Artigo de método

Ferramentas para tratamento superficial de microeletroletos intracorticais planar de silício

1.7K vistas

⸱

DOI:

10.3791/63500

⸱

8 de junho de 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University, 2Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 3Department of Bioengineering, The University of Texas at Dallas

Neste artigo

Resumo

O presente protocolo descreve ferramentas para o manuseio de microeletroletos intracorticais planar de silício durante os tratamentos para modificação superficial via deposição de gás e reações de soluções aquosas. A montagem dos componentes utilizados para manusear os dispositivos durante todo o procedimento é explicada detalhadamente.

Resumo

Microeletrões intracorticais possuem grande potencial terapêutico. Mas eles são desafiados com redução significativa de desempenho após modestas durações de implantação. Um contribuinte substancial para o declínio observado é o dano ao tecido neural proximal ao implante e resposta neuroinflamatória subsequente. Os esforços para melhorar a longevidade do dispositivo incluem modificações químicas ou aplicações de revestimento na superfície do dispositivo para melhorar a resposta do tecido. O desenvolvimento desses tratamentos superficiais é tipicamente concluído usando sondas "manequim" não funcionais que não possuem os componentes elétricos necessários para a aplicação pretendida. A tradução para dispositivos funcionais requer consideração adicional dada a fragilidade dos arrays de microeletrodos intracorticais. Ferramentas de manuseio facilitam muito os tratamentos superficiais para dispositivos montados, particularmente para modificações que requerem longos tempos processuais. As ferramentas de manuseio descritas aqui são utilizadas para tratamentos superficiais aplicados via deposição em fase de gás e exposição aquosa de soluções. A caracterização do revestimento é realizada utilizando elipsometry e espectroscopia de fotoeletrões de raios-X. Uma comparação das gravações de espectroscopia de impedância elétrica antes e depois do procedimento de revestimento em dispositivos funcionais confirmou a integridade do dispositivo após a modificação. As ferramentas descritas podem ser prontamente adaptadas para dispositivos eletrodos alternativos e métodos de tratamento que mantenham a compatibilidade química.

Introdução

Os dispositivos neuroprostéticos visam restaurar as habilidades sensoriais e motoras prejudicadas ou ausentes em uma ampla gama de populações de pacientes, incluindo aqueles com lesão medular, Esclerose Lateral Amiotrófica (ELA), paralisia cerebral e amputações 1,2,3. Microeletrodes intracorticais (IMEs) podem estabelecer uma via de comunicação entre neurônios corticais e os dispositivos usados para controlar a neuroprótese. Uma vantagem distinta dos microeletrodos intracorticais é sua capacidade de registrar sinais neurais na alta resolução espacial e temporal, que é preferida para processamento e controle subsequente de sinais de interfaces cérebro-computador 4,5. Infelizmente, o desempenho das microeletragens intracorticais reduz drasticamente em meses para um ano após a implantação 2,6,7,8. A perda de qualidade e estabilidade do sinal afeta negativamente a aplicação da tecnologia.

Um contribuinte significativo para o declínio de desempenho observado é a resposta biótica aos danos teciduais associados à implantação e à neuroinflamação crônica 9,10,11. A implantação de IMEs inflige danos no tecido cerebral, resultando na liberação de moléculas de sinalização que iniciam cascatas de processos reacionários de defesa celular. O interligamento crônico exacerba a resposta do corpo estranho, levando à neuroinflamação sustentada que danifica o tecido proximal ao dispositivo; muitas vezes reconhecidos como sintomas de neuroinflamação, cicatrizes e neurodegeneração local contribuindo para o declínio do registro da qualidade do sinal 12,13,14,15. Compreendendo um denso conglomerado de astrócitos com microglia ativada e macrófagos, a cicatriz que encapsula o eletrodo cria um ambiente local desfavorável com redução do transporte material e acúmulo local de fatores inflamatórios 16,15,16,17,18.

Muitos estudos descreveram a resposta do cérebro a microeletrodos intracorticais ou abordagens para mitigar a resposta7. A pesquisa e o desenvolvimento para melhorar a resposta tecidual envolveram uma série de estratégias, incluindo modificações na estrutura geral, topologia superficial, materiais e aplicação de revestimentos. Esses esforços visam minimizar os danos sofridos a partir do evento de implantação, introduzir uma interface mais favorável entre o dispositivo e as células proximais, ou reduzir a tensão tecidual após o implantedos dispositivos 7. Métodos especificamente voltados para a resposta biológica crônica levaram a vários revestimentos bioativos que visam estabilizar o local de implantação e promover quimicamente a saúde celular. Exemplos incluem polímeros condutores como poli (etileno dioxythiophene) (PEDOT)19,20, nanotubosde carbono 21, hidrogéis22 e a adição de moléculas bioativas e drogas para atingir processos celulares específicos 23,24,25. Nosso grupo de pesquisa, em particular, explorou muitos mecanismos para promover a redução da resposta inflamatória aos microeletrodos implantados, incluindo, mas não se limitando a, minimizar o trauma associado à implantação do dispositivo26, minimizando a incompatibilidade de dispositivo/rigidez tecidual 27,28,29,30,31,32, otimizando a esterilização procedimentos34,35, reduzindo o estresse/dano oxidativo 28,36,37,38,39,40,41,42, explorando materiais eletrodos alternativos43, e imitando a nanoarestares da matriz extracelular natural 44,45,46 . Interesse recente é o desenvolvimento de revestimentos biomiméticos de superfície para mitigar a resposta neuroinflamatória na interface tecidual microeletrodes diretamente39.

A modificação da interface oferece o benefício único de direcionar diretamente a ferida e o tecido proximal necessário para a gravação do sinal. Um tratamento superficial que promova a cura sem exacerbar a resposta imune pode beneficiar a vida útil do registro de qualidade e remover limitações na realização do potencial terapêutico e de pesquisa de microeletros intracorticais. O trabalho apresentado detalha métodos para a aplicação de tratamentos superficiais em matrizes de microeletrodos que requerem tempos de reação prolongados, acomodando a fragilidade dos dispositivos. A técnica apresentada destina-se a compartilhar métodos de modificação de superfície em dispositivos funcionais onde o dispositivo não pode ser manuseado durante toda a aplicação do tratamento. As ferramentas são apresentadas para o manuseio de sondas manequim não funcionais e matrizes de microeletrodos planar de silício funcionais.

A abordagem apresentada para modificar a superfície do eletrodo permite a suspensão segura de sondas manequim não funcionais ou conjuntos funcionais de eletrodos planar de silício para deposição em fase de gás e reação com soluções aquosas. Várias peças impressas em 3D são usadas para lidar com esses dispositivos frágeis (Figura 1 e Figura 2). Um exemplo é fornecido de um procedimento que utiliza etapas de fase de gás e solução para a modificação da superfície com um revestimento antioxidativo envolvendo a imobilização da porfirina Mn(III)tetrakis (ácido 4-benzoico) (MnTBAP). MnTBAP é uma metalloporfirina sintética que possui propriedades antioxidantes com mediação demonstrada de inflamação47,48. O exemplo fornecido em matrizes funcionais de eletrodos planar de silício valida uma atualização para um protocolo previamente relatado para dispositivos não funcionais40. A adaptação de uma técnica de deposição de fase de gás da Munief et al. suporta a compatibilidade do protocolo com eletrodos funcionais49. A deposição da fase gasosa é utilizada para amina funcionalizar a superfície em preparação para a reação aquosa envolvendo a química do crosslinker carbodiimide para imobilizar o MnTBAP ativo. A metodologia de manuseio desenvolvida aqui é fornecida como uma plataforma que pode ser modificada para acomodar outros revestimentos e dispositivos similares.

O protocolo ilustra a abordagem usando sondas manequim não funcionais que compreendem uma haste de silício e uma guia impressa em 3D com dimensões semelhantes às matrizes funcionais de eletrodos planar de silício. A embalagem do conector do dispositivo é considerada análoga à guia impressa 3D da sonda manequim não funcional na instrução fornecida.

figure-introduction-1
Figura 1: Peças impressas em 3D para manuseio de dispositivos funcionais durante a deposição em fase de gás em um desiccator a vácuo. (A) A base da estrutura inclui suportes para quadrados de silício de amostra de 1 cm x 1 cm (seta superior) e orifícios para fixação na placa desiccator (seta inferior). (B) A placa é usada para fixar a suspensão dos dispositivos. Daqui em diante, cada peça desta figura será referida como peça 1A ou 1B. Barra de escala = 1 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-introduction-2
Figura 2: Peças impressas em 3D para manuseio de dispositivos funcionais para a reação superficial que ocorre na solução aquosa. (A) Peça guia a ser colada à tampa da placa de cultura. (B) Peças benchtop usadas para estabilizar peças (C) e (D) durante a montagem. (C) e (D) juntos fixam a suspensão dos dispositivos para colocação na placa do poço, e (E) segura ainda mais as peças (C) e (D) na tampa da placa do poço. A partir de agora, as peças individuais em cada painel desta figura serão referidas como números de peça correspondentes ao número do painel desta figura. Barra de escala = 1 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os arquivos de codificação para impressão 3D são fornecidos em Arquivos de Codificação Suplementar 1-16. A análise fornecida nos resultados representativos é descrita utilizando matrizes de eletrodos planar de silício funcionais adquiridos comercialmente (ver Tabela de Materiais).

1. Montagem de manuseio para deposição em fase de gás em um desiccador a vácuo

NOTA: O aparelho montado para manusear e segurar dispositivos durante a deposição em fase de gás é mostrado na Figura 3. As etapas 1.1-1.8 descrevem o procedimento necessário para colocar os dispositivos no aparelho para deposição (Figura 4A).

figure-protocol-1
Figura 3: Montagem de peças impressas em 3D para manuseio de dispositivos funcionais durante a deposição em fase de gás. O conjunto é retratado sem amostras a serem revestidas. Parafusos e porcas de asa são usados para fixar peças 1A e 2B juntas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-2
Figura 4: Imagem de montagem e colocação de amostras a serem revestidas. Este esquema descreve o manuseio de dispositivos funcionais durante a deposição em fase de gás, assegurado dentro de um dessecador de vácuo. (A) Fita de poliimida de duas faces colocada na peça 1A e fita de espuma colocada em dispositivos 1B. (B) fixados na fita. (C) Parafusos e porcas de asa são usados para fixar peças 1B a 1A, e o conjunto é anexado à bandeja de desiccator usando laços de cabo zip (setas vermelhas). (D) amostras quadradas de silício de 1 cm x 1 cm são colocadas em seus respectivos suportes. (E) A folha de alumínio e o medidor de pressão são colocados no desiccador na orientação mostrada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

  1. Para tratamento superficial, adquira amostras quadradas de 1 cm x 1 cm do material do substrato dos dispositivos.
    1. Para amostras de silício (selecionadas para este protocolo), corte o wafer de silício em quadrados de 1 cm x 1 cm usando uma máquina de dicing de wafer (ver Tabela de Materiais).
  2. Imprimir ou adquirir as peças 1A (Figura 1A, Arquivo de Codificação Suplementar 1, Arquivo de Codificação Suplementar 2) e 1B (Figura 1B, Arquivo de Codificação Suplementar 3, Arquivo de Codificação Suplementar 4).
  3. Conecte fita de poliimida de duas faces à peça 1A e conecte tira de espuma de 1/8" grossa com adesivo unilateral à peça 1B.
  4. Adere a embalagem do conector do dispositivo à fita na peça 1A.
    NOTA: A orientação ideal do conector na fita deixará a haste suspensa sobre a borda, como mostrado na Figura 4B.
  5. Fixar peça 1A e peça 1B juntas (Figura 4C). Alinhe os orifícios e fixe usando parafusos de aço inoxidável e porcas de asa (ver Tabela de Materiais).
  6. Usando laços zip, fixe o conjunto à bandeja de dessecador de vácuo usando os orifícios na parte inferior da peça 1A, como mostrado na Figura 4C.
  7. Se for o caso, coloque amostras de material quadrado nas fendas na parte inferior do quadro (Figura 4D). Aqui, amostras de wafer de silício de 1 cm x 1 cm quadrados são usadas como exemplo.
    NOTA: O material exato precisará corresponder ao substrato do dispositivo tratado, que variará dependendo do dispositivo.
  8. Complete a deposição em fase de gás colocando a solução em um recipiente apropriado dentro do desiccador de vácuo oposto e em linha com o conjunto protegido.
    NOTA: Os pratos de alumínio foram utilizados como recipientes para a deposição (3-Aminopropil)triethoxysilane (APTES), como exemplo aqui.
    1. Coloque um medidor de vácuo (ver Tabela de Materiais) dentro do dessecador para registrar a pressão exata. Posicione a porta da tampa do desiccator perto do conjunto protegido e em linha com a solução (Figura 4E).
      NOTA: Mais detalhes sobre este método de deposição em fase de gás estão descritos em uma referência49 publicada anteriormente.

2. Montagem de manuseio para reação superficial através de solução aquosa

NOTA: Os componentes e aparelhos montados para manuseio e retenção de dispositivos durante a deposição de fase aquosa e tratamento de superfície são ilustrados nas Figuras 5-7. As etapas a seguir detalharão o procedimento necessário para colocar os dispositivos no aparelho para deposição e tratamento.

figure-protocol-3
Figura 5: Montagem de peças impressas em 3D para manuseio de dispositivos funcionais para a reação superficial que ocorre em solução aquosa. (A) Peça guia a ser colada à tampa da placa de cultura. (B) A peça de bancada foi usada para estabilizar peças (C) e (D) durante a montagem. (C) e (D) juntos fixam a suspensão dos dispositivos para colocação na placa do poço. (E) segura ainda mais as peças (C) e (D) na tampa da placa do poço. A fita poliimida de dois lados foi colocada na porção inferior de (C), e a fita de espuma foi colocada na porção inferior de (D) (ambas encaixotadas em vermelho). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-4
Figura 6: Tampa da placa de cultura celular construída com 6 guias (peça 2A). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-5
Figura 7: Sequência para proteger e carregar sondas para reação da solução. A cor das peças foi alterada nesta figura para clareza dentro da imagem. Estas são as mesmas partes da Figura 5 e Figura 6. (A) A peça 2C é colocada na peça 2B, e o dispositivo é fixado na porção colada de 2C. (B) A peça 2D se encaixa na peça 2C para criar um conjunto que suspenda a haste do dispositivo. (C) O conjunto de 2C, 2D e o dispositivo é cuidadosamente posicionado sobre a tampa da placa do poço usando o guia. (D) A peça 2E cabe em cima do conjunto para fixar ainda mais a tampa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

  1. Construa uma tampa para a placa do poço para suspender a matriz de eletrodos do dispositivo na solução (Figura 6). Este protocolo descreve o uso de uma placa de 24 poços.
    1. Corte os orifícios retangulares de 19 mm x 10,5 mm na tampa da placa do poço usando um cortador a laser ou manualmente com um cortador de caixa. Combine o número de furos com o número de dispositivos desejados para o tratamento.
      NOTA: Para facilitar a montagem, recomenda-se tratar seis dispositivos por placa de poço, ou, no mínimo, colocar furos sobre poços não adjacentes (Figura 6).
    2. Imprima ou adquira o número adequado de guias (peça 2A (Figura 2A), Arquivo de Codificação Suplementar 5, Arquivo de Codificação Suplementar 6).
    3. Use adesivo de cianoacrilato para fixar guias na tampa. Alinhe os orifícios retangulares nas guias e tampas enquanto colagem para garantir que o orifício retangular do guia seja desobstruído, como mostrado na Figura 6.
  2. Encha a placa do poço com a solução desejada nos locais onde o tratamento ocorrerá. Para efeitos de exemplo, a solução é composta por EDC e Sulfo-NHS (ver Tabela de Materiais) no buffer MES.
    NOTA: O volume da solução dependerá das dimensões do dispositivo eletrodo. Para as matrizes de microeletrodes estilo Michigan (ver Tabela de Materiais) com conectores de baixo perfil de 8,6 mm e comprimento da haste de 3 mm, há ~9 mm de folga50. O uso de 2 mL de solução permitirá que a haste do dispositivo fique totalmente submersa, mantendo o restante do dispositivo fora da solução de reação.
    1. Se amostras de substrato estiverem sendo usadas para confirmar o tratamento superficial, coloque amostras de material quadrado em um poço da placa e submerse-as na solução de reação.
  3. Suspenda com segurança os dispositivos (ver Tabela de Materiais) em uma placa de poço. A sequência é mostrada na Figura 7.
    1. Peça de fita 2B (Figura 2B, Arquivo de Codificação Suplementar 7, Arquivo de Codificação Suplementar 8) para um bancada (Figura 7A).
    2. Coloque fita de poliímida de dupla face para cobrir a base da peça 2C (Figura 2C, Arquivo de Codificação Suplementar 9, Arquivo de Codificação Suplementar 10).
    3. Coloque fita de espuma de 1/8" com adesivo de lado único para cobrir a base da peça 2D (Figura 2D, Arquivo de Codificação Suplementar 11, Arquivo de Codificação Suplementar 12).
    4. Ajuste a peça 2C no sulco da peça 2B (Figura 7A).
    5. Adere à embalagem do conector do dispositivo na fita, orientada, para que o comprimento da haste do dispositivo seja suspenso (Figura 7B).
    6. Fixar o dispositivo deslizando peça 2D (mostrada em laranja na Figura 7) na peça 2C. Este conjunto segura efetivamente o dispositivo entre as peças da ferramenta (Figura 7B).
    7. Segurando as bordas do conjunto, levante cuidadosamente para remover da peça 2A.
    8. Coloque o conjunto na tampa alinhando os semicírculos voltados para fora nas peças 2C e 2D com as guias correspondentes na peça 2A (mostrada em verde na Figura 7C).
    9. Colocação de montagem segura por peça de encaixe de prensa 2E (Figura 2E) sobre os guias (mostrado em verde na Figura 7D, Arquivo de Codificação Suplementar 13, Arquivo de Codificação Suplementar 14).
    10. Para reações que se beneficiam da mistura contínua da solução, agitar a placa do poço. Transfira a placa de poço montada para uma mesa de agitação e corra a velocidades abaixo de 100 rpm.
  4. Se forem desejadas múltiplas reações baseadas em soluções ou passos de lavagem, transfira cuidadosamente a tampa para uma nova placa de poço com soluções desejadas distribuídas para os poços apropriados.
    NOTA: O passo 2.4 é opcional.
  5. Remova os dispositivos da placa do poço.
    1. Fita 2B para um banco.
    2. Retire a peça 2E da tampa.
    3. Remova cuidadosamente o conjunto que segura o dispositivo da placa do poço.
    4. Oriente a montagem, de modo que a peça 2C fique de frente para o banco e peça 2D virada para cima. A haste do dispositivo precisa ser paralela à bancada. Ajuste a peça 2C da montagem na peça 2B como foi concluída anteriormente (etapa 2.3.4) ao encaixar a montagem.
    5. Separe a peça 2D da peça 2C, separando-as cuidadosamente. Aplique uma leve pressão nas guias da peça 2C no banco para fornecer estabilidade para esta tarefa.
      NOTA: As guias de 2C são mais longas que as de 2D para facilitar esse manuseio.
    6. Use fórceps para segurar a embalagem do conector do dispositivo para remover da fita e transferir o dispositivo para o recipiente de armazenamento desejado.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Para demonstrar o uso dos componentes de manuseio, foi implementada a metodologia descrita para adaptar a imobilização de um mediador oxidante ao silício ativado. A aplicação desta química aos IMEs para reduzir o estresse oxidativo foi concebida por Potter-Baker et al. e demonstrada em sondas manequim de silício não funcionais40. Este tratamento superficial imobiliza o antioxidante, MnTBAP, para a superfície de silício ativada UV/ozônio através da funcionalidade de amina seguida de carbod...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O protocolo descrito foi projetado para o tratamento superficial de matrizes de microeletrodos planar de silício. As ferramentas impressas em 3D são personalizadas para matrizes de microeletrodos estilo Michigan com conectores de baixo perfil50. As sondas não funcionais foram montadas aderindo uma sonda de silício a guias impressas em 3D usando um adesivo biocompatível. As guias impressas em 3D foram projetadas com dimensões semelhantes aos conectores incorporados nos dispositivos disponíveis come...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

O conteúdo não representa as opiniões do Departamento de Assuntos dos Veteranos dos EUA, dos Institutos Nacionais de Saúde ou do Governo dos Estados Unidos.

Agradecimentos

Este estudo foi apoiado em parte pelo Merit Review Award IRX002611 (Capadona) e pelo Research Career Scientist Award IK6RX003077 (Capadona) do Departamento de Pesquisa e Desenvolvimento de Assuntos de Veteranos dos Estados Unidos (EUA). Além disso, este trabalho também contou com o apoio, em parte, do Instituto Nacional de Saúde, Instituto Nacional de Distúrbios Neurológicos e AVC R01NS110823 (Capadona/Pancrazio) e do Programa nacional de Bolsas de Pós-Graduação em Pesquisa (Krebs).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
1-[3-(Dimetilamino)propil]-3-etilcarbodiimida metiodeto (EDC)Sigma-Aldrich165344-1GSólido, armazenado desidratado a -20 &graus; C
15 mL Tubos de Centrífuga CônicosFisher Scientific14-959-70C
18 Libras de Cabo/Zip Ties de Nylon SólidoCole-ParmerEW-06830-66Comprimento 4 polegadas
2-(N-Morpholino)ácido etanossulfônico (MES)Sigma-Aldrich4432-31-9Sólido
3-aminopropiltrietoxissilano (APTES)Sigma-Aldrich440140-100MLLíquido, recipiente com Sure/ Vedação
de tubos de centrífuga cônicos de 50 mL FisherScientific14-959-49A
Folha de alumínioFisher Scientific01-213-103
Pratos de pesagem de alumínioFisher Scientific08-732-102Diâmetro 66 mm
Dessecador a vácuo Bel-ArtFisher Scientific08-594-15B
Placas de poços múltiplos tratadas com Corning Costar TCMillipore SigmaCLS3527-100EAPlaca de 24 poços, adesivo de cianoacrilato de poliestireno
LocTiteN/A
Microscópio DigitalKeyenceVHX-S750E
Disco DAD3350 DicingSaw DiscoDAD3350Usado para cortar wafer de silício em amostras de 1 cm x 1 cm
Fita de Poliimida Dupla FaceFita KaptonPPTDE-1/4¼ ” x 36 jardas.
EP21LVMed - composto epóxi de dois componentes de baixa viscosidadeMasterbondEP21LVMedAtende à certificação USP Classe VI, passa na ISO 10993-5 para citotoxicidade
Epilog Fusion Pro 48 Laser MachineEpilogN/ACO2 laser
Fita de espumaXFastenN/A1/8" de espessura
Gamry Interface 1010E PotenciostatoGamry992-00129
Pinça/fórceps de ponta muito fina cônica curva de alta precisão 45°Fisher Scientific12-000-131
Fita de laboratórioFisher Scientific15-901-10L
Mn(III)tetrakis (ácido 4-benzoico) porfirina (MnTBAP)EMD Millipore475870-25MGSólido, armazenado a -20 ° C
N-Hidroxisulfosuccinimida sal de sódio, ≥ 98% (HPLC)Sigma-Aldrich56485-250MGSólido, armazenado desidratado a 4° C
Ânodo de malha de nióbio revestido de platinaTechnicN/ARevestido com 125μ ” de platina de um lado, emoldurado em titânio com (1) 1 " x 6" pulseira de titânio centrada em uma pulseira de 6"
Matriz planar do microelétrodo do silicone da dimensão, 16 canaisNeuroNexusA1x16-3mm-100-177-CM16LPO material do local do elétrodo é irídio, espessura da pata é 15 μ m
SiliconWafer University Wafer1575Diâmetro 100 mm, tipo p, dopado com boro, 100 orientado, resistividade 0,01-0,02 Ohm-cm, espessura 525 um, polido de um lado, grau nobre
Eletrodo de referência de cloreto de prata/prataGamry Instruments930-00015
SolidworksN/A
Parafusos de cabeça chata Phillips de aço inoxidávelMcMaster Carr96877A629#8-32, 1 1/2",
água deionizada Tipo IChemWorldCW-DI1-20
Ultimaker 3 impressora 3DUltimaker  N/A
Ultimaker CuraUltimaker N/ASoftware de impressão 3D
Ultimaker NFC ABS FilamentDynamism, Inc.16212,85 mm
Ultimaker NFC PLA FilamentoDynamism, Inc.16092.85 mm
MedidorMedidor de vácuo Medidor diretoN/APreenchido com glicerina, 2-1/2" Tamanho do Mostrador, ¼ ” NPT, -30" Hg/-100kpa-0
Porcas borboletaEverbilt934917#8-32, zincadas
totalmente rosqueada de vácuo

Referências

  1. Donoghue, J. Bridging the brain to the world: A perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 398 (10081), 1821-1830 (2017).
  3. Ereifej, E. S., et al. Neural engineering: the process, applications, and its role in the future of medicine. Journal of Neural Engineering. 16 (6), 063002(2019).
  4. Nicolas-Alonso, L. F., Gomez-Gil, J. Brain computer interfaces, a review. Sensors (Basel). 12 (2), 1211-1279 (2012).
  5. Leuthardt, E. C., Schalk, G., Moran, D., Ojemann, J. G. The emerging world of motor neuroprosthetics: a neurosurgical perspective. Neurosurgery. 59 (1), 1-14 (2006).
  6. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014(2013).
  7. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  8. Prasad, A., et al. Comprehensive characterization and failure modes of tungsten microwire arrays in chronic neural implants. Journal of Neural Engineering. 9 (5), 056015(2012).
  9. Hermann, J. K., Capadona, J. R. Understanding the role of innate immunity in the response to intracortical microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  10. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 35 (28), 8049-8064 (2014).
  11. Sawyer, A. J., et al. The effect of inflammatory cell-derived MCP-1 loss on neuronal survival during chronic neuroinflammation. Biomaterials. 35 (25), 6698-6706 (2014).
  12. Prasad, A., Sanchez, J. C. Quantifying long-term microelectrode array functionality using chronic in vivo impedance testing. Journal of Neural Engineering. 9 (2), 026028(2012).
  13. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862-877 (2017).
  14. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  15. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  16. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, 622524(2021).
  17. Roitbak, T., Sykova, E. Diffusion barriers evoked in the rat cortex by reactive astrogliosis. Glia. 28 (1), 40-48 (1999).
  18. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  19. Cui, X., Martin, D. C. Electrochemical deposition and characterization of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on neural microelectrode arrays. Sensors and Actuators B: Chemical. 89 (1), 92-102 (2003).
  20. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. Journal of Neural Engineering. 3 (1), 59-70 (2006).
  21. Keefer, E. W., Botterman, B. R., Romero, M. I., Rossi, A. F., Gross, G. W. Carbon nanotube coating improves neuronal recordings. Nature Nanotechnology. 3 (7), 434-439 (2008).
  22. Kim, D. -H., Wiler, J. A., Anderson, D. J., Kipke, D. R., Martin, D. C. Conducting polymers on hydrogel-coated neural electrode provide sensitive neural recordings in auditory cortex. Acta Biomaterialia. 6 (1), 57-62 (2010).
  23. He, W., McConnell, G. C., Bellamkonda, R. V. Nanoscale laminin coating modulates cortical scarring response around implanted silicon microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 3 (4), 316-326 (2006).
  24. Azemi, E., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. The surface immobilization of the neural adhesion molecule L1 on neural probes and its effect on neuronal density and gliosis at the probe/tissue interface. Biomaterials. 32 (3), 681-692 (2011).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 034001(2018).
  27. Bedell, H. W., et al. Understanding the effects of both CD14-meditated innate immunity and device/tissue mechanical mismatch in the neuroinflammatory response to intracortical microelectrodes. Frontiers in Neuroscience. 12, 772(2018).
  28. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  29. Sridharan, A., Nguyen, J. K., Capadona, J. R., Muthuswamy, J. Compliant intracortical implants reduce strains and strain rates in brain tissue in vivo. Journal of Neural Engineering. 12 (3), 036002(2015).
  30. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  31. Harris, J. P., et al. In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 8 (4), 046010(2011).
  32. Shoffstall, A. J., et al. Characterization of the neuroinflammatory response to Thiol-ene/Acrylate shape memory polymer coated intracortical microelectrodes. Micromachines. 10, 486(2018).
  33. Simon, D. M., et al. Design and demonstration of an intracortical probe technology with tunable modulus. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 105 (1), 159-168 (2017).
  34. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry. B. 2 (17), 2517-2529 (2014).
  35. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  36. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 6 (9), 1-12 (2018).
  37. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34 (29), 7001-7015 (2013).
  38. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  39. Potter-Baker, K. A., Capadona, J. R. Reducing the "stress": Antioxidative therapeutic and material approaches may prevent intracortical microelectrode failure. ACS Macro Letters. 4 (3), 275-279 (2015).
  40. Potter-Baker, K. A., et al. Development of superoxide dismutase mimetic surfaces to reduce accumulation of reactive oxygen species for neural interfacing applications. Journal of Materials Chemistry B. 2 (16), 2248-2258 (2014).
  41. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily antioxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  42. Kim, Y., et al. Ventricular delivery of resveratrol improves microelectrode recording performance and reduces oxidative stress. Micromachines. 12, 1446(2021).
  43. Deku, F., et al. Amorphous silicon carbide ultramicroelectrode arrays for neural stimulation and recording. Journal of Neural Engineering. 15 (1), 016007(2018).
  44. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420(2018).
  45. Kim, Y., et al. Nano-architectural approaches for improved intracortical interface technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, 456(2018).
  46. Mahajan, S., et al. Towards standardization of electrophysiology and computational tissue strain in rodent intracortical microelectrode models. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 416(2020).
  47. Suresh, M. V., et al. The protective role of MnTBAP in oxidant-mediated injury and inflammation in a rat model of lung contusion. Surgery. 154 (5), 980-990 (2013).
  48. Liu, D., Shan, Y., Valluru, L., Bao, F. Mn (III) tetrakis (4-benzoic acid) porphyrin scavenges reactive species, reduces oxidative stress, and improves functional recovery after experimental spinal cord injury in rats: comparison with methylprednisolone. BMC Neuroscience. 14 (1), 23(2013).
  49. Munief, W. M., et al. Silane deposition via gas-phase evaporation and high-resolution surface characterization of the ultrathin siloxane coatings. Langmuir. 34 (35), 10217-10229 (2018).
  50. Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).
  51. Staros, J. V., Wright, R. W., Swingle, D. M. Enhancement by N-hydroxysulfosuccinimide of water-soluble carbodiimide-mediated coupling reactions. Analalytical Biochemistry. 156 (1), 220-222 (1986).
  52. Yuan, X., Wolf, N., Mayer, D., Offenhausser, A., Wordenweber, R. Vapor-phase deposition and electronic characterization of 3-Aminopropyltriethoxysilane self-assembled monolayers on silicon dioxide. Langmuir. 35 (25), 8183-8190 (2019).
  53. Montgomery, D. C. Design and Analysis of Experiments. Eighth edition. , John Wiley & Sons, Inc. (2013).
  54. Shoffstall, A. J., Capadona, J. R. Bio-inspired materials and systems for neural interfacing. Current Opinions in Biomedical Engineering. 6, 110-119 (2018).
  55. Skousen, J. L., Tresco, P. A. Neuroprosthetics. Theory and Practice 2nd Edition. , 259-299 (2017).
  56. Michelson, N. J., et al. multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001(2018).
  57. Hofmann, U. G., Capadona, J. R. Editorial: Bridging the gap in neuroelectronic interfaces. Frontiers in Neuroscience. 14, 457(2020).
  58. Usoro, J., Sturgill, B., Musselman, K., Capadona, J. R., Pancrazio, J. J. On the definition of 'chronic' for intracortical microelectrode array applications. Micromachines. 12 (8), 972(2021).
  59. Thompson, C. H., Saxena, A., Heelan, N., Salatino, J., Purcell, E. K. Spatiotemporal patterns of gene expression around implanted silicon electrode arrays. Journal of Neural Engineering. 18 (4), 1741(2021).
  60. Golabchi, A., Woeppel, K. M., Li, X., Lagenaur, C. F., Cui, X. T. Neuroadhesive protein coating improves the chronic performance of neuroelectronics in mouse brain. Biosensors and Bioelectronics. 155, 112096(2020).
  61. Zheng, X. S., et al. A superoxide scavenging coating for improving tissue response to neural implants. Acta Biomaterialia. 99, 72-83 (2019).
  62. Lee, H. C., et al. Foreign body response to intracortical microelectrodes is not altered with dip-coating of Polyethylene Glycol (PEG). Frontiers in Neuroscience. 11, 513(2017).
  63. Boehler, C., et al. Actively controlled release of Dexamethasone from neural microelectrodes in a chronic in vivo study. Biomaterials. 129, 176-187 (2017).
  64. Hess, A. E., et al. Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (5), 054009(2011).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Deposi o em Fase GasosaExposi o a Solu o AquosaFerramentas de Manuseio de DispositivosEspectroscopia de Imped ncia El tricaEspectroscopia de Fotoel trons por Raios XAn lise por ElipsometriaFuncionaliza o por AminasReticula o por Carbodiimida

Artigos relacionados