Artigo de método

Infarto do Miocárdio por implantação de bobina de embolização percutânea em um modelo de suíno

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DOI:

10.3791/63172

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4 de novembro de 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

* These authors contributed equally

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Resumo

Os modelos animais de infarto do miocárdio (MI) que emulam o processo natural da doença em humanos são cruciais para entender mecanismos fisiodicos e testar a segurança e eficácia de novas terapias emergentes. Aqui, descrevemos um modelo de suíno MI criado pela implantação de uma bobina de embolização percutânea.

Resumo

O infarto do miocárdio (MI) é a principal causa de mortalidade em todo o mundo. Apesar do uso de tratamentos baseados em evidências, incluindo revascularização coronária e drogas cardiovasculares, uma proporção significativa de pacientes desenvolve remodelagem patológica de esquerda-ventricular e insuficiência cardíaca progressiva após o MI. Portanto, novas opções terapêuticas, como terapias celulares e genéticas, entre outras, foram desenvolvidas para reparar e regenerar o miocárdio ferido. Nesse contexto, os modelos animais de MI são cruciais na exploração da segurança e eficácia dessas terapias experimentais antes da tradução clínica. Grandes modelos animais, como suínos, são preferidos em vez dos menores devido à alta semelhança dos corações suínos e humanos em termos de anatomia da artéria coronária, cinética cardíaca e o processo de cura pós-MI. Aqui, pretendemos descrever um modelo MI em suíno por implantação permanente de bobina. Resumidamente, compreende uma canulação da artéria coronária seletiva percutânea através do acesso femoral retrógrado. Após a angiografia coronariana, a bobina é implantada no ramo alvo sob orientação fluoroscópica. Finalmente, a oclusão completa é confirmada pela repetida angiografia coronária. Essa abordagem é viável, altamente reprodutível, e emula a patogênese do MI não revascularizado humano, evitando a tradicional cirurgia de peito aberto e a inflamação pós-operatória subsequente. Dependendo do tempo de acompanhamento, a técnica é adequada para modelos MI agudos, sub agudos ou crônicos.

Introdução

O infarto do miocárdio (MI) é a causa mais prevalente de mortalidade, morbidade e incapacidade em todo o mundo1. Apesar dos avanços terapêuticos atuais, uma proporção significativa de pacientes desenvolve remodelagem ventricular adversa e insuficiência cardíaca progressiva após o MI, resultando em prognóstico ruim devido à disfunção ventricular e morte súbita 2,3,4. Novas opções terapêuticas para reparar e/ou regenerar miocárdio ferido estão, portanto, sob escrutínio, e modelos translacionais de animais MI são cruciais para testar sua segurança e eficácia. Embora vários modelos tenham sido usados para pesquisas cardiovasculares, incluindo ratos 5,6, camundongos 7,8, cães9 e ovelhas10, os porcos são uma das melhores opções para modelar estudos de isquemia cardíaca devido à sua alta semelhança com os humanos em termos de tamanho cardíaco, anatomia da artéria coronária, cinética cardíaca, fisiologia, metabolismo e o processo de cura pós-MI 11, 12,13,14,15.

Nesse contexto, muitas abordagens abertas e percutâneas estão disponíveis para desenvolver modelos de suínos MI. A abordagem de peito aberto envolve um procedimento de toracotomia lateral esquerda e é útil na realização de ligadura arterial coronária cirúrgica16,17, crio-lesão criocárdia do miocárdio, cauterização12 e colocação da artéria coronária de um oclundo hidráulico18 ou um constritorameróide 19, entre outros. A oclusão coronária cirúrgica tem sido amplamente utilizada para testar novas opções terapêuticas, como engenharia de tecido cardíaco e terapia celular, pois permite amplo acesso e avaliação visual do coração; no entanto, em contraste com o MI humano, pode resultar em aderências cirúrgicas, cicatrizes adjacentes e inflamação pós-operatória17. A crio-lesão e a cauterização do miocárdio são técnicas facilmente reprodutíveis, mas não reproduzem a progressão fisiopatofológica do MI observada em humanos12. Por outro lado, várias técnicas percutâneas foram desenvolvidas para produzir bloqueio coronário temporário ou permanente. Estes compreendem a ablação de etanol transcoronário ou intracoronário 20,21, oclusão por angioplastia de balão22, ou entrega de materiais trombogênicos como contas de gelde agarose 23, misturas fibrinogênicas 9 ou embolização de bobina17,24. Embora a angioplastia de balão seja mais adequada para estudos de isquemia/reperfusão, a implantação da bobina coronária é uma das melhores opções para modelar MI não revascularizada. Esta abordagem percutânea é viável, consistentemente reproduzível, e evita cirurgias de peito aberto. Permite o controle preciso da localização do infarto e resulta em fisiopatologia semelhante à de um IM não reperfusão humano. Além disso, a embolização da bobina é adequada para modelagem de MI aguda, sub-aguda ou crônica; insuficiência cardíaca congestiva crônica; ou doença valvular17.

O presente protocolo tem como objetivo descrever como desenvolver um modelo de suíno MI por implantação permanente de bobina. Resumidamente, compreende uma canulação da artéria coronária seletiva percutânea através do acesso femoral retrógrado. Após a angiografia coronariana, uma bobina é implantada na artéria do ramo alvo sob orientação fluoroscópica. Finalmente, a oclusão completa é confirmada pela repetida angiografia coronária.

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Protocolo

Este estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética da Unidade de Experimentação Animal do Instituto alemão trias i Pujol de Pesquisa em Saúde (IGTP) e autoridades governamentais (Generalitat de Catalunya; Código: 10558 e 11208), e cumpre todas as diretrizes relativas ao uso de animais em pesquisa e ensino conforme definido pelo Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório25.

1. Preparação pré-procedimentol dos animais

  1. Use porcos landrace x grandes brancos (30-35 kg) de ambos os sexos.
  2. Mantenha os animais em estado de jejum por 12 horas antes do procedimento.

2. Sedação, anestesia e analgesia

  1. Sedar o animal com injeção intramuscular (IM) de cetamina (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) e dexmedetomidina (0,03 mg/kg). Espere por aproximadamente 10-15 min.
  2. Uma vez que o porco esteja sedado, ventile-o com uma mistura de oxigênio (90-100%)-isoflurane (1-2%) e uma máscara facial para garantir a sedação ideal.
  3. Coloque pomada veterinária nos olhos do porco para evitar o ressecamento.
    NOTA: Repita a cada 20 minutos.
  4. Coloque por via intravenosa (IV) um cateter de 20 G em uma veia lateral do ouvido. Administrar propofol (1-2 mg/kg) para induzir anestesia.
  5. Uma vez que o porco não tenha reflexo de deglutição, entuba o animal usando um tubo endotraqueal (tamanho 6.5-7.0 para 30-35 kg).
    NOTA: Ajuste o tamanho do tubo endotraqueal de acordo com o tamanho do porco. A intubação deve ser realizada rapidamente para evitar um plano anestésico mais profundo e apneia prolongada.
  6. Administrar buprenorfina IV (0,01 mg/kg) para analgesia intracir cirúrgica. Use um patch transdérmico de fentanil (100 μg/h) para analgesia pós-operatória.
    NOTA: O patch de fentanil é aplicado na pele inguinal, e está ativo por 72 horas para limitar a dor pós-operatória. Seu efeito farmacológico não começa imediatamente após a entrega, assim aplicá-lo antes de iniciar o procedimento.
  7. Realize a máscara de vias aéreas unit-ventilada (20 inflações/min) durante o transporte do suíno para a sala de radiologia intervencionista vascular (VIR).
  8. Conecte o tubo endotraqueal à máquina de anestesia equipada com um sensor de vias aéreas e gravação de capnografia.
  9. Inicie a ventilação de pressão positiva mecânica com FiO2 0,50, utilizando um volume de maré de 10 mL/kg e uma frequência de 16-20 respirações/min. Manter a anestesia com isoflurane (1-3%).
    NOTA: Para confirmar o plano anestésico cirúrgico correto, o animal não deve ser ressurgindo espontaneamente nem ter reflexos de luz córnea ou pupilar.

3. Monitoramento hemodinâmico e preparação da área cirúrgica

  1. Coloque o animal sobre a mesa de operação na posição supina e fixe os membros na mesa com fita ou curativo.
  2. Coloque sondas de eletrocardiograma (ECG) subcutâneas nas extremidades do animal para registrar alterações no segmento ST, ondas T e frequência cardíaca durante o procedimento experimental.
  3. Coloque um oxímetro de pulso na língua ou um canto do lábio do animal e o manguito de pressão não invasivo no membro dianteiro.
  4. Meça a temperatura retal/esofágica com uma sonda.
  5. Limpe a área femoral direita com sabão cirúrgico seguido de solução antisséptica alternada de povidona-iodo e álcool 3 vezes em condições estéreis.
  6. Certifique-se de que o cirurgião realiza lavagem das mãos cirúrgicas e usa um vestido estéril e luvas estéreis.
  7. Cubra o animal com uma cortina cirúrgica estéril.
  8. Prepare e lave com solução salina heparinizada a agulha, uma bainha vascular de 6F, um fio de ponta J de 0,035 polegadas, um cateter de 90 cm de comprimento JR4 de 6F, um fio-guia de 0,014 polegadas de 200 cm, um microcateter interno de 150 cm de comprimento/0,017 polegadas de diâmetro interno e o kit de injeção média de contraste.

4. Acesso vascular

  1. Puna a artéria femoral direita através de uma abordagem percutânea com punção guiada por ultrassom. Localize a bifurcação entre a artéria femoral superficial e a artéria femoral profunda.
  2. Posicione o transdutor de 2-3 cm proximal à bifurcação, na artéria femoral comum, e alinhe o centro do transdutor com a artéria femoral comum.
  3. Posicione a agulha no centro do transdutor e perfure a artéria em uma angulação de aproximadamente 45°. Posteriormente, insira uma baá vascular de 6F utilizando a técnica seldinger modificada26.
    NOTA: Em caso de espasmo significativo ou hematoma, cruze para a artéria femoral contralateral.
  4. Lave os cateteres com solução salina heparinizada. (5000 UI heparina não fraced/1000 mL de 0,9% NaCL).
  5. Administrar heparina através da baia (300 UI/kg).

5. Angiografia coronária

  1. Insira o fio de ponta J no cateter guia JR4 e avance o fio através da baia na aorta ascendente e, em seguida, coloque o cateter sobre a superfície valvular.
  2. Remova o fio e conecte o cateter ao sistema de injeção. Purgar todo o sistema.
  3. Sob fluoroscopia, engaje o cateter na artéria coronária principal esquerda e injete 10 mL de meio de contraste iodinaado para visualizar o sistema coronário esquerdo (Figura 1A, C).
    NOTA: É importante garantir que a forma de onda de pressão arterial não seja amortecido antes de injetar para evitar o risco de dissecção coronária.
  4. Realize angiogramas em duas vistas ortogonais: projeções anteriores oblíquas 40° e direita anterior oblíqua 30°.
  5. Avance um fio-guia de 0,014 polegadas pré-montado no microcateter para a artéria coronária anterior inferior (LAD) ou dítala esquerda circunflexa (LCX) sob orientação fluoroscópica.

6. Implantação de bobina

  1. Sob orientação fluoroscópica, avance o microcateter através do fio até o local desejado onde o implante de bobina deve ser implantado. No caso da oclusão LAD, coloque a bobina distal no primeiro ramo diagonal, e para LCX, coloque a bobina distal no primeiro ramo marginal.
    NOTA: As abordagens proximais (antes dos primeiros ramos diagonais ou primeiros marginais) têm taxas de sobrevivência muito baixas.
  2. Remova o fio e selecione a bobina.
    NOTA: É importante selecionar o tamanho e o comprimento da bobina ideal. Uma bobina pequena ou curta pode não se posicionar bem no lúmen do vaso e tem um risco muito alto de migração distal devido a injeções de contraste ou espontâneas, resultando em menor tamanho de infarto. Uma bobina grande ou longa pode prolapso proximal ao vaso e produzir um infarto maior do que o desejado. A escolha da bobina correta é especialmente importante se forem usadas bobinas não detectáveis, pois não podem ser removidas. O tamanho ideal é 1-2 mm maior do que o lúmen do vaso a ser embolizado, e o comprimento entre 20-60 mm é geralmente adequado para porcos de 30-40 kg.
  3. Entregue a bobina via microcateter e injete lentamente 5 mL de meio de contraste iodinado sob fluoroscopia para visualizar a posição correta da bobina.
  4. Remova o microcateter dentro do cateter guia e coloque o guia em um galho lateral para realizar injeções de controle e para garantir o acesso à artéria no caso de uma segunda bobina precisar ser implantada.
  5. Aguarde que a bobina trombose e oclui a artéria.
    NOTA: Quando a artéria está ocluída, podem ser observadas alterações no eletrocardiograma. Outra maneira de verificar a oclusão arterial completa é realizar injeções lentas de contraste iodinado a cada 10 minutos (Figura 1B, D). Se a artéria não ocluir dentro de 20-30 min, pode ser necessário outro implante de bobina.

7. Fim do procedimento

  1. Uma vez que a artéria esteja ocluída, administre uma infusão intravenosa contínua de lidocaína (50-100 μg/kg/min) por pelo menos 1 h para evitar episódios arrítmicos.
  2. Realize um angiograma para garantir que não haja fluxo distal para a oclusão.
  3. Remova o fio, o microcateter e o cateter orientador.
  4. Retire a baia e realize a compressão manual por 20 minutos.

8. Procedimento pós-operatório e recuperação animal

  1. Monitore o animal até que ele esteja totalmente recuperado, usando ECG, temperatura retal, oximetria de pulso e capnografia.
    NOTA: Em caso de arritmias ventriculares, administre um bolus de lidocaína (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Administre uma injeção de IM de tulatromicina (2,5 mg/kg) como terapia profilática pós-operatória. Para analgesia pós-cirúrgica, um patch de fentanil transdérmico é administrado antes do procedimento cirúrgico (etapa 2.6).
  3. Desligue o isoflurane e mantenha a ventilação mecânica até que o animal comece a respirar espontaneamente.
  4. Quando o porco recuperar o reflexo de engolir, remova o tubo endotraqueal. NOTA: Verifique se o animal tem um bom SpO2 (mais de 95%) antes e depois da extubação.
  5. Transporte o animal para uma gaiola individual. Posicione o animal sobre um cobertor de água quente e cubra-o com uma cortina térmica para evitar hipotermia pós-cirúrgica.
    NOTA: Não devolva o porco à companhia de outros animais até que ele esteja totalmente recuperado.
  6. Monitore o animal até que ele recupere a consciência suficiente para manter a recumbência severa.

9. Avaliação e monitoramento da dor pós-operatória

  1. Durante o acompanhamento pós-cirúrgico, monitore a condição geral dos animais, incluindo a taxa respiratória, ingestão de alimentos e água, atividade e interação com os demais indivíduos, aparência e coloração da pele, e a evolução da ferida cirúrgica.
  2. Aplique um protocolo diário de supervisão de acordo com os seguintes critérios de pontuação: - Peso:
    0: Normal
    1: <10% de perda de peso
    2: 10-20% de perda de peso
    3:> perda de peso de 20%

    - Condição corporal:
    0: Bom: vértebras não proeminentes, ossos pélvicos ou espinhais
    2: Regular: evidência de segmentação espinhal, ossos pélvicos palpáveis
    3: Emaciação: esqueleto extremamente marcado, pouca ou nenhuma carne para cobrir

    - Comportamento:
    0: Normal: Ativo e interativo em seu ambiente
    1: Leve declínio na atividade e menos interativo
    2: Anormal: declínio pronunciado na atividade, isolado
    3: Anormal: Imóvel ou hiperatividade, possível automutilação

    - Aparência física:
    0: Normal: pele/cabelo brilhante e olhos brilhantes
    1: Desaparece o embalsamamento, pele/cabelo sem brilho
    2: Pele pobre/secreções nasais
    3: Pele pobre, postura anormal ou curvada

    - Transtornos comportamentais:
    0: Nenhum
    1: Incapacidade de se mover normalmente
    2: Incapaz de alcançar alimentos/bebidas, isolados de outros animais
    3: Intenção de ocultar/canto, não responde a estímulos (morrendo)

    - Sinais clínicos:
    0: Nenhum
    1: Hipotermia, febre, insuficiência respiratória leve
    2: Infecção da ferida cirúrgica, insuficiência respiratória moderada com secreções muco-sangrentas
    3: Insuficiência cardíaca, insuficiência respiratória grave (cianose, boca aberta)

    Pontuação:
    - 1-5: Supervisionar os animais uma vez por dia.
    - 6-12: Providencie terapia de apoio, se necessário.
    - Qualquer animal com pontuação de 3 em qualquer um dos parâmetros acima ou com pontuação total >12 será eutanizado.

    NOTA: Os animais devem ser monitorados diariamente pela equipe de cuidados com os animais e duas vezes por semana pela equipe de pesquisa e veterinária.
  3. Embora não sejam esperadas dor e angústia do procedimento, se algum animal apresenta sinais de dor, faça terapia analgésica (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, diariamente). Se algum animal não responder à medicação analgésico e mostrar sinais de dor crônica (probabilidade muito baixa), eutanize o animal com uma overdose anestésica (tiopental de sódio, IV, 200 mg/kg).
  4. Se a ferida cirúrgica apresenta sinais de infecção (baixa probabilidade) apesar da antibióticoterapia administrada, trate a ferida diariamente e inicie um novo regime antibiótico (sulfato cefquinome, IM, 2 mg/kg, diariamente).

10. Método de eutanásia

  1. Sob sedação e anestesia anteriores, como descrito anteriormente, administrar uma overdose de tiopental de sódio iv (200 mg/kg).
  2. Confirmar parada cardiorrespiratória e morte por meio do monitoramento de sinais vitais (eletrocardiograma, pressão arterial, capnografia).

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Resultados

Taxas de sobrevivência e localização do MI
Cinquenta e sete suínos foram submetidos à implantação de bobina coronária no ramo marginal LCX (n = 25; 12 fêmeas e 13 machos) ou no LAD entre o primeiro e o segundo ramos diagonais (n = 32; 16 fêmeas e 16 machos) da artéria coronária e foram acompanhados por 30 dias. A taxa de sobrevivência dos animais submetidos a um MI no ramo marginal LCX foi de 80% (n = 20). Três suínos morreram como resultado de complicações fatais relacionadas ao bloco atrioventricula...

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Discussão

Uma bobina implantada em uma artéria coronária fornece um modelo mi pré-clínico não reperfusado reproduzido e consistente em suínos que pode ser usado para desenvolver e testar novas estratégias terapêuticas cardiovasculares.

Em nossas mãos, a mortalidade no seguimento foi de 19% relacionada a complicações de MI, principalmente nas primeiras 24h do procedimento. Todos esses óbitos estão relacionados com a história natural do MI não reperfusado e foram os resultados primários do estudo. Um dos ...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar

Agradecimentos

Expressamos nossa gratidão ao Centro de Medicina Comparada e Bioimagem da Catalunha (CMCiB) e aos funcionários por sua contribuição para a execução do modelo animal. Este trabalho contou com o apoio do Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), da Sociedad Española de Cardiología e da Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Este trabalho também foi financiado pelos projetos Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] e CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], como parte do Plano Nacional de I+D+I, e cofinanciado pelo ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe foi apoiado por uma bolsa da Sociedade Espanhola de Cardiologia (Madrid, Espanha).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
6-F JR4 0-71"cateter-guiaMedtronicLA6JR406F JR4 90 cm Cateter-guia
Adrenalina 1 mg/mLB.BraunCódigo Nacional (NC). 602486Adrenalina
Atropina 1 mg/mLB.BraunNC. 635649Atropina
BetadineMylanNC. 694109-1Solução de iodopovidona
Bupaq 0,3 mg/mLRichter Pharma AG578816.6Buprenorfina
Dexdomitor 0,5 mg/mLOrion PharmaNC. 576303.3Dexmedetomidina
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulatromicina
EMERALD GuidewireCordis502-585Fio com ponta em J de 0,035 polegadas
Desfibrilador externoDigiCareCS81XVETDesfibrilador
externo manualFendivia 100 µ g/hTakedaNC. 658524.5Adesivo transdérmico de fentanil
Fio-guia Introdutor Agulha 18 G x 7 cmArgônioGWI1802Agulha introdutora
Heparina 1%ROVINC. 641647.1Heparina
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0.014 polegadas 200 cm Fio-guia
IsoFloZoetis50019100Isoflurano
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7Cetamina
Lidocaína 50 mg/mLB.BraunNC. 645572.2Lidocaína
MD8000vetMeditech EquipmentMD8000vetMonitor multiparamétrico
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Duplo Ended.Aço Inoxidável.6F.16MeritPSI-6F-11-0356F Bainha vascular
Propovet Multidose, 10 mg/mLZoetisNC. 579742.7Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1ROBoston ScientificM001181370150 cm de comprimento com diâmetro interno de 0,017 polegadas Microcateter
RuschelitTeleflex112482Tubo endotraqueal com balão (#6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000Bolsa para máscara de vias aéreas unidade de ventilação (AMBU)
Vasofix 20 GB.Braun426909820 G Cânula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mLGeneral Electrics1177612Meio de contraste iodado
VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mmBoston ScientificM0013822030Coil
WATO EX-35MindrayWATO Máquina de anestesia EX-35Vet

Referências

  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71(2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30(2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464(2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417(2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113(2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137(2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984(2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

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Errata


Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

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