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Artigo de método

Terapia fotodinâmica mediada por ácido 5-aminolevulínico em linhas celulares de tumor ósseo primário e metástases ósseas

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DOI:

10.3791/63644

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10 de maio de 2022

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1Laboratory of Cell Biology, Department of Orthopaedic Surgery, University Hospital of Tübingen, 2Department of Orthopaedic Surgery, University Hospital of Tübingen

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo apresenta uma abordagem metodológica passo a passo da exposição de linhagens de células metastáticas ósseas e tumores ósseos primários à terapia fotodinâmica (PDT) mediada por ácido 5-aminolevulínico. Os efeitos sobre o potencial de migração celular / invasividade, viabilidade, apoptose e potencial de senescência também são analisados após a exposição à PDT.

Resumo

As metástases ósseas estão associadas a mau prognóstico e baixa qualidade de vida para os pacientes afetados. A terapia fotodinâmica (TFD) surge como uma terapia não invasiva que pode atingir lesões ósseas metastáticas locais. Este trabalho apresenta um método in vitro para estudar o efeito da TFD em linhagens celulares aderentes. Para este fim, demonstramos uma abordagem passo a passo para submeter linhagens celulares de câncer metastático primário (tumor ósseo de células gigantes) e ósseo humano (derivadas de um carcinoma ductal primário invasivo de mama e carcinoma renal) a PDT mediada por ácido 5-aminolevulínico (5-ALA).

Após 24 h após a irradiação de 5-ALA-PDT (comprimento de onda de luz azul de 436 nm), o efeito terapêutico foi avaliado em termos de potencial de migração celular, viabilidade, características apoptóticas e parada do crescimento celular (senescência). Após a irradiação de 5-ALA-PDT, as linhagens celulares derivadas do músculo-esqueleto respondem de maneira diferente às mesmas doses e exposição à PDT. Dependendo da extensão do dano celular desencadeado pela exposição à PDT, dois destinos celulares diferentes - apoptose e senescência foram observados. A sensibilidade variável à terapia PDT entre diferentes linhagens celulares de câncer ósseo fornece informações úteis para selecionar configurações de PDT mais apropriadas em ambientes clínicos. Este protocolo foi desenvolvido para exemplificar o uso de PDT no contexto de linhagens celulares neoplásicas musculoesqueléticas. Pode ser ajustado para investigar o efeito terapêutico da PDT em várias linhagens de células cancerígenas e vários fotossensibilizadores e fontes de luz.

Introdução

As opções terapêuticas para metástases ósseas ainda são limitadas e desafiadoras, apesar dos desenvolvimentos contínuos no tratamento oncológico. O método padrão atual é a radioterapia, que está associada a complicações como eritema local, toxicidade para órgãos internos1 e fraturas insuficientes2. Há necessidade de terapias antineoplásicas alternativas, pois pacientes com metástases ósseas frequentemente sofrem de dor, hipercalcemia e sintomas neurológicos que resultam em mobilidade prejudicada e redução da qualidade de vida3. Descobertas recentes demonstram que a TFD oferece uma opção de tratamento antineoplásico alternativa e promissora para atingir diretamente as lesões ósseas, que podem ser usadas isoladamente ou de suporte à radioterapia4.

O mecanismo da TFD é essencialmente baseado em uma transferência de energia de um composto fotossensível excitado pela luz (fotossensibilizador) para o oxigênio do tecido. Este fotossensibilizador funciona de forma semelhante a um capacitor em nível nanoscópico. Ele pode armazenar energia em um estado fundamental quando irradiado com um comprimento de onda apropriado de luz e libera energia armazenada quando retorna de um estado excitado para o estado fundamental original5. A energia liberada leva a duas reações fotoquímicas: uma é a transformação do oxigênio em radicais reativos de oxigênio pela transferência de hidrogênio ou um elétron. A segunda é a produção de partículas de oxigênio singlete por transferência horizontal de energia do substrato fotossensibilizador para partículas locais de oxigênio tripleto6. Os radicais reativos de oxigênio e as moléculas singlete de oxigênio têm efeitos altamente citotóxicos nas células tumorais locais e induzem oclusão vascular e resposta inflamatória local por apoptose de células endoteliais de vasos sanguíneos tumorais7.

Os fotossensibilizadores convencionais são derivados da família das porfirinas, como as hematoporfirinas e as benzoporfirinas8. A aplicação de substâncias fotossensibilizadoras com maior afinidade ao tecido tumoral pode aumentar a seletividade da TFD9 anos. Em particular, o 5-ALA, que é um precursor biossintético da protoporfirina IX, pode se acumular em células tumorais, como ceratose actínica, carcinoma basocelular, tumor de bexiga e câncer gastrointestinal5. Diferentes abordagens de entrega usando 5-ALA também podem variar a eficiência da PDT em relação à localização do tumor. Assim, o uso tópico de 5-ALA com a aplicação de TFD tornou-se a terapia dermatológica de primeira linha contra a ceratose actínica10. Resultados recentes para metástases ósseas de linhagens celulares invasivas de câncer de mama ductal indicam possível inibição da migração celular e indução de apoptose após exposição à TFD com 5-ALA11. No entanto, o uso de PDT em tecido humano subfascial, como tecido ósseo, ainda está em seu estágio clínico pré-clínico a experimental, pois a eficácia precisa ser melhorada. Aplicações de nanopartículas com terapia à base de luz já apresentam grande impacto na odontologia12. Assim, é provável que a combinação do uso de nanopartículas com PDT expanda sua gama de aplicações para a oncologia ortopédica.

O protocolo a seguir descreve como preparar células originárias de tumores ósseos primários e linhas celulares de metástases ósseas e submetê-las a PDT mediada por 5-ALA por um tempo de exposição predefinido. Uma descrição detalhada de como realizar e avaliar o potencial de migração celular, vitalidade e senescência após a irradiação de 5-ALA-PDT também está incluída. As instruções passo a passo fornecem uma abordagem direta e concisa para adquirir dados confiáveis e reprodutíveis. As vantagens, limitações e perspectivas futuras da abordagem da TFD para lesões neoplásicas ósseas também são discutidas.

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Protocolo

Três tipos diferentes de linhagens celulares foram empregadas: "MAM" - uma linha celular originada de metástases ósseas de carcinoma de células renais, "MAC" - metástases ósseas de um carcinoma ductal invasivo de mama e "17-1012" - um tumor de células gigantes do osso. Células-tronco mesenquimais derivadas da medula (MSCs) foram usadas como grupo controle. A aprovação institucional e ética foi obtida antes do início do estudo (número do projeto: 008/2014BO2 - para as linhagens de células cancerígenas e número do projeto: 401/2013 BO2 para MSCs).

1. Cultura de células

NOTA: Os meios de cultura podem ser preparados com antecedência. O meio de cultura para MAM e 17-1012 consiste em RPMI suplementado com 10% (v/v) de soro fetal bovino (FBS) e 2 mM de L-glutamina. O meio de cultura para CAM e MSCs consiste no meio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) com substituto de glutamina (ver Tabela de Materiais), 4,5 g/L de D-glicose suplementado com 10% (v/v) de FBS.

  1. Colher e passar células até atingir 80% de confluência.
  2. Lave as células com 5 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) e aspire o PBS do frasco usando uma pipeta.
    NOTA: Esta etapa garante a remoção do meio completo residual contendo inibidores de protease.
  3. Adicione 3 mL de tripsina-EDTA a 0,05% (v / v) para dissociar as células aderentes do fundo do frasco em que são cultivadas.
  4. Incubar os frascos durante 5 min a 37 °C numa atmosfera humidificada com 5% de CO2.
  5. Observe o descolamento da célula sob um microscópio de contraste de fase.
    NOTA: O tempo de incubação deve ser ajustado para cada tipo de célula. Prevenir a exposição celular à solução de tripsina por períodos mais longos (>10 min).
  6. Pare a tripsinização adicionando 3 mL de meio de cultura.
    NOTA: Certifique-se de adicionar o meio de cultura apropriado para cada tipo de célula contendo 10% (v/v) de FBS.
  7. Transferir as células separadas para um tubo de centrifugação e centrifugá-las durante 7 min a 350 × g a 7 °C.
  8. Descarte o sobrenadante.
  9. Ressuspenda o pellet de células em 1 mL de meio de cultura e conte as células usando um hemocitômetro conforme descrito anteriormente13.

2. Configuração e exposição do PDT

  1. Prepare o dispositivo PDT (consulte a Tabela de Materiais) conectando todos os cabos e acessórios.
  2. Diminua a luz na sala para evitar dissipação de luz desnecessária.
  3. Posicione e estabilize a fibra leve com o auxílio de fita adesiva diretamente no topo da placa do poço.
    NOTA: Uma distribuição uniforme das fibras leves no topo dos poços é desejada para garantir que todas as células sejam irradiadas e recebam a mesma quantidade de energia (Figura 1).
  4. Certifique-se de não dobrar ou danificar severamente a fibra leve, pois isso pode levar a uma redução na intensidade da luz.
  5. Cubra as placas do poço com papel alumínio para minimizar a dissipação de luz.
  6. Ligue o dispositivo PDT pressionando o botão ON/OFF .
  7. Insira o cartão medido no slot na parte frontal do dispositivo PDT.
    NOTA: Um cartão medido é fornecido com o dispositivo correspondente ao tempo de exposição de 300 s. Um programa adicional de 2.000 s é integrado automaticamente ao dispositivo PDT. Para ambos os tempos de exposição, a luz é fornecida em modo de saída contínua durante os períodos indicados.
  8. Certifique-se de que o temporizador no visor da caixa de luz PDT mude para o tempo prescrito indicado no cartão medido.
  9. Inicie o tratamento PDT pressionando o pedal incorporado.
    NOTA: Uma função de parada automática é incorporada ao dispositivo e o sistema funciona automaticamente. Não interrompa o processo de luz ou remova a fibra leve antes da conclusão do ciclo. Na conclusão do ciclo de luz, o obturador da fonte de luz é fechado e nenhuma outra luz é fornecida.

3. Ensaio de migração

  1. Células-semente da seguinte forma: 2 × 104 células - MAC, 1 × 104 células - MAM, 3 x 104 - 17-1012 e 2,5 × 104 - MSCs em cada inserção de cultura de 2 câmaras integrada em placas opacas de fundo F de 6 poços.
  2. Incubar as células a 37 °C, 5% de CO2 por 24 h. Remova as inserções depois.
    NOTA: Para ter um ponto de referência inicial para a migração e o tamanho inicial da lacuna imparcial, uma placa separada, que não será submetida a mais exposição a 5-ALA-PDT (etapas 3.3-3.4), mas diretamente corada e quantificada (etapas 3.5-3.12), é empregada.
  3. Substitua o meio por meio fresco sem FBS contendo 1 mM de 5-ALA.
  4. Incubar as células a 37 °C, 5% de CO2 durante 4 h.
    NOTA: Como controles, poços adicionais devem ser cobertos concomitantemente com meio sem 5-ALA.
  5. Sujeitar as células a PDT com luz azul (436 nm, 36 J/cm2) em modo de saída contínua para períodos de tempo predefinidos de 300 s ou 2.000 s, conforme indicado na seção 2.
    NOTA: As placas que não estão sujeitas à exposição à PDT devem ser empregadas como controles.
  6. Incubar as células a 37 °C, 5% de CO2 por 24 h.
    NOTA: Verifique as células periodicamente para avaliar o grau de migração para cada tipo de célula. Isso deve ser otimizado para cada linha celular.
  7. Lave as células com 1,5 mL de PBS e remova completamente o PBS depois.
  8. Fixe as células adicionando e incubando as células com 1,5 mL de paraformaldeído a 4% (v / v) em PBS por 10 min.
  9. Adicione 1,5 mL de etanol a 70% (v/v) e incube por 10 min.
  10. Descarte o etanol e deixe as placas secarem ao ar livre em temperatura ambiente por 10 min.
  11. Incubar as células com 1,5 mL de corante azul de Coomassie a 0,2% (v/v) em etanol a 90% (v/v) por 20 min.
  12. Lave as placas com água bidestilada
    NOTA: Para lavar bem as placas e remover os detritos restantes, mergulhe-as totalmente 2 a 3 vezes em água limpa e bidestilada
  13. Deixe as placas secarem ao ar livre em temperatura ambiente por 24 h.
    NOTA: Nesta fase, as placas secas podem ser armazenadas em temperatura ambiente por pelo menos várias semanas.
  14. Visualize e fotografe a migração de células para lacunas com um microscópio de contraste de fase inversa com ampliação de 10 vezes.
    NOTA: Observe e fotografe a migração de células vivas por até 24 h após a exposição ao 5-ALA-PDT. No entanto, as células fixas podem ser armazenadas e fotografadas posteriormente.
  15. Exportar as imagens no formato desejado e quantificar as lacunas usando um software para processamento e análise de imagens científicas, conforme descrito anteriormente14.

4. Ensaio de viabilidade

  1. Semeie todas as células a uma densidade de 1,5 × 104 em placas de 96 poços em 50 μL de meio de cultura.
  2. Incubar as células a 37 °C, 5% de CO2 durante 24 h numa incubadora de cultura de células padrão.
  3. Adicione mais 50 μL de meio de cultura livre de FBS contendo 5-ALA a uma concentração final de 1 mM.
  4. Incubar as células a 37 °C, 5% de CO2 durante 4 h numa incubadora de cultura celular padrão.
    NOTA: Use concentração 2x, pois as células já estão cobertas com 50 μL de meio de cultura. Deve ser incluído um controlo com meio de cultura.
  5. Sujeitar as células à exposição PDT com luz azul (436 nm, 36 J/cm2) em modo de saída contínua para períodos de tempo predefinidos de 300 s ou 2,000 s, conforme indicado na seção 2.
    NOTA: Um controle negativo que não esteja sujeito à exposição à PDT também deve ser incluído.
  6. Incubar as células irradiadas a 37 °C, 5% de CO2 durante 24 h numa incubadora de cultura de células padrão.
  7. Adicione 15 μL de reagente MTS nas células e incube as células por 90 min a 37 °C, 5% de CO2.
  8. Medir a absorvância com um leitor de espectrofotómetro no comprimento de onda de 490 nm.

5. Ensaio de parada / senescência do crescimento celular (atividade de β-galactosidase (β-Gal))

NOTA: Todos os reagentes e tampões usados aqui foram fornecidos no kit de ensaio (consulte a Tabela de Materiais).

  1. Semeie as células a uma densidade de 1,5 × 104 em placas de 96 poços em 100 μL de meio de cultura. Incubar as células durante 24 h, 37 °C, 5% de CO2 numa incubadora de cultura celular padrão.
  2. Adicionar 100 μL de meio fresco isento de FBS com 5-ALA a uma concentração final de 1 mM e incubar por 4 h a 37 °C, 5% de CO2.
    NOTA: Como controles, os poços separados devem ser cobertos concomitantemente com meio fresco sem fotossensibilizador 5-ALA.
  3. Sujeitar as células à exposição PDT com luz azul (436 nm, 36 J/cm2) em modo de saída contínua para períodos de tempo predefinidos de 300 s ou 2,000 s, conforme indicado na seção 2.
    NOTA: Uma placa de controle negativo que não seja exposta à PDT também deve ser incluída.
  4. Incubar as células durante 24 h a 37 °C, 5% de CO2 numa incubadora de cultura de células padrão.
  5. Descarte o meio e lave as células duas vezes com PBS.
  6. Cubra as células com 100 μL de tampão de lise celular 1x e incube por 5 min a 4 ° C.
  7. Centrifugar o lisado a 350 × g 1 durante 10 min a 4 °C e recolher o sobrenadante.
  8. Pipete 50 μL do sobrenadante para uma nova placa de 96 poços e adicione mais 50 μL de tampão de ensaio 2x.
  9. Coloque a nova placa de 96 poços em uma incubadora de 37 °C por 1,5 h.
    NOTA: Os patês devem ser protegidos da luz para evitar o fotobranqueamento.
  10. Transfira 50 μL da mistura para uma placa de 96 poços de parede opaca e adicione 200 μL de solução de parada.
  11. Medir a absorvância com um leitor de microplacas de fluorescência a uma excitação de 360 nm/emissão de 465 nm.

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Resultados

Após a exposição ao 5-ALA PDT, o grupo controle MSC não mostrou nenhum efeito notável em termos de migração após a irradiação do 5-ALA PDT (Figura 2A, i, v, ix). Em contraste, as células MAC (Figura 1B e Figura 2A, iii, vii, xi) e 17-1012 (Figura 1B e Figura 2A, ii, vi, x) exibiram uma diminuição no potencial de migração pa...

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Discussão

Apesar das opções de tratamento atuais, a resposta terapêutica do câncer é variável, defendendo novas abordagens ou mesmo terapias combinadas para tratar metástases ósseas, preservando a estrutura inicial do tecido. Nesse contexto, a TFD é uma alternativa promissora. De um ponto de vista simplista, a PDT é composta por dois componentes básicos: (1) um corante sensível à luz não tóxico denominado fotossensibilizador (PS) e (2) uma fonte de luz externa de comprimento de onda apropriado que...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

Agradecemos aos nossos coautores das publicações originais por sua ajuda e apoio.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cartão medido de 300 s para PDTIlluminOss Medical Inc., East Providence, Rhode Insland, EUAn/ahttp://www.illuminoss.com
fotossensibilizador de ácido 5-aminolevulínico (5-ALA)Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, EUAA7793Placas de 10 mg
e 6 poçosGreiner Bio-One, Frickenhausen, Alemanha657160
Corrediças de câmara de 8 poçosSARSTEDT AG & Co. KG, Munique, Alemanha94.6140.802
96 Placas de poço (F-buttom)Greiner Bio-One, Frickenhausen, Alemanha655180
CellTiter 96 Solução Aquosa Aquosa
Proliferação Celular
Ensaio (MTS-Ensaio)		Promega, Fitchburg,
Wisconsin, EUA		G3580
Ensaio de Senescência CelularBiotrend Chemikalien GmbH, Kö ln, AlemanhaCBA-231Ensaio quantitativo de ß-galactosidase associada à senescência
Coomassie Brilliant Blue R250Sigma-Aldrich, St Louis, Missouri, EUA350550,5% (p/v)
Inserções de cultura 2Wellibidi GmbH, Grä felfing, Alemanha80209
DMEM (1x) + GlutaMax-ILife Technologies, Carlsbad, Kalifornien, EUA31966-021
Soro fetal bovino (FBS)Sigma-Aldrich, St Louis, Missouri, EUAF7524
Leitor de microplacas de fluorescênciaPromega, Madison, Wisconsin, EUAGlowMAx®,
GM3510
HemocitômetroHecht Assistent, Sondheim, Deutschland4042
ImageJNational Institutes of Health, Be-thesda, Maryland, EUAImageJ (versão: 1.53a)Software para processamento e análise de imagens científicas; https://imagej.net/
Microscópio de contraste de fase inversaLeica, Wetzlar, AlemanhaDM IMBRE 100
Metanol AnulaR NormapurVWR, Fontenay-Sous-Bois, França20847.307
ParaformaldeídoSigma-Aldrich, St Louis, Missouri, EUA15812795% de pureza
(caixa de luz e acessórios)IlluminOss Medical Inc., East Providence, Rhode Insland, EUAn/aLuz azul 436 nm, 36 J/cm2 http://www.illuminoss.com
Penicilina-estreptomicinaThermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA15140-12210.000 U/mL de penicilina
10.000 μ g / mL de estreptomicina
Solução salina tamponada com fosfato (PBS)Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA10010-015
RPMI 1640Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA21875034
Espectrofotômetro / leitor de microplacasBioTek Instruments GmbH, Bad Friedrichshall, AlemanhaEL800
Corante azul de tripano 0,4%Sigma-Aldrich, St Louis, Missouri, EUAT8154
Trypsin-EDTA 10xSigma-Aldrich, St Louis, Missouri, EUAT4174
em pó, dispositivo PDT de

Referências

  1. Milano, M. T., Constine, L. S., Okunieff, P. Normal tissue tolerance dose metrics for radiation therapy of major organs. Seminars in Radiation Oncology. 17 (2), 131-140 (2007).
  2. Higham, C. E., Faithfull, S. Bone health and pelvic radiotherapy. Clinical Oncology. 27 (11), 668-678 (2015).
  3. von Moos, R., et al. Pain and health-related quality of life in patients with advanced solid tumours and bone metastases: integrated results from three randomized, double-blind studies of denosumab and zoledronic acid. Supportive Care in Cancer. 21 (12), 3497-3507 (2013).
  4. Stewart, F., Baas, P., Star, W. What does photodynamic therapy have to offer radiation oncologists (or their cancer patients). Radiotherapy and Oncology. 48 (3), 233-248 (1998).
  5. Dolmans, D. E. J. G. J., Fukumura, D., Jain, R. K. Photodynamic therapy for cancer. Nature Reviews Cancer. 3 (5), 380-387 (2003).
  6. Kwiatkowski, S., et al. Photodynamic therapy-mechanisms, photosensitizers and combinations. Biomedicine and Pharmacotherapy. 106, 1098-1107 (2018).
  7. Huang, Z., et al. Photodynamic therapy for treatment of solid tumors--potential and technical challenges. Technology in Cancer Research and Treatment. 7 (4), 309-320 (2008).
  8. Kou, J., Dou, D., Yang, L. Porphyrin photosensitizers in photodynamic therapy and its applications. Oncotarget. 8 (46), 81591-81603 (2017).
  9. Josefsen, L. B., Boyle, R. W. Photodynamic therapy: novel third-generation photosensitizers one step closer. British Journal of Pharmacology. 154 (1), 1-3 (2008).
  10. Dragieva, G., et al. A randomized controlled clinical trial of topical photodynamic therapy with methyl aminolaevulinate in the treatment of actinic keratoses in transplant recipients. British Journal of Dermatology. 151 (1), 196-200 (2004).
  11. Sachsenmaier, S. M., et al. Assessment of 5-aminolevulinic acid-mediated photodynamic therapy on bone metastases: an in vitro study. Biology. 10 (10), 1020(2021).
  12. Mitsiadis, T. A., Woloszyk, A., Jiménez-Rojo, L. Nanodentistry: combining nanostructured materials and stem cells for dental tissue regeneration. Nanomedicine. 7 (11), 1743-1753 (2012).
  13. Ricardo, R., Phelan, K. Counting and determining the viability of cultured cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (16), e752(2008).
  14. Nunes, J. P. S., Dias, A. A. M. ImageJ macros for the user-friendly analysis of soft-agar and wound-healing assays. BioTechniques. 62 (4), 175-179 (2017).
  15. Dai, T., et al. Concepts and principles of photodynamic therapy as an alternative antifungal discovery platform. Frontiers in Microbiology. 3, 120(2012).
  16. Chen, X., Zhao, P., Chen, F., Li, L., Luo, R. Effect and mechanism of 5-aminolevulinic acid-mediated photodynamic therapy in esophageal cancer. Lasers in Medical Science. 26 (1), 69-78 (2011).
  17. Bacellar, I. O., Tsubone, T. M., Pavani, C., Baptista, M. S. Photodynamic efficiency: from molecular photochemistry to cell death. International Journal of Molecular Sciences. 16 (9), 20523-20559 (2015).
  18. Song, Y. S., Lee, B. Y., Hwang, E. S. Dinstinct ROS and biochemical profiles in cells undergoing DNA damage-induced senescence and apoptosis. Mechanisms of Ageing and Development. 126 (5), 580-590 (2005).
  19. Faber, J., Fonseca, L. M. How sample size influences research outcomes. Dental Press Journal of Orthodontics. 19 (4), 27-29 (2014).
  20. Anker, H. S. Biological aspects of cancerby Julian Huxley. Review. Perspectives in Biology and Medicine. 2 (2), 246(1959).
  21. Alizadeh, A. A., et al. Toward understanding and exploiting tumor heterogeneity. Nature Medicine. 21 (8), 846-853 (2015).
  22. McGranahan, N., Swanton, C. Clonal heterogeneity and tumor evolution: past, present, and the future. Cell. 168 (4), 613-628 (2017).
  23. Dai, Z., et al. Research and application of single-cell sequencing in tumor heterogeneity and drug resistance of circulating tumor cells. Biomarker Research. 8 (1), 60(2020).
  24. Barron, G. A., Moseley, H., Woods, J. A. Differential sensitivity in cell lines to photodynamic therapy in combination with ABCG2 inhibition. Journal of Photochemistry and Photobiology. 126, 87-96 (2013).
  25. Perry, R. R., et al. Sensitivity of different human lung cancer histologies to photodynamic therapy. Cancer Research. 50 (14), 4272-4276 (1990).
  26. Choi, B. -H., Ryoo, I. -G., Kang, H. C., Kwak, M. -K. The sensitivity of cancer cells to pheophorbide a-based photodynamic therapy is enhanced by NRF2 silencing. PLoS One. 9 (9), 107158(2014).
  27. Du, K. L., et al. Preliminary results of interstitial motexafin lutetiuç mediated PDT for prostate cancer. Lasers in Surgery and Medicine. 38 (5), 427-434 (2006).
  28. Gunaydin, G., Gedik, M. E., Ayan, S. Photodynamic therapy-current limitations and novel approaches. Frontiers in Chemistry. 9, 691697(2021).
  29. Fisher, C., et al. Photodynamic therapy for the treatment of vertebral metastases: a phase I clinical trial. Clinical Cancer Research. 25 (19), 5766-5776 (2019).
  30. Cochrane, C., Mordon, S. R., Lesage, J. C., Koncar, V. New design of textile light diffusers for photodynamic therapy. Materials Science and Engineering: C. 33 (3), 1170-1175 (2013).
  31. Wen, J., et al. Mitochondria-targeted nanoplatforms for enhanced photodynamic therapy against hypoxia tumor. Journal of Nanobiotechnology. 19 (1), 440(2021).
  32. Li, W. -P., Yen, C. -J., Wu, B. -S., Wong, T. -W. Recent advances in photodynamic therapy for deep-seated tumors with the aid of nanomedicine. Biomedicines. 9 (1), 69(2021).
  33. Ozdemir, T., Lu, Y. -C., Kolemen, S., Tanriverdi-Ecik, E., Akkaya, E. U. Generation of singlet oxygen by persistent luminescent nanoparticle-photosensitizer conjugates: a proof of principle for photodynamic therapy without light. ChemPhotoChem. 1 (5), 183-187 (2017).
  34. Abrahamse, H., Hamblin, M. R. New photosensitizers for photodynamic therapy. The Biochemical Journal. 473 (4), 347-364 (2016).
  35. Kim, M. M., Darafsheh, A. Light sources and dosimetry techniques for photodynamic therapy. Photochemistry and Photobiology. 96 (2), 280-294 (2020).
  36. Saravana-Bawan, S., David, E., Sahgal, A., Chow, E. Palliation of bone metastases-exploring options beyond radiotherapy. Annals of Palliative Medicine. 8 (2), 168-177 (2019).
  37. Wise-Milestone, L., et al. Local treatment of mixed osteolytic/osteoblastic spinal metastases: is photodynamic therapy effective. Breast Cancer Research and Treatment. 133 (3), 899-908 (2012).
  38. Dentro, S. C., et al. Characterizing genetic intra-tumor heterogeneity across 2,658 human cancer genomes. Cell. 184 (8), 2239-2254 (2021).

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