Petri com PBS.
  7. Corte o tecido decelularizado em pequenos pedaços para aquisição imediata de imagens ou congele a -80 °C para análises bioquímicas adicionais, como espectrometria de massa em tandem, ELISA ou western blot.

3. Preparo da lâmina para obtenção de imagens (com microscópio multifóton/confocal de fluorescência)

  1. Transfira um pequeno pedaço de fígado decelularizado (<3 x 3 x 3 mm) para uma lâmina de microscópio e coloque o tecido no meio.
  2. Adicionar 10 μL de meio de montagem antifade (ver Tabela de Materiais) ao tecido com uma pipeta para evitar o ressecamento do tecido.
  3. Cubra o tecido com um vidro de cobertura e aplique uma pequena força para achatar a amostra. Selar as bordas do vidro da tampa com esmalte incolor e transparente (Figura 2).
    OBS: Devido à fixação dos dois fótons verticais através do microscópio, um vidro de cobertura foi utilizado na amostra. No entanto, as amostras podem ser colocadas de forma diferente se um microscópio invertido for usado.

4. Aquisição de imagens

  1. Coloque uma gota de óleo de imersão na parte superior do vidro da tampa e coloque a lâmina no suporte da lâmina do microscópio. Abaixe a objetiva de óleo de 20x até entrar em contato com o óleo de imersão.
  2. Mude para o canal violeta (405 nm), ligue o obturador e concentre-se na amostra. Navegue e posicione a área de interesse para geração de imagens. Desligue o obturador antes de passar para a aquisição de imagens usando luz laser.
  3. Mude para o controle do computador e inicie o laser de dois fótons. Ligue primeiro o laser de dois fótons (Figura 3A), depois ligue o controlador de laser de dois fótons (consulte Tabela de Materiais) e o obturador (Figura 3B,C). Certifique-se de que a potência de saída é superior a 2,5 W.
    Reduza a potência do laser para evitar a têmpera da fluorescência. Selecione e ajuste os detectores (fotomultiplicadores e híbridos) para acomodar os fluoróforos escolhidos.
    NOTA: Imagens de dois fótons foram realizadas em um comprimento de onda de excitação de 860 nm. Dois canais foram selecionados para imagens de SHG de colágeno e fluorescência excitada de dois fótons (TPEF), respectivamente. Um canal correspondente à faixa de comprimento de onda de 415-445 nm detectou a estrutura detalhada do colágeno a partir de sinais de SHG. Outro canal cobria a faixa de 465-669 nm para coletar sinais TPEF.
  4. Escolha aquisições de imagens simultâneas ou sequenciais. Ajuste o orifício para o valor mais alto. Ajuste os comprimentos de onda do laser, ganho, potência e deslocamento. Ajuste o tempo de permanência do pixel, o tamanho do pixel, a média e o zoom (Figura 4A).
  5. Role o z-controller do computador e defina as z-dimensions, defina os pontos de início e fim e escolha o número de imagens fornecidas dentro de um volume (z-stack). Adquirir imagens.
    NOTA: Aqui, um volume Z de 20 μm e um tamanho de passo Z de 1 μm foram escolhidos (Figura 4B).

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Resultados

As fibras colágenas foram detectadas com segunda geração harmônica e microscopia de dois fótons. O sinal é proveniente das estruturas frangíveis de colágeno fibrilar triplo-helicoidal e nativo. Não foram utilizados anticorpos específicos para analisar os subtipos de colágeno; no entanto, isso poderia ser adicionado à técnica de imagem.

Quando o tecido hepático é estudado sem descelularização, é difícil obter imagens de alta resolução da rede de colágeno (Figura 5A<...

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Discussão

O presente protocolo mostra que a decelularização através de uma perfusão in situ de COD de baixa taxa de fluxo preserva as estruturas frangíveis de colágeno fibrilar triplo-helicoidal e nativo, fornecendo uma plataforma confiável e econômica para capturar o remodelamento dinâmico da MEC na fibrose hepática da EHNA. Embora a descelularização tenha sido realizada em fígados normais e fibróticos antes da identificação dos componentes da MEC ou da geração de scaffolds biológicos para cultura celular, a dinâmica do ...

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Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse referentes a este artigo.

Agradecimentos

Agradecemos ao Hyesuk Park pela ajuda técnica. Esta pesquisa foi apoiada pelo financiamento do Instituto Nacional de Diabetes e Doenças Digestivas e Renais (NIDDK), NIH (R01 2DK083283, para NJT), o Instituto Nacional de Envelhecimento (NIA), NIH (1R01AG060726, para NJT). Agradecemos a Jon Mulholland e Kitty Lee, do Cell Sciences Imaging Facility do Beckman Center, pela assistência técnica com a imagem de microscopia de dois fótons.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
4-0 MONOCRYL UNDYED 1 x 18" P-3MONOCRYLY494G
4-0 suturafisher scientific10-000-649https://www.fishersci.com/shop/products/monomid-nylon-non-absorbable-sutures-7/10000649?keyword=true
AnaSed Injection (xilazina)AnaSedNDC 59399-110-20este medicamento para uso por ou por ordem de um veterinário licenciado.
BD INSYTE AUTOGUARD I.V. CATETER COM TECNOLOGIA BCBD
Chow dietEnvigo# 2918Dieta de controle. Uma fórmula fixa, dieta não autoclavável fabricada com ingredientes de alta qualidade e projetada para apoiar a gestação, lactação e crescimento de roedores.
Dieta de fast-food (AIN76A Dieta Ocidental)Testede Dieta 1810060https://www.testdiet.com/cs/groups/lolweb/@testdiet/documents/web_content/mdrf/mdux/~edisp/ducm04_051601.pdf
Kit de Coloração de Hematoxilina e EosinavectorlabsH-3502https://vectorlabs.com/hematoxylin-and-eosin-stain-kit.html
Kent Scientific Kit Cirúrgico de Ratofisher scientific13-005-205https://www.fishersci.com/shop/products/rat-surgical-kit/13005205#?keyword=mouse%20surgery%20kit
INJEÇÃO DE CLORIDRATO DE CETAMINAVedcoNDC 50989-996-06 - frasco de 10 mL.KetaVed foi clinicamente estudado em primatas subumanos, além das espécies listadas em Administração e Dosagem.
Leica SP5 vertical Confocal, multifótonConector LeicaSP5
Luer (torneira de três vias com SPIN-LOCK®)bbraunD300https://www.bbraunusa.com/en/products/b0/three-way-stopcockwithspin-lock.html
Kit de Mancha Vermelha PicrosiriusPolysciences, Inc.24901https://www.polysciences.com/default/picrosirius-red-stain-kit-40771
aplicador com ponta de rayonpuritano25-806 1PR
Desoxicolato de sódiosigmaaldrichD6750-100G
Xaropewww.target.com24 fl ozhttps://www.target.com/p/pancake-syrup-24-fl-oz-market-pantry-8482/-/A-13007801
Bomba Peristáltica de Velocidade VariávelINTLLABBT100https://www.amazon.com/gp/product/B082K97W5W/ref=ox_sc_saved_title_2?smid=A12NUUP87ZRRAR&psc=1
VECTASHIELD Meio de Montagem AntifadevectorlabsH-1000-10https://vectorlabs.com/vectashield-mounting-medium.html
382612

Referências

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