Artigo de método

Modelo Cirúrgico de Insuficiência Cardíaca com Fração de Ejeção Preservada em Miniporcos Tibetanos

DOI:

10.3791/63526

⸱

18 de fevereiro de 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute, 2Department of Cardiovascular Surgery, the First Affiliated Hospital, Jinan University, 3College of Veterinary Medicine, South China Agricultural University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O presente protocolo descreve um procedimento passo a passo para estabelecer um modelo miniporco de insuficiência cardíaca com fração de ejeção preservada usando constrição da aorta descendente. Os métodos para avaliação da morfologia, histologia e função cardíaca desse modelo de doença também são apresentados.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mais da metade dos casos de insuficiência cardíaca (IC) são classificados como insuficiência cardíaca com fração de ejeção preservada (ICFEP) em todo o mundo. Modelos animais de grande porte são limitados para investigar os mecanismos fundamentais da ICFEP e identificar potenciais alvos terapêuticos. Este trabalho fornece uma descrição detalhada do procedimento cirúrgico de constrição da aorta descendente (DAC) em miniporcos tibetanos para estabelecer um modelo animal de grande porte de ICFEP. Esse modelo utilizou uma constrição precisamente controlada da aorta descendente para induzir sobrecarga pressórica crônica no ventrículo esquerdo. O ecocardiograma foi utilizado para avaliar as alterações morfológicas e funcionais do coração. Após 12 semanas de estresse na DAC, o septo ventricular estava hipertrófico, mas a espessura da parede posterior estava significativamente reduzida, acompanhada de dilatação do ventrículo esquerdo. Entretanto, a fração de ejeção do VE dos corações modelo foi mantida em >50% durante o período de 12 semanas. Além disso, o modelo DAC exibiu dano cardíaco, incluindo fibrose, inflamação e hipertrofia de cardiomiócitos. Os marcadores de insuficiência cardíaca estavam significativamente elevados no grupo DAC. Esta ICFEP induzida por DAC em miniporcos é uma ferramenta poderosa para investigar mecanismos moleculares desta doença e para testes pré-clínicos.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A insuficiência cardíaca com fração de ejeção preservada (ICFEP) é responsável por mais da metade dos casos de insuficiência cardíaca e tornou-se um problema de saúde pública mundial1. Observações clínicas indicaram várias características críticas da ICFEP: (1) disfunção diastólica ventricular, acompanhada de aumento da rigidez sistólica, (2) fração de ejeção normal em repouso com prejuízo no desempenho do exercício e (3) remodelação cardíaca2. Os mecanismos propostos incluem desregulação hormonal, inflamação microvascular sistêmica, distúrbios metabólicos e anormalidades nas proteínas do sarcomérico e da matriz extracelular3. Entretanto, estudos experimentais têm demonstrado que a insuficiência cardíaca com fração de ejeção reduzida (ICDS) causa essas alterações. Estudos clínicos têm explorado os efeitos terapêuticos dos inibidores dos receptores da angiotensina e de fármacos no tratamento da ICDS na ICFEP 4,5. No entanto, abordagens terapêuticas únicas para ICFEP são necessárias. Em comparação com a compreensão dos sintomas clínicos, as alterações na patologia, bioquímica e biologia molecular da ICFEP permanecem pouco definidas.

Modelos animais de ICFEP têm sido desenvolvidos para explorar mecanismos, marcadores diagnósticos e abordagens terapêuticas. Animais de laboratório, incluindo porcos, cães, ratos e camundongos, podem desenvolver ICFEP, e diversos fatores de risco, incluindo hipertensão, diabetes mellitus e envelhecimento, foram selecionados como fatores de indução 6,7. Por exemplo, acetato de deoxicorticosterona, isolado ou combinado com dieta rica em gordura/açúcar, induz ICFEP em suínos 8,9. A sobrecarga de pressão ventricular é outra técnica utilizada para o desenvolvimento da ICFEP em modelos de animais de grande e pequeno porte10. Além disso, valores de corte específicos de FE para definir ICFEP têm sido adotados em todos os continentes nos últimos anos, como visto nas diretrizes da Sociedade Europeia de Cardiologia, American College of Cardiology Foundation/American Heart Association11, Japanese Circulation Society/Japanese Heart Failure Society12. Assim, muitos modelos previamente estabelecidos podem se tornar apropriados para estudos de ICFEP se os critérios clínicos forem adotados. Por exemplo, Youselfi et al., afirmaram que uma linhagem de camundongos geneticamente modificada, Col4a3-/-, era um modelo eficaz de HFpEF. Essa cepa desenvolveu sintomas cardíacos típicos da ICFEP, como disfunção diastólica, disfunção mitocondrial e remodelamento cardíaco13. Um estudo anterior utilizou uma dieta de alta energia para induzir remodelação cardíaca com uma faixa média de FE em macacos idosos14, caracterizada por distúrbio metabólico, fibrose e redução da actomiosina MgATPase no miocárdio. A constrição aórtica transversa (TAC) de camundongos é um dos modelos mais utilizados para mimetizar a cardiomiopatia ventricular induzida por hipertensão. O ventrículo esquerdo evolui de hipertrofia concêntrica com aumento da FE para remodelamento dilatado com redução da FE15,16. Os fenótipos transicionais entre esses dois estágios típicos sugerem que a técnica de constrição aórtica pode ser usada para estudar a ICFEP.

As características patológicas, a sinalização celular e os perfis de RNAm de um modelo suíno de ICFEP foram previamente publicados17. Aqui, um protocolo passo-a-passo é apresentado para estabelecer esse modelo e as abordagens para avaliar os fenótipos desse modelo. O procedimento está ilustrado na Figura 1. Resumidamente, o plano cirúrgico foi feito em conjunto pelo pesquisador principal, cirurgiões, técnicos de laboratório e equipe de cuidados com os animais. Os miniporcos foram submetidos a exames de saúde, incluindo exames bioquímicos e ecocardiografia. Após a cirurgia, foram realizados procedimentos anti-inflamatórios e analgésicos. Ecocardiografia, exame histológico e biomarcadores foram utilizados para avaliar os fenótipos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Instituto de Monitoramento de Animais de Laboratório de Guangdong (aprovação nº. IACUC2017009). Todos os experimentos com animais foram realizados seguindo o Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8th Ed., 2011, The National Academies, EUA). Os animais foram alojados em uma instalação credenciada pela AAALAC no Instituto de Monitoramento de Animais de Laboratório de Guangdong (licença nº. SYXK (YUE) 2016-0122, China). Seis miniporcos tibetanos machos (n = 3 cada para o grupo sham e grupo DAC, 25-30 kg de peso) foram usados para desenvolver o modelo de HFpEF.

1. Preparação de animais e instrumentos

  1. Aclimatar os animais ao local por 14 dias antes da cirurgia.
  2. Realizar exames de saúde, incluindo exames bioquímicos e ecocardiografia, antes da cirurgia. Excluir os animais com anormalidades cardíacas na estrutura (dilatação ou hipertrofia ventricular) e função (FE <50%) de acordo com o T/CALAS85-2020 Animais de laboratório - Diretrizes para a avaliação da saúde dos principais órgãos, como coração, fígado, rim e cérebro de grandes animais de laboratório (Associação Chinesa de Ciências Animais de Laboratório, China).
  3. Jejuar os animais por mais de 12 h antes da anestesia, não se alimentando no dia da cirurgia.
  4. Preparar a sala cirúrgica e os dispositivos (Figura 2). Verifique a estação de ventilação de anestesia, monitores veterinários e de pacientes, sistema de ultrassom veterinário, aspirador e outros dispositivos cirúrgicos. Autoclave a tesoura, pinça, afastadores, cabos de bisturi, cabeça do aspirador, agulhas cirúrgicas, etc. (ver Tabela de Materiais).

2. Sedação, intubação traqueal e canulação venosa

  1. Pesar os animais e calcular os fármacos anestésicos. Sedar os miniporcos com 1 mg/kg de injeção de zoletil (tiletamina e zolazepam injetáveis) e 0,5 mg/kg de injeção de cloridrato de xilazina (ver Tabela de Materiais).
  2. Conter e colocar os miniporcos na posição lateral direita sobre a mesa cirúrgica. Ligue o sistema de aquecimento para manter a temperatura corporal dos animais.
  3. Realizar o ecocardiograma (passo 5) e coletar 2 mL de amostras de sangue.
  4. Intubar os miniporcos com um tubo endotraqueal conectado a uma estação de ventilação de anestesia veterinária (Figura 3A) (ver Tabela de Materiais).
  5. Iniciar a ventilação a 8 mL/kg de volume corrente e 30 ciclos/min. Manter os animais com 1,5%-2,5% de isoflurano durante o procedimento cirúrgico.
  6. Estabelecer canulação intravenosa usando um cateter intravenoso periférico (26 G) (ver Tabela de Materiais) a partir de uma veia da orelha (geralmente a veia marginal da orelha, Figura 3B).
  7. Conecte o animal a um monitor veterinário.

3. Procedimento cirúrgico

  1. Faça a barba na região torácica esquerda. Aplicar 0,7% de iodo e álcool a 75% para preparar assepticamente a pele da escápula ao diafragma (Figura 3C).
  2. Coloque campos estéreis sobre a área cirúrgica.
  3. Administrar propofol (5 mg/kg) (ver Tabela de Materiais) por injeção intravenosa para manter a anestesia geral.
  4. Marque a incisão (~15 cm de comprimento) ao longo do 4º espaço intercostal antes da incisão da pele com eletrocautério.
  5. Abra o tórax usando uma combinação de cautério e dissecção romba do músculo e do tecido conjuntivo. Use um aspirador para remover o sangue durante a operação.
  6. Use um afastador de costelas para espalhar as costelas (Figura 3D).
  7. Localizar o segmento da aorta descendente torácica e determinar o local da constrição (Figura 3E). Utilizar duas suturas cirúrgicas 3-0 para contornar o segmento duas vezes (Figura 3F). Coloque três camadas de gaze médica entre a sutura e a aorta para evitar danos teciduais por suturas.
  8. Configure unidades de medida de pressão para determinar o grau de constrição (Figura 3F-H).
    NOTA: A unidade inclui um cateter que punciona a parede do vaso, tubo de conexão, transdutor de pressão e um monitor do paciente.
  9. Apertar a sutura cirúrgica ao redor do segmento da aorta descendente gradualmente para atingir o grau de constrição desejado. Deixe as leituras de pressão estabilizarem por 20 min e aperte permanentemente os nós cirúrgicos.
  10. Use um dreno torácico de drenagem para evacuar o ar e o excesso de líquidos na cavidade torácica.
  11. Fechar a parede torácica em planos, reaproximar as costelas e dividir os músculos com pontos absorvíveis.
  12. Verifique se há algum sangramento e garanta uma boa hemostasia.
  13. Aplicar um frasco de benzilpenicilina (800.000 unidades) (ver Tabela de Materiais) na área de operação pós-cirurgia.
  14. Monitorar a presença de piscar os olhos e o movimento dos membros do animal. Desconecte o ventilador, mas deixe o tubo endotraqueal. Monitorar a presença de respiração espontânea.
  15. Devolva o animal ao seu alojamento e deixe-o acordar automaticamente.

4. Cuidados pós-cirúrgicos

  1. Aplicar benzilpenicilina diariamente por 1 semana (20.000 U/kg).
  2. Aplicar 1 mg/kg de flunixina meglumina (ver Tabela de Materiais) diariamente durante 1 semana.
    NOTA: Analgésicos opioides e AINEs devem ser administrados no intra e pós-operatório.

5. Ecocardiografia transtorácica

  1. Sedar o animal com 1 mg/kg de zoletil.
  2. Coloque o animal em uma unidade de retenção móvel com uma tampa de lona.
    NOTA: A unidade de retenção móvel (ver Tabela de Materiais) tem quatro aberturas projetadas para estender os membros anteriores e posteriores do animal.
  3. Faça a barba no peito esquerdo do animal.
  4. Coloque os dedos no centro esquerdo do tórax para sentir o pulso apical. Aplique o gel ultra-sônico na área circundante.
  5. Coloque o transdutor phased array do sistema de ultrassom (3-8 Hz) no terceiro espaço intercostal. Mova o transdutor para uma direção anterior ou posterior e ajuste o ângulo da incisura.
  6. Identificar os átrios, ventrículos e aorta. Grave as imagens paraesternais de eixo longo dos modos B e M.
    NOTA: A imagem modo-B representa a secção transversal do ventrículo esquerdo ao nível do músculo papilar, e a imagem modo-M mostra o movimento do ventrículo esquerdo ao longo do tempo.
  7. Gire a cabeça do transdutor 90° no sentido horário para obter a visão paraesternal de eixo curto. Identificar o ventrículo esquerdo, o ventrículo direito e o músculo papilar. Grave as imagens dos modos B e M.
  8. Use a estação de trabalho fornecida pelo fabricante do sistema de ultrassom para avaliar a estrutura e a função cardíaca.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ecocardiografia
A estrutura e a função cardíaca foram avaliadas nas semanas 0, 2, 4, 6, 8, 10 e 12. Os registros em modo B e modo M da visão paraesternal de eixo curto são exibidos na Figura 4A. A medida ecocardiográfica incluiu espessura do septo ventricular (VST), espessura da parede posterior (PWT) e dimensão interna do ventrículo esquerdo (LVID). O TEV no final da diástole aumentou nos corações DAC, enquanto o PWT no final da diástole aumentou e depois diminuiu durant...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudo utilizou técnicas de DAC para desenvolver um modelo de HFpEF para miniporcos tibetanos. Um protocolo passo a passo de preparo de animais e instrumentos é apresentado aqui, incluindo sedação, intubação traqueal, canulação venosa, procedimento cirúrgico e cuidados pós-cirúrgicos. As técnicas de registro das imagens ecocardiográficas do coração modo B e modo M também são apresentadas. Após a DAC, o coração sofreu hipertrofia ventricular esquerda durante as semanas 4 e 6 e dilatação após a semana 8. A FEVE foi pr...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram não ter interesses concorrentes.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho foi apoiado pelo Programa de Ciência e Tecnologia de Guangdong (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), pelo Programa de Ciência e Tecnologia de Guangzhou (201804010206), pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (31672376, 81941002) e pelo Laboratório Chave de Animais de Laboratório da Província de Guangdong (2017B030314171).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sutura cirúrgica absorvívelPutong Jinhua Medical Co. Ltd, China4-0
Estação de ventilação de estesiaShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, ChinaWATO EX-35vet
AspiradorShanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, ChinaYX930D
BenzilpenicilinaSichuan Pharmaceutical. INC, ChinaH5021738
Descarte de tubo endotraqueal com manguitoShenzhen Verybio Co., Ltd, China20 cm, ID 0.9
Transdutor de descarteGuangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China
Lâmina de dissecaçãoShanghai  Médico  Instruments (Group) Co., Ltd, China
ElectrocautérioXangai  Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, ChinaGD350-B
Kit ELISA de ensaio imunoenzimáticoligado a enzima Cusabio Biotech Co., Ltd, ChinaCSB-E08594r
EosinSigma-Aldrich Corp.E4009
Flunixin megluminaShanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., ChinaShouyaozi (2012) - 090242103
FórcepsShanghai  Médico  Instruments (Group) Co., Ltd.,China
HematoxilinaSigma-Aldrich Corp.H3136
IsofluranoRWD Life Science Co., Ltd, ChinaVeteasy para animais
LaringoscópioTaixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, ChinaPara adultos
Luzes cirúrgicas LEDMingtai Medical Group, ChinaZF700
Leitor de microplacasThermo Fisher Scientific, EUAMultiskan FC
MicroscópioLeica, AlemanhaDM2500
Unidade de contenção móvelPersonalizadoN/AUma unidade de contenção móvel, feita por armação de metal e rodas, com uma cobertura de lona
Oxigênio Fornecedoreslocais, Guangzhou, China
ParaformaldeídoSigma-Aldrich Corp.
Monitor de pacientesShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinaBeneview T5
Cateter Intravenoso Periférico (IV)Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China26G X 16 mm
PropofolGuangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd.
Afastador de costelaShanghai  Médico  Instruments (Group) Co., Ltd.,China
RulerDeli  Fabricação  Empresa, China
Bisturi lida comXangai  Médico  Instrumentos (Grupo) Co., Ltd.,China
Tesouras (g)Xangai  Médico  Instrumentos (Grupo) Co., Ltd.,China
SuturaMedtronic-Coviden Corp.3-0, 4-0
gel ultrassônicoTianjin Xiyuansi Production Institute, ChinaTM-100
Monitor veterinárioShenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, ChinaePM12M Vet
Sistema de ultrassom veterinárioEsatoe, ItáliaMyLab30Equipado com transdutor phased array (3-8 Hz)
Injeção de cloridrato de xilazinaShenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., ChinaShouyaozi (2016) -07003
Zoletil injeçãoVirbac, FrançaZoletil 50Tiletamina e zolazepam para injeção
V900894H20051842

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
  2. Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
  3. Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
  4. Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
  5. Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
  6. Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  7. Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
  8. Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
  9. Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63(2016).
  10. Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
  11. Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
  12. Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure - Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
  13. Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
  14. Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
  15. Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
  16. Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
  17. Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727(2021).
  18. Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
  19. Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
  20. Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
  21. Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
  22. Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
  23. Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
  24. Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Constri o A rticaSobrecarga de Press oEcocardiografiaFibrose Card acaHipertrofia VentricularTroponina I Card acaModelo Cir rgico Animal

Artigos relacionados